Name: Un enfoque semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas Con el desarrollo de colonias arrugada (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 17 s
Description: Aprenda un método semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas mediante el desarrollo de colonias arrugadas en bacterias. Esta técnica permite analizar la morfología colonial y comparar fenotipos de biopelícula entre diferentes cepas.

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Este trabajo fue apoyado por el SNS R01 GM59690 subvención concedida a KLV.

1. Caracterización inicial y consideraciones <ol><li> La formación de biopelículas es generalmente influenciada por la densidad celular y tasa de crecimiento. Por lo tanto, es necesario determinar la tasa de crecimiento (aumento de la densidad óptica (OD) en el tiempo) y el rendimiento (número de células final) de la cepa (s) de interés mediante la realización de la curva de crecimiento simple y ensayos de célula de recubrimiento. Los defectos en el crecimiento, o una falta de correlación entre el DO y el número de células, hay que tener en cuenta a la hora de interpretar los resultados de los experimentos de localización. </li><li> Incluye los controles apropiados positivos y negativos en el mismo plato la hora de evaluar la formación de colonias arrugada, como menor de placa a placa de variación puede afectar el desarrollo del biofilm. </li><li> Identificar las mejores condiciones para detectar, es decir, los que revelan las diferencias más marcadas entre el control y mutante (s) de interés. Crecer las cepas en cultivo líquido en diversas condiciones, tales como los diferentes medios o las temperaturas, y las diferentes etapass de crecimiento (fase exponencial o estacionaria) antes de la localización. Punto 10 l de la cultura en las densidades de células diferentes en los medios apropiados, y se incuba a la temperatura deseada hasta las morfologías de colonias se hacen evidentes. </li><li> El ensayo de punto final implica la evaluación de la formación de colonias arrugada en un punto predeterminado de tiempo después de detectar (es decir, 48 horas). Esta evaluación es útil para las cepas que presentan (o se han propuesto para exhibir) graves defectos en la formación de biopelículas. </li><li> El ensayo evalúa curso del tiempo la formación de colonias arrugado durante un período de tiempo (es decir, cada hora) post-manchado. Este ensayo permite una evaluación semi-cuantitativa de la formación de biopelículas, al permitir la determinación del comienzo de la formación de colonias arrugada y desarrollo patrón durante un período de tiempo. La duración del experimento y el número de puntos de recogida para un curso de tiempo dado debe ser determinado en experimentos preliminares. </li><li> Para perder de vista fácilmente el tiempo posterior a la localización, fijado enimer a contar. </li></ol> 2. Evaluación microscópica de morfología de la colonia arrugada en V. fischeri <ol><li> Inocular V. fischeri células en 5 ml de LB-Sal (FTCM) mediano 13 (1% [w / v] triptona, 0,5% [w / v] extracto de levadura, 2% [w / v] cloruro de sodio, 50 mM Tris-HCl [ pH 7,5]), que contiene los antibióticos necesarios y la incubación, con agitación, durante la noche a 28 ° C. Por la mañana, subcultivar las células con una dilución 1:100 en 5 ml de medio fresco LBS y se incuba en las mismas condiciones hasta que las células han alcanzado el deseado OD 600 (por ejemplo, 600 OD = 0,2 o 0,5). </li><li> Pipeta 1 ml de cultivo en un tubo de microcentrífuga y se centrifuga en un conjunto de microcentrífuga a máxima velocidad durante un minuto. Eliminar el sobrenadante por aspiración. Lavar las células para eliminar los medios residuales y componentes extracelulares por resuspender el sedimento en 1 ml de estériles 70% agua de mar artificial (ASW) (35 mM de MgSO 4-7H 2 O, 7 mM de CaCl2-2H 2 O, 210 mM de NaCl, 7 mM de KCl) y repitiendo la centrifugación. Resuspender el sedimento lavado en 1 ml de 70% ASW. </li><li> Asegúrese de que cada muestra contiene el mismo número de células, según las estimaciones de la DO a 600 nm. Haga los ajustes necesarios mediante la dilución de las muestras más concentradas, con más del 70% ASW. En experimentos preliminares, los cultivos in situ en los diversos valores de DO iniciales para determinar un óptimo OD de partida para un conjunto dado de cepas o condiciones. Los mejores resultados se obtuvieron para V. fischeri cuando las manchas se generan a partir de cultivos con un diámetro exterior de aproximadamente 0,2. </li><li> 10 l de detectar las células lavadas hasta unas placas que contienen los LBS antibióticos necesarios. Al detectar una cultura en un plato, asegúrese de estabilizar la pipeta (con el dedo) justo por encima de la superficie del agar. Detectar verticalmente, no en un ángulo, y expulsar el líquido lentamente para la distribución uniforme de la mancha. Normalmente, cada cepa se vio una vez a la placa (hasta 6 puntos por placa), el ingenioh múltiples placas (2-3) por experimento. </li><li> Para asegurar que el cultivo manchado permanece uniformemente distribuido, permitir que el punto de secar antes de mover la placa a la incubadora. Invertir las placas e incubar ellas a 28 ° C. </li><li> Vigilar la morfología del comienzo mancha creciente por hora a 12-15 horas después de la inoculación. Nosotros usamos un microscopio de disección (Zeiss Stemi 2000-C) con un accesorio de cámara (ProgRes C10 PLUS) y el CapturePRO ProgRes y los programas de software ImageJ para observar y documentar la morfología de la colonia y para evaluar el inicio y la progresión de la formación de colonias arrugada. </li><li> Para la configuración específica incluida en el paso 2.5, los puntos están iluminados desde abajo por una etapa de vidrio transparente con una fuente de luz CL 1500 CE frío, mientras que las imágenes son capturadas desde arriba. Esta configuración es óptima para el desarrollo de imagen de colonias arrugada por V. colonias fischeri (puntos) son translúcidos. </li><li> En ausencia del equipo específica incluida en cPE 2.5, monitor de colonias de morfología rugosa utilizando cualquier microscopio de disección que permite la visualización de la colonia completa y tiene una fuente de luz regulable e, idealmente, una cámara conectada. Si es necesario, una cámara digital se pueden utilizar también en ausencia de una cámara conectada, pero esto no es óptima. </li><li> Para visualizar mejor desarrollo de colonias arrugada, es necesario ajustar tanto la intensidad de iluminación y el ángulo de reflexión debajo de las colonias bacterianas tales que la morfología tridimensional de las biopelículas en desarrollo se puede discernir. Determinar las condiciones óptimas de iluminación que proporcionan el fuerte contraste entre la colonia manchado y el fondo de agar que rodea, de tal manera que la arquitectura (arrugas) de la colonia es claramente distinguible. </li><li> En algunos casos, el color de la colonia manchado también debe tomarse en consideración, como alteraciones en el color de la colonia puede ocurrir durante la formación de biopelículas. Ajustar la intensidad y el ángulo de la fuente de iluminación para revelarestos sutiles cambios en su coloración. Una vez que los valores adecuados se logran, a mantener durante la duración del experimento. </li><li> Nota cuánto tiempo transcurre desde el momento de la inoculación con el momento en que la formación de colonias arrugada inicia para cada cepa o condición. Definir el inicio de la formación de colonias arrugado como el punto de tiempo en el cual la formación de patrones y estructuras 3D (es decir, formando estrías en el borde exterior o &quot;ondulaciones &#39;que ocurre en el centro) es primero aparente. Las células mutantes pueden exhibir disminución o aumento del tiempo para el inicio de la formación de colonias arrugada (por ejemplo, la fig. 2). </li><li> Documentar el comienzo y el desarrollo de la formación de colonias arrugada por la captura de imágenes digitales apropiados. Es importante utilizar el mismo aumento en la recogida de imágenes durante todo el experimento. Cambiar la vista desde el ocular del microscopio a la pantalla de la computadora usando la palanca situada en la parte posterior de la cámara. Al cambiar entre oculary la visualización de la pantalla del ordenador, ajustar la vista y el enfoque en consecuencia. </li><li> Antes de imagen culturas manchados, la tapa de la placa de Petri se retiran típicamente para proporcionar la imagen más clara. Sin embargo, este es un paso opcional, como cultivos manchados se pueden obtener imágenes a través de la tapa con la configuración que se describe en los pasos 2.5 y 2.6. </li><li> En cada punto de tiempo después del inicio de la formación de colonias arrugada, tenga en cuenta el patrón de desarrollo de la colonia arrugada. La arquitectura se puede desarrollar desde el interior, o de afuera hacia adentro Esta evaluación proporciona un mecanismo para distinguir los biofilms formados por cepas diferentes o en diferentes condiciones. </li><li> Medir el diámetro de la colonia en desarrollo en cada momento. Esto puede hacerse manualmente, o digitalmente mediante un programa de software asociado. Si se hace digitalmente, utilice el programa Progresa de CapturePRO software y primera calibración de la barra de escala para la ampliación específico utilizado en el experimento. Incluye la barra de escala en cada imagen capturada. </li><li> Para calcular el diámetro de las colonias con el programa de software ImageJ, abrir cada archivo de imagen. Estandarizar la barra de escala de la siguiente manera: Seleccione la opción &quot;opción de la línea recta&quot; de la barra de herramientas. Superposición de la barra de escala incrustado con una línea recta de la misma longitud y anchura. Seleccione &quot;Escala de Ajuste&quot; en la pestaña &quot;Analizar&quot;. En la &quot;distancia conocida&quot; caja de texto, insertar la longitud correspondiente (según lo determinado en la barra de escala original, es decir, 2 mm) y seleccione &quot;Aceptar&quot;. </li><li> Utilice la &quot;línea recta&quot; opción para insertar una línea horizontal a través de la mancha. En la ficha Analizar, seleccione &quot;medida&quot;. En la ventana Resultados nuevo, la longitud calculada será proporcionado. Obtener una segunda medición mediante la inserción de una línea perpendicular a través de la mancha. Vuelva a calcular el diámetro. Registrar el promedio de las dos mediciones. Gráfico del diámetro promedio de cada punto en cada momento utilizando un programa de software como Excel. </li><li> El final del experimento se produce bien en un punto de tiempo especificado o cuando no hay másdesarrollo de la biopelícula. Una vez que se llega al final, la consolidación de las imágenes en una figura (s) para visualizar el desarrollo de los patrones en el tiempo usando un programa de software como PowerPoint. </li></ol> 3. Los resultados representativos En estos experimentos se utilizó V. fischeri como un organismo modelo para estudiar la formación de biopelículas, evaluando el desarrollo de colonias rugosas en una superficie de agar sólido. Productoras de biofilm de cepas de V. fischeri forman colonias con una arquitectura 3D extensa dentro de 40 h (fig. 1) 8,9,14. Cuando se examina en un transcurso de tiempo, se hace evidente que la formación de colonias arrugada por la cepa de control se inicia tan pronto como aproximadamente 12 h después de la inoculación (dependiendo de las condiciones específicas) (fig. 2) 9. En contraste, la formación de biopelículas por un mutante representante se retrasa en aproximadamente 4 horas, no iniciar hasta aproximadamente 16 horas después de la inoculación 9. REPITEct de estos experimentos sugieren que el momento era relativamente constante, por lo que esta evaluación semi-cuantitativa 9. Un segundo semi-cuantitativo medida de la formación de biopelículas hace uso del cambio en el diámetro de la colonia en desarrollo en el tiempo. Como se muestra en la fig. 3A, un representante de biofilm cepa competente forma colonias que aumento de la complejidad y el diámetro en relación con una cepa representativa que no forma biopelículas. Las mediciones cuidadosas lo largo del tiempo de los diámetros de las colonias formadas por estas dos cepas reveló que el tamaño de las colonias competentes biopelícula-aumentó a un ritmo mayor que las colonias negativas biofilm, y en el punto final del tiempo dos diferían en casi un 2 - veces (Fig. 3B). Así, aunque las imágenes de un tiempo representativo tardía o &quot;punto final&quot; morfología de las colonias con frecuencia se muestran en la literatura, adicionales, semi-cuantitativa de datos pueden ser recogidos, que permita una mejor comprensión del defecto biopelícula.<img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4035/4035fig1.jpg" /> Figura 1. Punto final del ensayo. Esta figura es un ejemplo de un ensayo de punto final utilizando representativos no formadoras de biopelícula (izquierda) y la biopelícula formador-(derecha) de las cepas de V. fischeri. Estas imágenes se recogieron en 40 horas después de la localización. Estas imágenes fueron generadas con la naturaleza de tipo V. fischeri que contiene un control de vectores (no formación de biofilm) o una parte RSCS sobreexpresión plásmido (formación de biofilm) y eran del conjunto de datos recogidos de Morris et al., 2011. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4035/4035fig2.jpg" /> Figura 2. Tiempo-curso del ensayo. El panel superior contiene imágenes representativas de la formación de biopelículas por una cepa de control de biofilm competente de V. fischeri durante un transcurso de tiempo seleccionado. La iniciación de la formación de biopelículas es evidente a las 12 h. El panel inferior contiene representante ilos magos de una cepa mutante de V. fischeri que presenta un retraso (4 h) en el inicio de la formación de colonias arrugada con el tiempo, con la formación de biopelículas de iniciar a las 16 h después de la inoculación. Tenga en cuenta que a las 40 horas, las cepas de aspecto similar en la intensidad y patrón de la formación de biopelículas, mientras que las diferencias sutiles entre estas cepas sólo se observan en los puntos temporales anteriores. Estas imágenes se generaron con RSCS sobreexpresión de tipo salvaje y mutante Sype V. fischeri células y que formaban parte del conjunto de datos recogidos de Morris et al., 2011. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4035/4035fig3.jpg" /> Figura 3. Diámetro colonia como un análisis semi-cuantitativo de la formación de biopelículas. (A) Evolución temporal de la formación de biopelículas por el representante de formación de biofilm (panel superior) y no-formación de biofilm (panel inferior) de las cepas de V. fischeri. Nótese que la cepa biopelícula formador exhibe un aumento mayorde diámetro con el tiempo en relación con la cepa no formadora de biofilm. Estas imágenes fueron generadas con la naturaleza de tipo V. fischeri que contiene una parte RSCS sobreexpresión plásmido (formación de biofilm) o un control de vectores (no formación de biofilm) y eran del conjunto de datos recogidos por Morris et al., 2011. (B) Una representación gráfica del aumento de diámetro de las colonias con el tiempo por las dos cepas en el panel A. Estos datos se generaron utilizando el software ImageJ y Excel como se indica en el protocolo.

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

En este trabajo se describe un método semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas con V. fischeri como organismo modelo. Específicamente, utilizamos un microscopio de disección con el accesorio de cámara para controlar la formación de biopelículas y el desarrollo como la formación de colonias arrugada en el tiempo sobre una superficie de agar sólido. En este protocolo, se exponen dos tipos específicos de los métodos que comúnmente se utilizan para evaluar la formación de colonias arrugada. El primero es el ensayo de punto final, que nos permite observar la arquitectura final, en general 3D, modelado, y el diámetro de una cultura manchada en un punto seleccionado &quot;final&quot; del tiempo. Este enfoque es más útil para la evaluación de las cepas mutantes o condiciones que conducen a defectos dramáticos en la formación de biopelículas. Sin embargo, este método no distingue entre diferencias más sutiles que ocurren en puntos de tiempo antes de que el seleccionado de punto final. Para seguir más de cerca la formación de colonias arrugada, se utiliza un ensayo de evolución en el tiempo, lo que nos permite identificar el inicio de wrinkled la formación de colonias y observar su evolución en el tiempo. Como resultado de este enfoque, las diferencias más sutiles en el momento de la formación de colonias arrugado, arquitectura 3D, y el patrón puede ser identificado. Se utilizó este ensayo curso del tiempo para generar dos semi-cuantitativa de los ensayos de la formación de biopelículas. En primer lugar, el momento en que una cepa comienza a desarrollar una arquitectura 3D puede ser comparada con la de las cepas de control. Hemos encontrado que el retraso en la formación de biopelículas de un mutante particular, en las mismas condiciones es bastante constante 9. Por ejemplo, en los datos mostrados en la figura. 2, el mutante consistentemente exhiben un retraso de 4 horas en la iniciación de la formación de biopelículas. Un segundo semi-cuantitativo medida de la formación de biopelículas es el cambio en el tamaño del diámetro de la colonia arrugado (mancha). Hemos encontrado que el diámetro de las colonias arrugadas progresivamente difiere de la de no-biofilm colonias, alcanzando aproximadamente una diferencia de 2 veces en el punto de tiempo extremo (Fig. 3 </strong&gt;) (Morris y Visick, datos no publicados). Hasta la fecha, no hemos observado un fenotipo sin el otro (es decir, la formación de biopelículas, sin un aumento en el diámetro de las colonias) (datos no publicados), aunque sigue siendo posible que algunos mutantes se comportan de manera diferente. De hecho, se ha informado para V. cholerae que algún resultado colonias arrugada en un aumento sustancial en diámetro de las colonias, mientras que otros no lo hacen 15. Sin embargo, la evaluación del cambio en el diámetro con el tiempo podría ayudar en la caracterización de mutantes biofilm potencial y / o proporcionar una medida cuantitativa adicional de mutantes con retrasos en el desarrollo. De las dos medidas de la formación de biopelículas (tiempo y diámetro), para determinar el inicio de la formación de colonias arrugado es más sensible, pero también más subjetivo, que a la determinación del diámetro de la mancha. Aun así, ambas medidas proporcionan una evaluación semi-cuantitativa de un fenotipo que es extremadamente útil para los investigadores del biofilm, pero no se presta fácilmente a quantification. Al realizar los ensayos de cultivos de manchas, es importante tener en cuenta las condiciones ambientales en las que las cepas detectadas se cultivan. La formación de colonias arrugada es a menudo influenciado por diversas condiciones ambientales, incluyendo la disponibilidad de nutrientes, temperatura y humedad. Para reducir la variabilidad entre los experimentos, es útil para normalizar estas condiciones tanto como sea posible (es decir, la normalización de las placas de agar a un volumen determinado y el cultivo de las cepas detectadas a una temperatura controlada). Para un mayor control de la variabilidad entre los experimentos de localización, es importante incluir las cepas de control adecuados dentro de cada serie de experimentos. Finalmente, al interpretar los datos de estos ensayos, es necesario realizar ningún experimento un varias veces (3 +), especialmente cuando la evaluación de las diferencias sutiles en la formación de colonias arrugada (por ejemplo, un retraso en la formación de biopelículas o diferencias de modelado). Algunas de las limitaciones de este protocolo son: 1) deterIng. si las células tienen un defecto en el crecimiento puede ser difícil: el crecimiento de células en cultivo líquido no pueden reflejar con precisión las tasas de crecimiento en medios sólidos, y una determinación exacta del crecimiento de las células formadoras de biopelículas, que pueden adherirse entre sí, puede no ser posible; 2) las cepas con defectos de crecimiento será problemático para analizar; 3) puede que no sea posible distinguir las diferencias de diámetro entre las cepas con fenotipos biofilm sutiles; 4) para las cepas que no crecen en un anillo concéntrico puede que no sea posible medir con precisión cambios en el diámetro, 5), mientras que los patrones pueden ser observadas durante la formación de biopelículas, no hay manera de cuantificar el patrón de la biopelícula resultante, y 6) no hay manera de medir la dimensión Z de la biopelícula con este montaje experimental . A pesar de estas limitaciones, sin embargo, este protocolo ofrece un medio para obtener datos numéricos para ayudar a evaluar la formación de colonias arrugada. En este protocolo, que utilizan una imagen específicasistema (es decir, un microscopio Zeiss disección y ProgRes CapturePRO software de imágenes) para observar y evaluar la formación de colonias arrugada. El sistema de imagen descrito aquí es potente: la capacidad de detectar el inicio de la formación de colonias arrugada, y por lo tanto evaluar el desarrollo con un enfoque curso del tiempo, es mucho mayor a través del uso de un microscopio de disección. Sin embargo, si esta tecnología no está disponible, el protocolo puede ser adaptado para su uso con otros equipos, incluyendo una simple cámara digital con un zoom de enfoque. Si bien este protocolo se centra en la evaluación del desarrollo de colonias arrugada, también podría ser modificado para evaluar la formación de película, una forma de biopelícula que se desarrolla cuando las células están creciendo estáticamente en cultivo líquido. Este protocolo también puede ser útil en la evaluación de otros indicadores de la formación de biopelículas, incluyendo la incorporación de los tintes específicos en las colonias observadas durante el desarrollo del biofilm. Estos incluyen, pero no se limitan a, colorantes tales como Rojo Congo y calcofluo que puede unirse a la celulosa, un componente común de biopelículas bacterianas 16. Además, este protocolo, aunque desarrollado para su uso con V. fischeri, no se limita a este organismo, pero puede generalizarse a estudiar la formación de biopelículas en numerosos organismos diferentes, tales como Bacillus subtilis, 4 Vibrio cholerae 5, Vibrio 6, 7 y Pseudomonas aeruginosa, que toda la formación exhibición colonia arrugada. Finalmente, también se puede adaptar para estudiar otras morfologías de colonia que tienen un patrón de desarrollo, tales como, potencialmente, el patrón que se produce durante el crecimiento de Myxococcus xanthus 17 y desarrollo de la estructura aérea en Pseudomonas aeruginosa 18. Este protocolo es, pues, de uso general para los investigadores de microbiología y la biopelícula.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del Equipo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Zeiss Stemi 2000-C Microscopio de disección </td><td> Zeiss </td><td> 45505300000000000 </td><td> (Obtenido a través del microscopio Lukas) </td></tr><tr><td> ProgRes C10 PLUS </td><td> JENOPTIK Optical Systems GmbH </td><td> 017953-602-26 </td><td> Apego cámara (que se obtiene a través del microscopio Lukas) </td></tr><tr><td> CL 1500 CE Fuente de luz fría </td><td> Zeiss </td><td> 4355400000000000 </td><td> (Obtenido a través del microscopio Lukas) </td></tr><tr><td> ProgRes CapturePRO </td><td> JENOPTIK Optical Systems GmbH </td><td> El software libre con la cámara registrada </td><td> Programa informático para la captura de la imagen </td></tr><tr><td> Imagen de J </td><td> NIH </td><td> El software libre a partir de:ij / download.html &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html </td><td> Programa de Ordenador para mediciones de diámetros </td></tr></tbody></table>

un enfoque semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas con el desarrollo de colonias arrugada

A Semi-quantitative Approach to Assess Biofilm Formation Using Wrinkled Colony Development

Las biopelículas, o adjuntos de superficie comunidades de células encapsuladas en una matriz extracelular, representan un estilo de vida común para muchas bacterias. Dentro de un biofilm, las células bacterianas presentan a menudo alterado la fisiología, incluyendo una mayor resistencia a los antibióticos y otros problemas ambientales 1. Además, los biofilms pueden desempeñar papeles importantes en las interacciones huésped-microbio. Las biopelículas se desarrollan cuando las bacterias de la transición individual, las células planctónicas para formar complejos multicelulares comunidades 2. En el laboratorio, los biofilms son estudiados por la evaluación del desarrollo de fenotipos específicos de biofilm. Un fenotipo biopelícula común implica la formación de colonias bacterianas arrugadas o rugosa en agar sólido medios 3. La formación de colonias arrugada proporciona un medio particularmente simple y útil para identificar y caracterizar las cepas bacterianas que presentan fenotipos alterados biofilm, y para investigar las condiciones ambientales que la formación de biofilm impacto. Wrila formación de colonias nkled sirve como un indicador de la formación de biopelículas en una variedad de bacterias, incluyendo tanto bacterias Gram-positivas, tales como 4 Bacillus subtilis y bacterias Gram-negativas, tales como Vibrio cholerae 5, 6 Vibrio, Pseudomonas aeruginosa 7, y Vibrio fischeri 8. La bacteria marina V. fischeri se ha convertido en un modelo para la formación de biopelículas, debido al papel crítico de las biopelículas durante la colonización de acogida: biofilms producidos por V. fischeri promover la colonización de las hawaianas autotanques 10.08 calamar Euprymna scolopes. Es importante destacar que, fenotipos biofilm observados in vitro se correlaciona con la capacidad de V. fischeri células para colonizar efectivamente los animales de acogida: las cepas con discapacidad para la formación de biofilm in vitro poseen un defecto de la colonización 9,11, mientras que las cepas exhiben mayorfenotipos biofilm se han mejorado para la colonización de 8,12. V. fischeri por lo tanto, proporciona un sistema sencillo modelo para evaluar los mecanismos mediante los cuales las bacterias regulan la formación de biopelículas y cómo los biofilms la colonización impacto en el host. En este reporte se describe un método semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas con V. fischeri como un sistema modelo. Este método implica el cuidado de manchado de cultivos bacterianos en concentraciones y volúmenes definidos sobre medios de agar sólidos; un cultivo manchado es sinónimo de una sola colonia bacteriana. Esta técnica de &quot;cultura manchada &#39;puede ser utilizado para comparar los fenotipos graves de biopelículas en individuales y específicas, los puntos de tiempo (de punto final ensayos), o para identificar y caracterizar los fenotipos sutiles biofilm a través de ensayos del curso de tiempo de desarrollo de los mismos y las mediciones del diámetro de las colonias , que está influenciado por la formación de biopelículas. Así, esta técnica proporciona un análisis semi-cuantitativo de la formación de biopelículas, pormitting evaluación de los tiempos y patrones de desarrollo de la colonia arrugada y el tamaño relativo de la estructura de desarrollo, características que van más allá de la morfología general sencillo.

Ofrecemos una manera simple, semi-cuantitativo método para investigar la formación de biopelículas<em&gt; In vitro</em&gt;. Este método se aprovecha de la STEMI Zeiss 2000-C Microscopio de disección (con el accesorio de cámara) para monitorear tanto el tiempo y el patrón de la formación de biopelículas, según lo evaluado por el desarrollo de colonias rugosas.

Un enfoque semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas Con el desarrollo de colonias arrugada

Los biofilms, o comunidades de células adheridas a superficies y encapsuladas en una matriz extracelular, representan un estilo de vida común para muchas bacterias. Dentro de un...

El objetivo general de este procedimiento es identificar y medir los cambios en la formación de biopelículas mediante la evaluación del desarrollo de la formación de colonias arrugadas a lo largo del tiempo. Esto se logra primero cultivando cepas bacterianas de interés en cultivo líquido. El segundo paso consiste en colocar los cultivos sobre agar nutritivo.A continuación, se monitorean las colonias a lo largo del tiempo para identificar el momento en que comienzan a desarrollar estructuras tridimensionales indicativas del inicio de la formación de colonias arrugadas. Se sigue el desarrollo de la morfología colonial hasta que no se visualizan cambios adicionales. Finalmente, se utiliza microscopía de las colonias para mostrar diferencias en el desarrollo de biopelículas a lo largo del tiempo por cepas específicas o bajo condiciones específicas, de manera semicuantitativa.La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes es que permite un análisis semicuantitativo de la formación de biopelículas bacterianas mediante el desarrollo de una morfología de colonia arrugada. Aunque este método puede aportar información sobre la formación de biopelículas en Vireo fishery, también puede aplicarse a la caracterización de fenotipos de biopelícula en otros sistemas bacterianos como basc, slus, pseudomonas osa y vial cholera. Tuvimos por primera vez la idea de este método cuando identificamos mutantes bacterianos que mostraban un retraso en el desarrollo de la formación de colonias arrugadas.La formación de biopelículas generalmente está influenciada por la densidad celular y la velocidad de crecimiento. Por lo tanto, antes de evaluar la morfología de colonias arrugadas, se debe determinar la velocidad de crecimiento y el rendimiento de las cepas de interés. Mida el aumento en la densidad óptica o DO de cada cepa a lo largo del tiempo y trace una curva de crecimiento para determinar el rendimiento o el número final de células.Se puede utilizar un ensayo de siembra celular. Las cepas bacterianas de interés se cultivan en medio líquido, y luego se siembran diluciones de los cultivos en placas de agar. Tras la incubación, se calcula el número de células viables y se representa gráficamente como se muestra aquí.También es importante identificar las mejores condiciones de inoculación que revelen las diferencias más notorias entre el control y el mutante de interés. Para lograrlo, antes de realizar la inoculación, cultive cepas en crecimiento en caldo bajo diversas condiciones, como diferentes medios o temperaturas, y en distintas fases de crecimiento, como la fase exponencial o la fase estacionaria. Inocule 10 microlitros de cultivo con diversas densidades celulares en el medio apropiado e incube a la temperatura deseada hasta que las morfologías de las colonias sean evidentes. De este modo, se puede determinar la DO óptima inicial para un conjunto determinado de cepas o condiciones con el fin de comenzar este procedimiento.Inocule células de Fisher de placas de agar en cinco mililitros de medio de sal LB o LBS que contenga los antibióticos necesarios, e incube con agitación a 28 grados Celsius durante la noche. A la mañana siguiente, realice un subcultivo de las células con una dilución uno a 100 en cinco mililitros de medio LBS fresco e incube bajo las mismas condiciones hasta que las células alcancen la DO deseada a 600 nanómetros. Para Vibrio fii, se obtienen los mejores resultados cuando las colonias se generan a partir de cultivos con una DO de aproximadamente 0,2. A continuación, pipetee un mililitro de cada cultivo en un tubo microfuga y centrifugue a velocidad máxima.Durante un minuto, elimine el sobrenadante por aspiración y resuspenda el precipitado en un mililitro de agua de mar artificial estéril al 70 % o en una centrífuga de SW. Este paso de lavado eliminará nuevamente los restos de medio y los componentes extracelulares. Tras la centrifugación, retire el sobrenadante y resuspenda el precipitado lavado en un mililitro de SW al 70 % para asegurar que cada muestra contenga el número de células estimado mediante la DO a 600 nanómetros.Realice los ajustes necesarios diluyendo muestras más concentradas con 70 %A SW adicional. Aplique 10 microlitros de cada cultivo en placas LBS que contengan los antibióticos necesarios. Asegúrese de mantener la pipeta con el dedo justo por encima de la superficie del agar y aplique la muestra verticalmente, no en ángulo. Expulse el líquido lentamente para lograr una distribución uniforme del punto. Incluya los controles positivo y negativo apropiados en la misma placa.Al evaluar la formación de colonias arrugadas como placas menores, la variación AFL puede afectar el desarrollo del biofilm. El aspecto más difícil de este procedimiento es identificar el inicio de la formación de colonias arrugadas. A veces, solo es evidente después de que ha comenzado el desarrollo.Para capturar el inicio del desarrollo de colonias arrugadas, tomamos puntos temporales cada hora dentro de un período específico. Esto también nos permite retroceder y realizar comparaciones después de que el desarrollo haya comenzado. Para asegurar que el cultivo en el punto permanezca uniformemente distribuido, permita que la gota se seque antes de mover la placa al incubador, invierta las placas e incube a 28 grados Celsius.Una forma de evaluar la morfología de los cultivos punteados es mediante un ensayo de punto final, que consiste en la evaluación de la formación de colonias arrugadas en un punto de tiempo predeterminado tras el punteo. Este es un resultado representativo de un ensayo de punto final en el que se evaluó la formación de colonias arrugadas. Cuarenta horas después del punteo, se muestra a la izquierda una cepa de Vibrio FII que no forma biopelícula y a la derecha una cepa formadora de biopelícula.El ensayo de punto final es útil para cepas que exhiben o se propone que exhiben defectos severos en la formación de biopelículas. Otro ensayo para evaluar la morfología de la colonia es un ensayo de curso temporal en el que se evalúa la formación de colonias arrugadas durante un período de tiempo posterior al inoculado para facilitar el seguimiento del tiempo transcurrido desde el inoculado. Configure un temporizador para contar hacia arriba.En esta demostración, se monitoreará cada hora la morfología del punto en crecimiento, comenzando entre 12 y 15 horas después de la siembra, utilizando un microscopio estereoscópico con una cámara acoplada y software de adquisición y análisis de imágenes. Se utilizan programas informáticos para observar y documentar la morfología de la colonia y para evaluar el inicio y la progresión de la formación de colonias arrugadas. Antes de obtener imágenes de los cultivos sembrados, normalmente se retira la tapa de la placa de Petri para obtener la imagen más nítida posible.Aquí, los cultivos se iluminan desde abajo a través de una plataforma de vidrio transparente con una fuente de luz fría, mientras que las imágenes se capturan desde arriba. Este montaje es óptimo para la obtención de imágenes del desarrollo de colonias arrugadas porque las colonias de Vibrio fisheri son translúcidas. Para visualizar mejor el desarrollo de colonias arrugadas, ajuste tanto la intensidad de la iluminación como el ángulo de reflexión por debajo de las colonias bacterianas, de modo que pueda distinguirse la morfología tridimensional de los biofilms en desarrollo.Determine las condiciones óptimas de iluminación que proporcionen el mayor contraste entre la colonia punteada y el fondo de agar circundante. Es importante utilizar siempre la misma magnificación al obtener imágenes durante todo el experimento, utilizando la palanca situada en la parte trasera de la cámara; cambie la vista desde el ocular del microscopio a la pantalla del ordenador, ajuste la imagen, enfoque adecuadamente y luego capture la imagen. Obtenga imágenes adecuadas para documentar el inicio y el desarrollo de la formación de colonias arrugadas. El experimento finaliza cuando ya no haya un desarrollo adicional del biofilm.Al finalizar los experimentos realizados, las imágenes se consolidan en figuras para visualizar el desarrollo del patrón a lo largo del tiempo para cada cepa o condición. Observe cuánto tiempo transcurre desde el momento de la inoculación hasta el momento en que se inicia la formación de colonias arrugadas; el inicio de la formación de colonias arrugadas se define como el punto temporal en el que resulta aparente por primera vez la formación de patrones y estructuras tridimensionales. En este ejemplo, la iniciación de la formación de biopelícula es evidente a las 12 horas para una cepa control competente en biopelícula de Vibrio FII mostrada en el panel superior.En el panel inferior, una imagen representativa de una cepa mutante de Vibrio FII que exhibe un retraso de cuatro horas en el inicio de la formación de colonias arrugadas a lo largo del tiempo, con la formación de biopelícula iniciándose a las 16 horas posteriores a la inoculación. Obsérvese que, aunque se observan diferencias sutiles entre estas cepas en los puntos temporales más tempranos a las 40 horas, las cepas presentan un aspecto similar en la intensidad y el patrón de formación de biopelícula en cada punto temporal posterior al inicio de la formación de colonias arrugadas. Debe anotarse el patrón de desarrollo de las colonias arrugadas.La arquitectura puede desarrollarse desde el exterior hacia el interior, como se ilustra en el panel A, o puede desarrollarse desde el interior hacia el exterior, como se ilustra en el panel B. Esta evaluación proporciona un mecanismo para distinguir los biofilms formados por diferentes cepas o bajo distintas condiciones. Una segunda medida semicuantitativa de la formación de biofilm aprovecha el cambio en el diámetro de la colonia a lo largo del tiempo. Como se muestra en el panel superior, una cepa representativa de competencia para biofilm forma colonias que aumentan en complejidad y diámetro.En contraste, otra cepa mostrada en el panel inferior no forma biopelículas. Finalmente, esta figura muestra una representación gráfica del aumento en el diámetro de la colonia a lo largo del tiempo. Para las mismas dos cepas, la cepa competente en biopelículas está representada por círculos blancos.Mientras que la cepa que no forma biopelículas está representada por cuadrados negros. Este análisis reveló que el tamaño de las colonias competentes para formar biopelículas aumenta a una tasa mayor que el de las colonias negativas para biopelículas, y al punto final del tiempo, ambas difirieron en casi el doble. Al realizar este procedimiento, es importante recordar aplicar cuidadosamente cada cepa y documentar la formación de la colonia arrugada inicial para cada cepa.Tras seguir este protocolo, se pueden realizar otros métodos, como un ensayo iCal o una tinción cristal violeta, con el fin de responder preguntas adicionales sobre los procesos implicados y la formación de biopelículas.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

El ensayo describe un método rápido para medir la formación de biopelículas a principios de bacterias y hongos. Este método utiliza una placa de microtitulación como sustrato para la formación de biopelículas microbianas, y el biofilm se visualiza utilizando la cepa de cristal violeta. El ensayo ofrece ya sea un ensayo cualitativo o cuantitativo de la formación de biofilm temprano.

Plato de microtitulación de formación de biopelículas de ensayo

En este artículo se describe el procedimiento para la formación y la visualización de un biofilm bacteriano crecido dentro de una cámara de diapositivas 8...

En la formación de biofilm in vitro en una diapositiva Cámara de 8 pocillos

Fuente: Bucher, T., et al., Metodologías para estudiar biopelículas de B. subtilis como modelo para caracterizar inhibidores de biopelículas de moléculas pequeñas. J. Vis. Exp.(2016)Este vídeo demuestra la preparación de colonias bacterianas maduras de biofilm para imágenes de alta resolución. Cubre los pasos de fijación, deshidratación, montaje y recubrimiento metálico para preservar y visualizar la morfología de la biopelícula.

Preparación de colonias de biofilm bacteriano para análisis morfológicos

El video muestra un ensayo de adherencia en fase sólida para evaluar la formación de biopelículas. En una placa de pocillos múltiples, las bacterias en medios suplementados con sales biliares se adhieren a las superficies sólidas, formando biopelículas, lo que se confirma mediante colorimetría a través de la tinción de violeta cristalino y el tratamiento con etanol.

Un ensayo de adherencia en fase sólida para evaluar la formación de biopelículas

Se presenta un protocolo para la cuantificación y comparación concurrente de tres componentes celulares y extracelulares dentro de biofilms. La metodología implica el uso de microscopía de escaneo láser confocal, software de análisis y visualización estructural de biopelículas y software de análisis estadístico.

Cuantificación concurrente de componentes celulares y extracelulares de biofilms

Este estudio presenta el desarrollo de metodologías reproducibles para estudiar los inhibidores de biopelículas y sus efectos sobre la multicelularidad de Bacillus subtilis.

Metodologías para el estudio<em&gt; B. subtilis</em&gt; Las biopelículas como modelo para la caracterización de Pequeño Biofilm inhibidores de moléculas

Este protocolo describe un nuevo método para hacer crecer y cualitativamente analizar biopelículas bacterianas en hifas de los hongos por microscopía confocal y electrónica.

Un nuevo método para el análisis cualitativo multi-escala de biopelículas bacterianas en filamentosa fúngica Colonias Utilizando microscopía confocal y electrónica

Describimos a fijación, inclusión en parafina y finas técnicas seccionamiento de biofilms microbianos de la Colonia. En muestras preparadas, patrones de expresión de subestructura y reportero de biofilm pueden visualizarse por microscopía.

Inclusión en parafina y finas secciones de Biofilms microbianos Colonia para el análisis microscópico

Este protocolo describe la preparación del inóculo, la cuantificación de la biopelícula en placas de microtitulación utilizando colorante violeta cristalino, el recuento viable en biopelículas y la visualización de biopelículas de Acinetobacter.

Estrategias de cuantificación, evaluación de viabilidad y visualización de biopelículas de Acinetobacter

Este protocolo ofrece un flujo de trabajo modular BSL-2 que combina ensayos de biomasa cristal-violeta, cinética de contraste de fase en lapso de tiempo, mapeo confocal 3D/matricial, ultraestructura SEM y un módulo in vivo de infección por hámster para cultivar, cuantificar, caracterizar e investigar el papel funcional de la biopelícula de Leptospira , permitiendo la evaluación estandarizada de mutantes e intervenciones antibiofilm en laboratorios.

Un flujo de trabajo modular para el análisis cuantitativo, estructural y funcional de biopelículas de Leptospira

Aprenda un método semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas mediante el desarrollo de colonias arrugadas en bacterias. Esta técnica permite analizar la morfología colonial y comparar fenotipos de biopelícula entre diferentes cepas.

Un enfoque semi-cuantitativo para evaluar la formación de biopelículas Con el desarrollo de colonias arrugada

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