Name: Un modelo murino de entrenamiento de los músculos mediante la estimulación eléctrica neuromuscular (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: Aprende a entrenar músculos en ratones mediante estimulación eléctrica neuromuscular adaptando electrodos clínicos. Este modelo permite investigar la fisiología muscular y desarrollar protocolos para rehabilitación clínica.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH) de K12 Físicos y Terapeutas Ocupacionales-Oportunidades en Formación Integral de Rehabilitación de Investigación (K12 HD055931), la Fundación de Terapia Física y el Pittsburgh Claude D. Pepper estadounidenses mayores de la Independencia Centro (P30 AG024827 ).

1. Preparación de electrodos <ul><li> Un corte de 1 cm x 1 cm de sección de la placa de circuito del vector. </li><li> Estabilizar 2 pines wirewrap con un férreo control, con alfileres espaciadas aproximadamente 3,5 mm. Los extremos bifurcados de los pasadores debe quedar hacia arriba. </li><li> Doble wirewrap clavijas en un ángulo de 90 °, aproximadamente a medio camino a lo largo de su longitud, con unos alicates de punta fina. </li><li> Exponer los cables de cobre de conectores, de aproximadamente 7 cm de la conexión del conductor, al despojar el aislamiento del cable. </li><li> Soldadura uno de los hilos de cobre al extremo bifurcado de uno de los pasadores wirewrap. Repita el paso de soldadura para el pasador de wirewrap otro. </li><li> Tire de tubería de encogimiento en la conexión entre los cables de cobre con soldadura y alfileres de oro con el fin de aislar y estabilizar. Calentar el tubo con la punta del soldador. </li><li> Inserte las puntas de los pasadores sin soldar wirewrap en las aberturas adyacentes de la placa de circuito protoboard. </li><li> Asegurarse de que los pasadores wirewrap son paralelas entre sí y ptick a través de la protoboard de tal manera que las puntas se encuentran a la misma distancia cuando se coloca a través del tablero. </li><li> Insertar los extremos de los pernos de soldadura en epoxi transparente. Deje que el epoxi cure durante aproximadamente 10 minutos, o hasta que esté completamente seco. </li><li> Repetir la aplicación de epoxi hasta que los pasadores y el tablero de circuito vectores están completamente embebido con el fin de proporcionar la integridad estructural y alivio de tensión para los hilos conductores. </li><li> La arena de la resina epoxi utilizando una lima de metal para exponer las puntas de los pasadores de oro. </li><li> Utilice un multímetro para asegurarse de que los dos cables no son eléctricamente cortocircuito y que los cables tienen la continuidad adecuada </li><li> Conecte el electrodo lleva desde el dispositivo a la EENM conector hembra de alambre de 2 vías (cable de Pomona parche). </li></ul> 2. Preparación de Animales <ul><li> Los animales son anestesiados mediante inhalación usando 2% isofluorano (Abbott Laboratories, North Chicago, IL) en 100% de O 2 de gas. El animal debe permanecer anestesiado todo tque la EENM sesión. </li><li> Antes de iniciar el protocolo de EENM realizar un pellizco dedo para asegurar que el animal está totalmente anestesiado. </li><li> Animal, debe comprobarse periódicamente la respuesta a la estimulación con el fin de garantizar el nivel de anestesia es suficiente. La anestesia se debe ajustar según sea necesario. Movimiento distinto del de la pierna estimulada, cambios en la profundidad respiratoria, y el color de las membranas mucosas todos deben ser evaluados periódicamente para controlar la profundidad de la anestesia. </li><li> Coloque el animal en decúbito lateral. </li><li> Aplicar lubricante oftálmica a los ojos con el fin de impedir el secado de córnea durante el procedimiento. </li><li> Afeitar el área de las extremidades traseras a tratar, y limpie con alcohol. </li><li> Limpie el electrodo con un 3% de lejía, luego enjuague con agua. </li><li> Aplique una capa de gel conductor sobre el lugar donde se aplica el electrodo. Vuelva a aplicar cuando sea necesario a través del protocolo de EENM para garantizar el flujo de corriente entre el electrodo y la piel. </li><li> Una lámpara de calor or capa de agua circulante se debe utilizar para mantener los rangos normales corporal. </li><li> Nota: Todos los procedimientos han sido revisados ​​y aprobados por el Cuidado de Animales de la Universidad de Pittsburgh y el Comité Institucional de Uso y actuó en PHS a los asegurados ya AAALAC Int. programa acreditado e instalaciones. </li></ul> 3. Estímulo <ul><li> Posicionamiento del electrodo: <ul><li> Para la estimulación de los músculos del compartimento anterior, incluyendo el músculo tibial anterior y el músculo extensor largo de los dedos, colocar el electrodo de superficie directamente sobre el nervio profundo peroneo del animal, que es una rama distal fuera del nervio peroneo común, y está situado justo anterior a la del cabeza del peroné. </li><li> Para la estimulación de los músculos del compartimento anterior, la colocación del electrodo se confirma cuando la estimulación provoca la flexión dorsal del tobillo completo y la extensión completa de los dígitos. Por otro lado, la flexión dorsal, en la ausencia de extensión dígito indica que sólo el tibial previarior del músculo está siendo estimulado. Tal respuesta contráctil específica puede ser deseable, dependiendo del diseño del estudio. </li><li> La contracción muscular se divide en 2 fases de estimulación: una libre de la fase móvil, concéntrico, que se produce durante el período inicial ~ 0,5 segundos. Durante esta primera fase, la pata se mueve desde una posición de descanso a la dorsiflexión y la extensión máxima de dígitos. La segunda fase de estimulación es una contracción isométrica sostenida en dorsiflexión final alcance y extensión de dígitos. </li></ul></li><li> Los parámetros de estimulación: <ul><li> Este modelo utiliza la EENM Empi 300 PV dispositivo de electroterapia multifunción, que ofrece 2 canales de EENM convencionales (véase el cuadro). Para los fines de este modelo, sólo se utiliza un canal. </li><li> Los parámetros utilizados incluyen simétrica forma de onda, una duración de impulso de 150 mS y una frecuencia de 50Hz. Tiempo de estimulación se establece en 5 segundos, con una rampa de hasta 0,5 segundos y una rampa de 0,5 segundos hacia abajo. Esto permitirá que el músculo más gradual aclimataciónsu compañero a la estimulación. En el protocolo actual, fuera de tiempo entre las contracciones se establece en 10 segundos, pero esto puede ser ajustado en función del efecto deseado. Disminución de tiempos se traducirá en una iniciación más rápida de la fatiga muscular. Estos parámetros de estimulación se basa en protocolos clínicos diseñados para mejorar la fuerza muscular mediante estimulación eléctrica neuromuscular, sin inducir un daño significativo del músculo esquelético 1, 15, 16. </li><li> Los ratones que completar dos series de 10 contracciones, con un descanso de 5 minutos entre series. </li><li> Para los animales adultos, la intensidad de EENM se suele iniciar a las 9 mA. Desde nuestra experiencia, esto es aproximado a la máxima intensidad de partida que no induce una notable alteración de la marcha inmediatamente después de la estimulación. Para las sesiones posteriores NMES, la intensidad se incrementa en 1 mA cada vez que los animales son capaces de completar 20 dorsiflexions completos. </li></ul></li><li> Tras la finalización de la estimulación de protocolo y el recomuy de la anestesia, los animales suelen demostrar una marcha normal y la postura. La marcha debe permanecer intacta durante toda la duración del programa de EENM. </li></ul> 4. Los resultados representativos El protocolo de EENM se describe en este artículo se ha implementado en varias cepas de ratón, a saber: de tipo salvaje (B6/10), B6.SCID y mdx / ratones SCID. Los resultados representativos de la EENM llevadas a cabo durante 4 semanas (20 sesiones) en 3-5 meses de edad mdx / SCID se presentan. Los animales fueron sacrificados humanitariamente por dislocación cervical, mientras que bajo anestesia. El músculo tibial anterior se cosechó y se congelaron inmediatamente en 2-metil-butano pre-enfriado en nitrógeno líquido, y se almacenó a -80 ° C. Serial secciones transversales (10 micras) se obtuvieron y se montaron en portaobjetos. Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el estándar de paquetes de software estadísticos (SPSS, v19.0 software). En primer lugar, la prueba de Levene se utilizó para evaluar si existe was la igualdad de las varianzas. Muestras independientes t-test se realiza para investigar las diferencias entre EENM y los grupos de control. Hematoxilina y eosina (H &amp; E) Las manchas se realizaron para investigar si el protocolo de EENM se traduciría en una lesión mayor en el músculo distrófico. Una sección se ha seleccionado, y las imágenes fueron obtenidas con un microscopio óptico (Nikon Eclipse E800, Nikon, Japón). El número total de fibras y el número de fibras con núcleos centralmente localizado se contaron manualmente utilizando los Institutos Nacionales de Salud (NIH) - software desarrollado análisis de imagen, imagen J. No hubo un incremento significativo en el índice de regeneración (número de fibras centralmente nucleadas / número total de fibras) en los animales sometidos a EENM, en comparación con los controles (p = 0,802; Figura 1). Esto sugiere que la aplicación de EENM no aumenta la cascada de degeneración-regeneración observado en animales distróficos, y es por lo tanto no es probableque se induce un daño muscular. Inmunofluorescencia tinción para CD31 se realizó para investigar el efecto del protocolo de 4 semanas EENM sobre la vascularización del músculo. En pocas palabras, las secciones musculares fueron fijadas en formol al 4% y se bloquearon con 5% suero de caballo (HS). Las secciones se incubaron con una rata anti-ratón anticuerpo primario (1:300 dilución en 5% SA) y se trató con una cabra 555-etiquetados anti-rata anticuerpo secundario (1:300 dilución en 5% HS). Para cuantificar el número total de células positivas a CD31, una sección se ha seleccionado, y se fotografiaron mediante microscopía de fluorescencia (Nikon Eclipse E800, Japón). El número total de los capilares se contó manualmente con el norte de Eclipse Software (Empix Imaging Inc.). Hubo un aumento significativo en el número de células positivas CD31 en los animales sometidos a EENM cuando se compara con los controles (p &lt;0,01; Figura 2), lo que indica que el protocolo de EENM como se describe promueve la angiogénesis músculo esquelético. <strong&gt; En ensayos in situ contráctil: Cuatro semanas después de la finalización de un protocolo de EENM, las pruebas de contracción de los músculos del compartimento anterior se realizó con un aparato de ensayos in situ (Modelo 809B, Aurora Scientific Inc, Canadá), estimulador (Modelo 701C, Aurora Scientific Inc , Canadá), y la fuerza del transductor (Aurora Scientific Inc, Canadá). Brevemente, el nervio peroneo de animales anestesiados se aisló a través de una pequeña incisión lateral a la rodilla. Los ratones fueron colocados en posición supina sobre una plataforma y el pie está probando fue colocado sobre la placa base. El miembro posterior utilizado para la prueba se estabilizó con cinta de tela sobre la rodilla y el pie. Los músculos se estimularon con unos electrodos gancho insertados bajo la piel. La contracción muscular tetánica se puso a prueba a una frecuencia de 150 Hz para 350 ms para investigar si el protocolo de 4 semanas NMES podría inducir mejoras en la fuerza muscular. Los resultados se normalizan a peso húmedo del músculo. Hubo un aumento de aproximadamente 30% en el tetanIC contracción de los animales sometidos a la EENM, en comparación con los controles (p = 0,005) (Figura 3), lo que sugiere el protocolo descrito mejora la fuerza muscular esquelético en mdx / SCID animales. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> . Figura 1 hematoxilina y eosina músculo esquelético de la distrófica (MDX) / ratones inmunodeficientes (4-5 meses) (10 aumentos): A los controles no tratados), B) después de 4 semanas de la EENM. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> Figura 2. CD31 inmunofluorescencia (rojo), como marcador de la vascularización del músculo esquelético, en el músculo esquelético de la distrófica (MDX) / ratones inmunodeficientes (4-5 meses) (20 aumentos) a) los controles no tratados, B) después de 4 semanas de EENM. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> Figura 3. Pruebas contráctilde los músculos del compartimento anterior en el control y animales tratados con EENM durante 4 semanas. mNm = mili Nm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> .

<ol><li>Snyder-Mackler, L., Delitto, A., Bailey, S. L., Stralka, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strength+of+the+quadriceps+femoris+muscle+and+functional+recovery+after+reconstruction+of+the+anterior+cruciate+ligament.+A+prospective%2C+randomized+clinical+trial+of+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+%26+Joint+Surgery+-+American%22%5BJournal%5D)">Strength of the quadriceps femoris muscle and functional recovery after reconstruction of the anterior cruciate ligament. A prospective, randomized clinical trial of electrical stimulation.</a> Journal of Bone & Joint Surgery - American. 77, 1166-1173 (1995).</li>
<li>Gibson, J. N., Smith, K., Rennie, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+disuse+muscle+atrophy+by+means+of+electrical+stimulation%3A+maintenance+of+protein+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Prevention of disuse muscle atrophy by means of electrical stimulation: maintenance of protein synthesis.</a> Lancet. 2, 767-770 (1988).</li>
<li>Malatesta, D., Cattaneo, F., Dugnani, S., Maffiuletti, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+electromyostimulation+training+and+volleyball+practice+on+jumping+ability%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Strength+%26+Conditioning+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of electromyostimulation training and volleyball practice on jumping ability.</a> Journal of Strength & Conditioning Research. 17, 573-579 (2003).</li>
<li>Maffiuletti, N. A., Dugnani, S., Folz, M., Di Pierno, E., Mauro, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+combined+electrostimulation+and+plyometric+training+on+vertical+jump+height%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Sci.+Sports+Exerc%22%5BJournal%5D)">Effect of combined electrostimulation and plyometric training on vertical jump height.</a> Med. Sci. Sports Exerc. 34, 1638-1644 (2002).</li>
<li>Pichon, F., Chatard, J. C., Martin, A., Cometti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+and+swimming+performance%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Sci.+Sports+Exerc%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation and swimming performance.</a> Med. Sci. Sports Exerc. 27, 1671-1676 (1995).</li>
<li>Gondin, J., Guette, M., Ballay, Y., Martin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electromyostimulation+training+effects+on+neural+drive+and+muscle+architecture%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Sci.+Sports+Exerc%22%5BJournal%5D)">Electromyostimulation training effects on neural drive and muscle architecture.</a> Med. Sci. Sports Exerc. 37, 1291-1299 (2005).</li>
<li>Mathieu-Costello, O., Agey, P. J., Wu, L., Hang, J., Adair, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capillary-to-fiber+surface+ratio+in+rat+fast-twitch+hindlimb+muscles+after+chronic+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Capillary-to-fiber surface ratio in rat fast-twitch hindlimb muscles after chronic electrical stimulation.</a> Journal of Applied Physiology. 80, 904-909 (1996).</li>
<li>Ebina, T., Hoshi, N., Kobayashi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+angiogenesis+in+electrically+stimulated+skeletal+muscle+in+rabbits%3A+characterization+of+capillary+sprouting+by+ultrastructural+3-D+reconstruction+study%5BTitle%5D)+AND+%22Pathology+International%22%5BJournal%5D)">Physiological angiogenesis in electrically stimulated skeletal muscle in rabbits: characterization of capillary sprouting by ultrastructural 3-D reconstruction study.</a> Pathology International. 52, 702-712 (2002).</li>
<li>Zhao, M., Huai, B., Wang, E., Forrester, J. V., McCaig, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+directly+induces+pre-angiogenic+responses+in+vascular+endothelial+cells+by+signaling+through+VEGF+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation directly induces pre-angiogenic responses in vascular endothelial cells by signaling through VEGF receptors.</a> Journal of Cell Science. 117, 397-405 (2004).</li>
<li>Nagasaka, M., Kohzuki, M., Fujii, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+low-voltage+electrical+stimulation+on+angiogenic+growth+factors+in+ischaemic+rat+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+%26+Experimental+Pharmacology+%26+Physiology%22%5BJournal%5D)">Effect of low-voltage electrical stimulation on angiogenic growth factors in ischaemic rat skeletal muscle.</a> Clinical & Experimental Pharmacology & Physiology. 33, 623-627 (2006).</li>
<li>Brutsaert, T. D., Gavin, T. P., Fu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+differences+in+expression+of+VEGF+mRNA+in+rat+gastrocnemius+following+1+hr+exercise+or+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Regional differences in expression of VEGF mRNA in rat gastrocnemius following 1 hr exercise or electrical stimulation.</a> BMC Physiology. 2, 8(2002).</li>
<li>Putman, C. T., Dusterhoft, S., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+satellite+cell+content+and+myosin+isoforms+in+low-frequency-stimulated+fast+muscle+of+hypothyroid+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Changes in satellite cell content and myosin isoforms in low-frequency-stimulated fast muscle of hypothyroid rat.</a> Journal of Applied Physiology. 86, 40-51 (1999).</li>
<li>Monaghan, B., Caulfield, B., O'Mathuna, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+neuromuscular+electrical+stimulation+for+quadriceps+strengthening+pre+and+post+total+knee+replacement%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst.+Rev%22%5BJournal%5D)">Surface neuromuscular electrical stimulation for quadriceps strengthening pre and post total knee replacement.</a> Cochrane Database Syst. Rev. CD007177, (2010).</li>
<li>Jubeau, M., Gondin, J., Martin, A., Sartorio, A., Maffiuletti, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Random+motor+unit+activation+by+electrostimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Sports+Med%22%5BJournal%5D)">Random motor unit activation by electrostimulation.</a> Int. J. Sports Med. 28, 901-904 (2007).</li>
<li>Piva, S. R., Goodnite, E. A., Azuma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+electrical+stimulation+and+volitional+exercise+for+individuals+with+rheumatoid+arthritis%3A+a+multiple-patient+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Therapy%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular electrical stimulation and volitional exercise for individuals with rheumatoid arthritis: a multiple-patient case report.</a> Physical Therapy. 87, 1064-1077 (2007).</li>
<li>Delitto, A., Rose, S. J., McKowen, J. M., Lehman, R. C., Thomas, J. A., Shively, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+versus+voluntary+exercise+in+strengthening+thigh+musculature+after+anterior+cruciate+ligament+surgery.%5Berratum+appears+in+Phys+Ther+1988+Jul%3B68%287%29%3A1145%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Therapy%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation versus voluntary exercise in strengthening thigh musculature after anterior cruciate ligament surgery.[erratum appears in Phys Ther 1988 Jul;68(7):1145].</a> Physical Therapy. 68, 660-663 (1988).</li>
</ol>

No tenemos nada que revelar.

Estos resultados sugieren que nuestro modelo murino de EENM desarrollada promueve la angiogénesis músculo esquelético (Figura 2) y el refuerzo (Figura 3), pero no induce daños músculo esquelético (Figura 1). Cabe señalar que los parámetros de estimulación descritos aquí han sido diseñadas para inducir una sobrecarga muscular a los músculos del compartimento anterior. Así como es el caso de situaciones clínicas, colocación de los electrodos puede ser ajustado para estimular otros grupos musculares, aunque la respuesta del músculo a EENM puede ser diferente, dependiendo de la composición de fibra tipo. EENM duración, el número total de sesiones de tratamiento, y el número total de repeticiones puede ser modificado de acuerdo al diseño del estudio. Al igual que con cualquier protocolo, este método tiene limitaciones que deben tenerse en cuenta. En el presente estudio, la estimulación se realiza sobre el nervio peroneo profundo. Sin embargo, en la clínica, la estimulación is general se administra en la unidad de motor. En el modelo animal, la estimulación del nervio requeriría una intensidad menor a fin de provocar la contracción del músculo completo. Otra limitación del modelo que se presenta es que no somos capaces de obtener información sobre el nivel de comodidad durante la aplicación de la EENM, dado que los animales son anestesiados. Por lo tanto, la tolerabilidad de intensidad comparable en una población clínica es difícil de evaluar. Sin embargo, nuestros resultados histológicos indican nuestro modelo de EENM, como se ha descrito, no induce una lesión muscular. El desarrollo de modelos animales que imitan a las modalidades aplicadas comúnmente en la clínica nos proporciona herramientas de laboratorio útiles que permite una mejor comprensión de las respuestas celulares y moleculares a las intervenciones terapéuticas. Además, estos modelos son útiles para llevar a cabo estudios pre-clínicos tanto al perfeccionamiento de los protocolos existentes de rehabilitación y desarrollo de nuevas indicaciones.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Vector mensajes en el hilo envolver con terminal de soldadura bifurcado </td><td> Newark </td><td> T68 </td></tr><tr><td> Vector de circuito </td><td> Newark </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> Pomona cable de conexión </td><td> Newark </td><td> P-36-0 </td></tr><tr><td> 5 minutos de epoxy </td><td> VO Baker, Co. </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> Spectra 360 gel para electrodos </td><td> Milliken Medical </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> El dispositivo portátil de estimulación neuromuscular </td><td> EMPI </td><td> 300PV </td></tr></tbody></table>

un modelo murino de entrenamiento de los músculos mediante la estimulación eléctrica neuromuscular

A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

La estimulación eléctrica neuromuscular (EENM) es una modalidad clínica común que se utiliza ampliamente para restaurar una, mantener dos o mejorar la capacidad funcional del músculo 3.5. Estimulación transcutánea superficie del músculo esquelético implica un flujo de corriente entre un cátodo y un ánodo, induciendo con ello la excitación de la unidad de motor y las fibras musculares circundantes. EENM es una modalidad atractiva para evaluar las respuestas del músculo esquelético de adaptación por varias razones. En primer lugar, proporciona un modelo experimental reproducible en los que las adaptaciones fisiológicas, como la hipertrofia miofibrilar y el fortalecimiento de los músculos 6, 7-9 angiogénesis, la secreción del factor de crecimiento 9.11, y el precursor de activación de las células del músculo 12 están bien documentados. Estas respuestas fisiológicas pueden ajustarse con precisión utilizando diferentes parámetros de estimulación (para una revisión Cochrane, ver 13). Además, NMES reclutasunidades de motor no selectiva, y de manera síncrona y espacialmente fijado temporalmente 14, ofreciendo la ventaja de ejercer un efecto del tratamiento sobre todas las fibras, independientemente del tipo de fibra. A pesar de que existan contraindicaciones específicas a la EENM en poblaciones clínicas, incluyendo los trastornos venosos periféricos o tumores malignos, por ejemplo, la EENM es segura y factible, incluso para aquellos que están enfermos y / o en la cama y para las poblaciones en las que el ejercicio riguroso puede ser un reto. Este sentido, demuestran el protocolo para la adaptación de electrodos disponibles en el mercado y la realización de un protocolo de EENM utilizando un modelo murino. Este modelo animal tiene la ventaja de utilizar un dispositivo clínicamente disponibles y proporcionando información instantánea sobre el posicionamiento del electrodo para obtener el efecto deseado muscular contráctil. A los efectos de este manuscrito, se describe el protocolo para la estimulación muscular de los músculos del compartimento anterior de una extremidad posterior del ratón.

Un modelo murino de la estimulación eléctrica neuromuscular (EENM), una modalidad clínica segura y de bajo costo, a los músculos del compartimento anterior se describe. Este modelo tiene la ventaja de modificar un dispositivo clínico fácilmente disponibles para el propósito de provocar contracciones musculares específicas y específica en ratones.

Un modelo murino de entrenamiento de los músculos mediante la estimulación eléctrica neuromuscular

La estimulación eléctrica neuromuscular (NMES) es una modalidad clínica común que se utiliza ampliamente para restaurar1, mantener2 o mejorar3-5 la función muscular...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar un modelo murino de entrenamiento muscular mediante la estimulación eléctrica neuromuscular. Esto se logra primero adaptando un electrodo superficial clínicamente disponible, diseñado para uso en humanos, a un electrodo superficial que pueda utilizarse en ratones; a continuación, anestesiar y posicionar al animal para la estimulación. Luego, colocar el electrodo superficial directamente sobre el nervio fibular profundo, justo distal a la cabeza fibular.El paso final consiste en realizar el protocolo de estimulación de los músculos flexores anteriores. En última instancia, el análisis histológico muestra un aumento en la vascularización del músculo esquelético, y las pruebas contractiles in situ muestran un mayor pico de fuerza satánica. Hola, me llamo Fabrizio.Soy profesor asistente en el Departamento de Medicina Física y Rehabilitación de la Universidad de Pittsburgh y director del Laboratorio de Rehabilitación Celular. Hoy les demostraremos un modelo de entrenamiento muscular por reflejo utilizando estimulación eléctrica neuromuscular. En esta primera parte de la demostración, les mostraremos cómo modificar un electrodo superficial clínicamente disponible en un electrodo que puede utilizarse para estimular el músculo esquelético en ratones.En la segunda parte, demostraremos cómo implementar este protocolo de estimulación eléctrica neuromuscular en sus experimentos y en el desarrollo de modelos animales que imiten de cerca las modalidades. Utilizar la clínica es importante porque puede ayudarnos a responder preguntas relacionadas con la fisiología del músculo esquelético, como por ejemplo cómo la activación muscular desencadena respuestas mecanotransductivas, y en esto podemos analizarlo a nivel molecular, celular y tisular. Hola, mi nombre es Ricardo Ferrari.Soy estudiante de doctorado HD en el Departamento de Terapia Física de la Universidad de Pittsburgh. Cercano a la electroestimulación muscular es un procedimiento comúnmente utilizado en clínica para aumentar la fuerza muscular y mejorar la cicatrización muscular. Sin embargo, aún quedan muchas preguntas sobre los parámetros óptimos que deberían utilizarse.Este modelo animal podría ayudar en el desarrollo de protocolos específicos de estimulación eléctrica para su uso en un entorno clínico. Para preparar el electrodo, comience doblando dos pasadores de oro de seis milímetros de longitud en un ángulo de 90 grados. A continuación, exponga aproximadamente siete centímetros de dos cables de cobre retirando el aislamiento exterior.Luego, suelde los cables de los conectores a los dos pines de oro, que están colocados aproximadamente a 3.5 milímetros de distancia. A continuación, coloque un tubo termorretráctil sobre la conexión entre los cables de cobre y los pines de oro para aislamiento y estabilización; caliente el tubo termorretráctil, asegurándose de que los pines de oro sean paralelos entre sí, e insértelos a través de la placa de circuito de modo que las puntas queden alineadas. A continuación, incruste los pines mediante varias aplicaciones de epoxi transparente, dejando secar completamente el epoxi entre cada aplicación; al final, lije el epoxi para exponer las puntas de los pines de oro.A continuación, utilice un voltímetro para verificar que los cables no estén en cortocircuito eléctrico. Luego, use tubo plástico para aislar los pasadores metálicos del conector de alambre hembra de dos vías. A continuación, conecte los cables del electrodo del dispositivo de EMEF al conector de alambre hembra de dos vías.Todos los procedimientos fueron revisados y aprobados por el IACUC de la Universidad de Pittsburgh, y se realizaron en programas e instalaciones acreditadas por PHS y ALAC. Los programas y las instalaciones acreditadas internacionalmente anestesian al animal mediante inhalación de isoflurano. El animal debe permanecer anestesiado durante toda la sesión de estimulación eléctrica neuromuscular (NMES).La anestesia debe confirmarse mediante una prueba de reflejo extensor al pellizco del dedo del pie. A continuación, coloque al animal en posición decúbito lateral. Posteriormente, afeite la extremidad trasera, límpiela con alcohol y limpie el electrodo con lejía al 3%.Luego, con agua, configure los parámetros de estimulación, incluyendo una duración del pulso de 150 microsegundos y una frecuencia de 50 PP s. A continuación, establezca el tiempo de estimulación en cinco segundos, con una rampa de aumento de 0,5 segundos y una rampa de disminución de 0,5 segundos. Esto permitirá que el músculo se aclimate gradualmente a la estimulación y resultará más cómodo para el animal.A continuación, ajuste el tiempo de descanso entre contracciones a 10 segundos. Este valor puede modificarse según el efecto deseado, pero tiempos de descanso más cortos provocarán una iniciación más rápida de la fatiga muscular. A continuación, esterilice el electrodo con lejía al 3% y luego con agua, y aplique gel conductor al electrodo para la estimulación de los músculos del compartimento anterior, incluyendo el tibial anterior y el músculo extensor de los dedos más largo; coloque el electrodo de superficie directamente sobre el nervio perineal común del animal, ubicado justo distal al cóndilo femoral lateral.La colocación del electrodo se confirma cuando la estimulación provoca dorsiflexión completa del tobillo y extensión completa de los dedos. Por otro lado, la dorsiflexión de la pata sin extensión de los dedos sugiere que solo se está estimulando el músculo tibial anterior. A continuación, inicie la intensidad de la estimulación eléctrica neuromuscular en nueve miliamperios y realice dos series de contracciones, para un total de 20 contracciones, con un descanso de cinco minutos entre series; durante el período de descanso, se realiza la estimulación del miembro contralateral.Ahora coloque el animal en la cámara de recuperación. Después de cuatro semanas de EMEF en ratones MDX skid de tres a cinco meses de edad, la tinción de músculo esquelético con hematoxilina y eosina revela que no hay un aumento en el número de fibras con núcleos centrales en comparación con los controles no estimulados. Esto sugiere que la aplicación de EMEF no inicia la cascada de degeneración-regeneración.La inmunohistoquímica para CD31 como marcador de células endoteliales revela que, en comparación con ratones control que no recibieron estimulación, cuatro semanas de EMEF resultaron en una angiogénesis significativa del músculo tratado. Esta figura muestra el aumento de la fuerza tética pico en los músculos tratados con EMEF en relación con los músculos control no tratados. Una vez que domine esta técnica, la finalización del protocolo debería tomar aproximadamente 15 minutos por animal.La parte más difícil de este protocolo consiste en encontrar la colocación adecuada para su electrodo a fin de provocar la respuesta muscular deseada. Gracias por ver este video. No dude en contactar a nuestro laboratorio si tiene alguna pregunta.

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Estimulación eléctrica programada ofrece la posibilidad de determinar las propiedades de conducción del corazón, y la posibilidad de inducir arritmias cardíacas y terminar utilizando varios protocolos de estimulación. El uso de un catéter intravenoso, grabaciones electrograma intracardíaco se puede obtener en ratones después de programar protocolos de estimulación eléctrica para identificar los sustratos arritmogénicos.

La estimulación eléctrica programada en ratones

Tejido muscular Engineered tiene un gran potencial en medicina regenerativa, como modelo de la enfermedad y también como una fuente alternativa para la carne. Aquí se describe la ingeniería de una construcción de músculo, en este caso a partir de células progenitoras de mioblastos de ratón y la estimulación por impulsos eléctricos.

Los tejidos de ingeniería músculo esquelético de células mioblastos murinos progenitoras y aplicación de estimulación eléctrica

Presentamos un protocolo para evaluar los cambios en la función neuromuscular. La estimulación nerviosa eléctrica percutánea es un método no invasivo que evoca respuestas musculares. Las propiedades electrofisiológicas y mecánicas de estas respuestas permiten evaluar la función neuromuscular desde el cerebro hasta el músculo (niveles supraespinal, espinal y periférico).

Evaluación de la función neuromuscular Usando percutánea estimulación nerviosa eléctrica

Este protocolo describe el uso del modelo de actividad contráctil crónica de ejercicio observar adaptaciones del músculo esquelético inducida por el estímulo en la trasera de la rata.

Aplicación de la estimulación crónica para estudiar adaptaciones fenotípicas de músculo esquelético de rata inducida por actividad contráctil

Lesión de la médula espinal es una afección traumática que puede dar lugar a elevados riesgos de trastornos metabólicos secundarios crónicos. Aquí, presentamos un protocolo usando entrenamiento de superficie resistencia estimulación eléctrica neuromuscular en conjunción con las extremidades bajo la estimulación funcionales eléctricas bicicleta como una estrategia para mejorar varios de estos problemas médicos.

Paradigmas de formación de estimulación eléctrica de la extremidad inferior después de lesión de la médula espinal

Medición de la función contráctil del músculo esquelético roedor es una útil herramienta que puede utilizarse para seguir la progresión de la enfermedad, así como eficacia de la intervención terapéutica. Describimos aquí la evaluación no invasiva, de en vivo de los músculos dorsiflexores que puede repetirse en el tiempo en el mismo ratón.

Evaluación no invasiva de la función muscular de los dorsiflexores en ratones

Describimos un sistema de imágenes reproducible, automatizado e imparcial para caracterizar la función de la unión neuromuscular utilizando tejido muscular esquelético diseñado por humanos y motoneuronas optogenéticas. Este sistema permite la cuantificación funcional de la conectividad neuromuscular a lo largo del tiempo y detecta la disminución de la función neuromuscular causada por las neurotoxinas y la miastenia gravis en el suero del paciente.

Ingeniería y caracterización de un modelo optogenético de la unión neuromuscular humana

El presente protocolo describe una técnica única llamada entrenamiento de resistencia ajustado por dosis (DART), que puede incorporarse a estudios de rehabilitación de precisión realizados en animales pequeños, como ratones.

Entrenamiento de resistencia ajustado a la dosis en ratones con un riesgo reducido de daño muscular

La claridad óptica es una gran ventaja para el trabajo biológico y fisiológico celular en el pez cebra. Se describen métodos robustos para medir el crecimiento celular en animales individuales que permiten nuevos conocimientos sobre cómo el crecimiento del músculo esquelético y los tejidos vecinos se integran con el crecimiento de todo el cuerpo.

Medición repetida y en tiempo real del crecimiento del músculo esquelético en peces cebra vivos individuales sometidos a actividad eléctrica alterada

En este estudio, demostramos un protocolo refinado de electromiografía de fibra única (SFEMG) para permitir la medición in vivo de la transmisión de la unión neuromuscular (NMJ) en modelos de roedores. Se describe un enfoque paso a paso de la técnica SFEMG para permitir la cuantificación de la variabilidad y el fracaso de la transmisión de NMJ en el músculo gastrocnemio de rata.

Electromiografía de fibra única estimulada (SFEMG) para evaluar la transmisión de la unión neuromuscular en modelos de roedores

Aprende a entrenar músculos en ratones mediante estimulación eléctrica neuromuscular adaptando electrodos clínicos. Este modelo permite investigar la fisiología muscular y desarrollar protocolos para rehabilitación clínica.

Un modelo murino de entrenamiento de los músculos mediante la estimulación eléctrica neuromuscular

Explorar más videos