Name: El trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Aprende el trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas para investigar procesos inmunológicos e inflamatorios. Este modelo experimental permite evaluar la supervivencia a largo plazo y la función del injerto.

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1. Donante de Operación <ol><li> La rata donante debe mantenerse en ayunas durante 24 horas (acceso libre a una solución de agua / glucosa). </li><li> Para inducir la anestesia por inhalación isoflurano, comience con un 2% en atomizador estándar, y luego reducir a 1% después de realizar una laparotomía. Realice una pizca dedo para comprobar la sedación. </li><li> Afeitar el abdomen y limpiar con preparación de la piel 3 veces (Kodan). A continuación, realizar una incisión media después de la administración subcutánea del analgésico. </li><li> Después de que el injerto se envuelve en una gasa empapada en solución salina, separar las adherencias fisiológicas entre el páncreas y el colon ascendente suavemente con un Q-tip (bajo el microscopio quirúrgico con el aumento de 6x). </li><li> Ligar y dividir los vasos cólicos ileocecal y derecho y medio con 7-0 seda. Después de que el colon ascendente se extiende hacia el lado derecho de la vena mesentérica superior (SMV), los vasos cólicos ileocecal, central y derecha se pueden identificar para la ligadura y división, usando 7-0 lazos. </li><li> Retraer el estómago hacia arriba, de modo que la SMV todo se endereza y expuesta. Utilice una pinza mosquito para la retracción. La pinza se mantiene en masa de plastilina formado en forma según sea necesario. </li><li> Ligar y dividir las venas pancreático-duodenales procedentes de la SMV. Todos los pequeños pancreático-duodenales venas procedentes de la SMV debe identificarse cuidadosamente, se ligó con seda 7-0 y dividida antes de que el tejido pancreático se puede quitar desde el injerto. </li><li> Ligar y dividir el tejido conectivo incluyendo perder todos los vasos linfáticos entre el SMV y la aorta abdominal. Con la prótesis todavía en el lado derecho del abdomen, el perder tejido conectivo incluyendo todos los vasos linfáticos entre el SMV y la aorta abdominal es accesible. Este tejido conectivo deben ser ligados utilizando seda 7-0 y se divide para evitar linforrea postoperatoria del injerto intestinal. </li><li> Ligar y dividir la arteria renal derecha. Después de que el tejido conectivo se divide, la arteria renal derecha se convierte en accessible y se liga y se divide usando seda 7-0. </li><li> Sistémicamente heparinise la rata usando 200 unidades de heparina iv a través de la vena del pene. </li><li> Ligar las arterias marginales, y dividir el intestino delgado en la unión duodeno-yeyunal y en el íleon terminal. </li><li> La aorta se liga proximal al origen de la SMA. La vena porta se secciona en la confluencia con la vena esplénica. A continuación, el injerto se cosecha con su pedículo vascular que consiste de la SMA con un segmento de la aorta. </li></ol> 2. Procedimiento Backtable <ol><li> Perfundir el injerto usando 3 ml de solución de la Universidad de Wisconsin (UW) a 4 ° C a través del conducto aórtico e irrigar el lumen intestinal desde el extremo yeyunal con 30 ml de Uro-Nebacetin solución de N a 4 ° C (lumen de irrigación es obligatorio) . </li></ol> Inmediatamente después de extraer el injerto, el conducto aórtico se utiliza para la perfusión con 3 ml de solución fría de UW. Para ello, un 20 G iv catéter enuna jeringa de 10 ml se utiliza. El perfundido se debe observar para fluir libremente desde la vena portal dividido. Para la irrigación intestinal con Nebacetin, una jeringa de 50 ml se utiliza. <ol start="2"><li> Almacenar el injerto en solución UW a 4 º C durante la preparación del receptor. </li></ol> 3. Receptor Operación <ol><li> La rata receptora debe mantenerse en ayunas durante 24 horas (acceso libre a una solución de agua / glucosa). </li><li> Para inducir la anestesia por inhalación isoflurano, comience con un 2% en atomizador estándar, y luego reducir a 1% después de realizar una laparotomía. Realice una pizca dedo para comprobar la sedación. </li><li> Afeitar el abdomen y limpiar con preparación de la piel 3 veces (Kodan). A continuación, realizar una incisión media después de la administración subcutánea de Carprofen 5 mg / kg sc de analgesia. </li><li> Envuelva el recipiente en condiciones normales del intestino gasa empapada en solución salina y se coloca en el pecho del receptor. </li><li> Abra el retroperitoneo sin rodeos con Q-tips, y exponer el abdominal aorta y vena cava inferior justo por debajo de los vasos renales hasta el nivel de los vasos ilíacos, si es necesario también utilizar microtijeras. Se liga el tribuaries pequeñas espinal lumbar y de la aorta y la vena cava utilizando 7-0 seda para evitar la pérdida de sangre. (Para ello, cambie el zoom de 16x microscopio quirúrgico.) </li><li> Pinzamiento de la aorta y la vena cava inferior por debajo de la de los vasos renales proximales izquierdas y por encima de la bifurcación ilíaca distal utilizando clips de microvasos. Sólo una de las pinzas se utiliza proximalmente como distalmente así como para sujetar los dos buques simultáneamente. Una incisión ambos buques anteriormente utilizando un microknife y lavar la sangre restante. </li><li> Crear una anastomosis de extremo a lado entre el segmento aórtico injerto y la aorta infrarrenal del destinatario mediante una continua 10-0 sutura Prolene .. Inicialmente, el injerto se coloca en el lado derecho del abdomen (la cabeza de la rata colocada en las 12 horas) para realizar las puntadas de la pared posterior de la anastomosis arterial y la vinculación de la sutura estancia inferior. Then, el injerto se gira hacia el lado izquierdo del abdomen (la cabeza de la rata colocada en las 9 horas) para exponer y suturar la pared frontal de la anastomosis. </li><li> Una anastomosis de extremo a lado entre la vena porta y la vena cava inferior del injerto del destinatario se realiza igualmente mediante la ejecución de suturas utilizando 10-0 Prolene. Con la rata fijas situadas lateralmente (cabeza en posición de las 9), el injerto se coloca en el lado izquierdo del abdomen y una sutura de estancia inferior se coloca. La anastomosis se inicia con la pared posterior desde el interior del recipiente. Después de la sutura estancia inferior está ligado, las puntadas de la pared principal se puede realizar desde el exterior. </li><li> Retire las abrazaderas distales en primer lugar, seguidos de las abrazaderas superiores. Cualquier hemorragia anastomótica es controlado por la presión directa con un Q-tips. El injerto debe ser revisado por reperfusión igual y rápida. </li><li> Resecar el intestino delgado del receptor entero después de la ligadura de los vasos mesentéricos. Los beneficiarios se someten enterectomía subtotal, preservando 2-3 cm de proyeyuno ximal y 1 cm de íleon distal. </li><li> Restaurar la continuidad intestinal por proximal (yeyuno-yeyunostomía) y distal (ileo-ileostomía) de extremo a extremo utilizando una anastomosis intestinales interrumpido de una capa de sutura con 6-0 Monocryl. Aproximadamente 16 puntos de sutura se necesitan para completar las anastomosis. </li><li> Irrigar la cavidad peritoneal con solución salina normal hasta que esté limpia. Administrar 2 ml de solución salina normal por vía intraperitoneal para la reposición de líquidos. A continuación, cierre el abdomen con sutura continua con 3-0 Vicryl para la capa muscular más una sutura de la piel continua. </li><li> En el postoperatorio, las ratas se debe mantener en ayunas (con acceso al agua y una solución de glucosa) por otro de 24 horas luego reanudaron el estándar rata chow y agua ad libitum. Analgesia con carprofeno se debe administrar durante 3 días (ver dosis más adelante). </li></ol>

<ol><li>Abu-Elmagd, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+Hundred+Intestinal+and+Multivisceral+Transplantations+at+a+Single+Center%3A+Major+Advances+With+New+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Five Hundred Intestinal and Multivisceral Transplantations at a Single Center: Major Advances With New Challenges.</a> Ann. Surg. 250 (4), 567-56 (2009).</li>
<li>Berney, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+versus+systemic+drainage+of+small+bowel+allografts%3A+comparative+assessment+of+survival%2C+function%2C+rejection%2C+and+bacterial+translocation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Surg%22%5BJournal%5D)">Portal versus systemic drainage of small bowel allografts: comparative assessment of survival, function, rejection, and bacterial translocation.</a> J. Am. Coll. Surg. 195 (6), 804(2002).</li>
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<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunomodulation+of+intestinal+transplant+with+allograft+irradiation+and+simultaneous+donor+bone+marrow+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Immunomodulation of intestinal transplant with allograft irradiation and simultaneous donor bone marrow infusion.</a> Transplant Proc. 31 (1-2), 565(1999).</li>
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<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+and+impact+of+organ+harvesting+and+ischemia-reperfusion+injury+within+the+graft+muscularis+in+rat+small+bowel+transplantation.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">Mechanism and impact of organ harvesting and ischemia-reperfusion injury within the graft muscularis in rat small bowel transplantation. Transplant.</a> Proc. 38 (6), 1821(2006).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+the+muscularis+propria+after+intestinal+transplantation%3A+the+alloresponse%2C+inflammation%2C+and+smooth+muscle+function%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and the muscularis propria after intestinal transplantation: the alloresponse, inflammation, and smooth muscle function.</a> Transplantation. 85 (10), 1465(2008).</li>
<li>Xue, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+experience+of+refined+3-cuff+technique+for+orthotopic+small-bowel+transplantation+in+rat%3A+a+report+of+270+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical experience of refined 3-cuff technique for orthotopic small-bowel transplantation in rat: a report of 270 cases.</a> Am. J. Surg. 198 (1), 110(2009).</li>
<li>Zhang, X. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+techniques+in+rat+heterotopic+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Simplified techniques in rat heterotopic small bowel transplantation.</a> Transplant. Proc. 38 (6), 1840(2006).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+establishment+of+a+new+en+bloc+combined+liver-small+bowel+transplantation+model+in+rats.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">The establishment of a new en bloc combined liver-small bowel transplantation model in rats. Transplant.</a> Proc. 39 (1), 278(2007).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Mientras que los modelos de trasplante intestinal en ratas se han descrito ya en el 1970ies 5 la mayoría de los modelos recientemente empleadas implican trasplante heterotópico intestinal utilizando diferentes técnicas 13. Si bien los procedimientos heterotópico en general, tienen la ventaja de las técnicas de microcirugía más y más fácil accesibilidad del injerto para la evaluación, el trasplante heterotópico intestinal tiene la gran desventaja de no tener en cuenta las múltiples interacciones del...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> Universidad de Wisconsin (UW) solución (ViaSpan) </td><td> Bristol-Myers Squibb </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Uro-N Nebacetin solución </td><td> Nycomed </td><td> 6967855 </td><td></td></tr><tr><td> Ampicilina </td><td> Ratiopharm </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Carprofeno (Rimadyl) </td><td> Pfizer </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10-0 sutura Prolene unresorbable </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Monocryl 6-0 sutura reabsorbible </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Vicryl 3-0 sutura reabsorbible </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> iv catéter G 20 mm 1.1x33 </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> El catéter iv G 22 0.9x25 mm </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kodan Skin Prep </td><td> Schülke </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Infusión NaCl 0,9% de solución </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinzas curvas pequeña </td><td> FineScienceTools </td><td> 11009-13 </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinzas curvas </td><td> AESCULAP </td><td> BD 333 </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinzas curvas </td><td> AESCULAP </td><td> FD281R </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pinza recta 1 </td><td> WPI </td><td> 5 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pinza recta 2 </td><td> WPI </td><td> 2 </td><td></td></tr><tr><td> Soporte de la aguja Micro </td><td> WPI </td> &lt;td&gt; 14081 </td><td></td></tr><tr><td> Micro tijeras </td><td> FineScienceTools </td><td> 15006-09 </td><td></td></tr><tr><td> Micro bisturí </td><td> MANI </td><td> Oftálmica cuchillo </td><td></td></tr><tr><td> Micro pinzas </td><td> AESCULAP </td><td> FB329R </td><td></td></tr></tbody></table>

el trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Trasplante de intestino delgado se ha convertido en una opción aceptada clínica de los pacientes con síndrome de intestino corto y la falta de nutrición parenteral (fallo intestinal irreversible). En los centros especializados mejorado la gestión operativa y estrategias han llevado a excelente a corto y medio plazo paciente y la supervivencia del injerto al tiempo que proporciona alta calidad de vida 1,3. A diferencia del trasplante más común de otros órganos sólidos (corazón, es decir, hígado) muchos mecanismos subyacentes de la función del injerto y las alteraciones inmunológicas inducidas por el trasplante intestinal no son del todo conocidos 6,7. Los episodios de rechazo agudo, sepsis e insuficiencia crónica del injerto son los principales obstáculos aún menos favorable que contribuyen al resultado a largo plazo y dificultando un empleo más generalizado del procedimiento a pesar de un número creciente de pacientes con nutrición parenteral domiciliaria que potencialmente se beneficiarían de un trasplante. El intestino delgado contieneun gran número de leucocitos pasajeros comúnmente como parte del sistema linfoide asociado a intestino (GALT) esta siendo parte de la razón de la alta immunogenity del injerto intestinal. La presencia y la proximidad de muchos comensales y patógenos en el intestino explica la gravedad de los episodios de sepsis una vez integridad de la mucosa del injerto se ve comprometida (por ejemplo, rechazo). Para avanzar en el campo de datos intestinales y trasplante multiorgánico más generados a partir de modelos animales fiables y factibles que se necesita. El modelo que aquí combina la fiabilidad y viabilidad una vez establecido de una manera estandarizada y pueden proporcionar información valiosa en los subyacentes complejos mecanismos moleculares, celulares y funcionales que se activan mediante el trasplante intestinal. Hemos utilizado con éxito y perfeccionado el procedimiento descrito a lo largo de más de 5 años en nuestro laboratorio 8-11. El JoVE basado en video formato es especialmente útil para demostrar el procedimiento complejoDuré y evitar los errores iniciales de los grupos de planificación para establecer un modelo de roedor ortotópico investigando el trasplante intestinal.

Curso postoperatorio normal Los animales trasplantados deben recuperarse rápidamente del procedimiento bajo una lámpara de calor durante aproximadamente 1 hora. La hipotermia es una causa importante de mortalidad postoperatoria y debe evitarse cuidadosamente intra-y postoperatorio. Pérdidas intraoperatorias de fluido debe ser sustituido por inyección subcutánea de 2,5 ml de solución salina normal más 2,5 ml de glucosa al 5% cada 8 horas durante las primeras 24 h. Las ratas también deben tener a...

Trasplante de intestino delgado se ha convertido en una opción terapéutica en los pacientes con fallo intestinal irreversible. Nuestro modelo experimental de trasplante ortotópico del intestino delgado en ratas sirve como una herramienta fiable para abordar inmunológica subyacente y los procesos inflamatorios que complicar el trasplante intestinal.

El trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas

El trasplante de intestino delgado se ha convertido en una opción clínica aceptada para pacientes con síndrome de intestino corto y fracaso de la nutrición parenteral...

El objetivo general de este procedimiento es realizar un trasplante intestinal ortotópico en la rata. Esto se logra primero obteniendo el intestino delgado del animal donante. El segundo paso del procedimiento es la llamada preparación en mesa fría del injerto intestinal antes del trasplante.El tercer paso del procedimiento es el injerto mediante la realización de la anastomosis arterial y venosa, seguido de la reperfusión del injerto. El paso final del procedimiento es el restablecimiento de la continuidad enteral mediante la realización de la anastomosis intestinal de forma extremo con extremo, debido a la gastrostomía y a la ileostomía respectivamente. En última instancia, se pueden obtener resultados que demuestran supervivencia a largo plazo de animales trasplantados iso genéticamente mediante una excelente función del injerto y una absorción oral suficiente de nutrientes en combinaciones alogénicas.Sin embargo, se pueden estudiar diferentes aspectos del rechazo intestinal agudo y crónico. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del trasplante intestinal, como los mecanismos del rechazo agudo y crónico que podrían llevar al fracaso del injerto y afectar el resultado clínico. La demostración visual de este método es fundamental.Los pasos cruciales son difíciles de aprender, principalmente debido al pequeño tamaño de los vasos y a la necesidad de emplear una técnica microquirúrgica rápida y precisa para minimizar el tiempo de isquemia tibia. Antes de la cirugía en la rata donante, manténgala en ayunas con acceso libre a agua y solución de glucosa durante 24 horas. Después de anestesiar al animal mediante inhalación de isoflurano al 2 %, verifique la sedación realizando una prueba en los dedos del pie.Pinche, afeite el abdomen y desinfecte la piel tres veces con preparación para la piel. Luego realice una incisión mediana tras la administración subcutánea del analgésico utilizando un escalpelo. Realice una incisión mediana bajo un microscopio quirúrgico.Envuelva el intestino delgado en gasa empapada en solución salina y colóquelo en el lado izquierdo del abdomen con un compresor estéril y un hisopo. Separe suavemente las adherencias fisiológicas entre el páncreas y el colon ascendente utilizando microfórceps si es necesario, con seda siete cero como ocho, y divida los vasos ileocólicos y mesentéricos cólicos derechos después de desplazar el colon ascendente hacia el lado derecho de la vena mesentérica superior o SMV con ligaduras de siete cero como ocho, y divida los vasos cólicos derecho y medio utilizando una pinza mosquito mantenida en su lugar con yeso moldeado en forma. Retraiga el estómago hacia arriba para que toda la SMV quede rectificada y expuesta.A continuación, ligue y divida las venas pancreáticas duodenales procedentes de la vena mesentérica superior (SMV). Luego, gire el injerto hacia el lado derecho del abdomen; manteniendo el injerto en el lado derecho del abdomen, el tejido conectivo laxo, que incluye todos los linfáticos entre la vena mesentérica superior (SMV) y la aorta abdominal, queda accesible. Utilice seda 7-0 para ligar el tejido y divídalo para evitar la fuga linfática postoperatoria procedente del injerto intestinal.Alterar el tejido conectivo, ligar y dividir la arteria renal derecha. Heparinizar sistémicamente la rata utilizando 200 unidades de heparina IV a través de la vena peneana. Ligar las arterias marginales y dividir el intestino delgado en la unión duodeno-yeyunal y en el íleon terminal.Realice la ligadura de la aorta proximalmente al origen de la arteria mesentérica superior y seccione la vena porta en la confluencia con la vena esplénica. Extraiga el injerto con su pedículo vascular, que consiste en la arteria mesentérica superior con un segmento aórtico. Utilice un catéter intravenoso de calibre 20 en una jeringa de 10 mililitros a través del conducto aórtico.Perfusione el injerto utilizando tres mililitros de solución fría de la Universidad de Wisconsin o UW. Luego, con una jeringa de 50 mililitros, irri­gue el lumen intestinal desde el extremo AL con 30 mililitros de solución fría de cetina y durante la preparación del receptor. Almacene el injerto en solución fría de UW antes de la cirugía en la rata receptora.Mantenga al animal en ayunas con acceso libre a una solución de glucosa en agua durante 24 horas después de anestesiarlo con 2% de isoflurano. Administre carprofeno para analgesia intraoperatoria. Afeite el abdomen y desinfecte la piel tres veces con preparación cutánea.Luego realice una incisión media. Envuelva el intestino receptor en gasas empapadas en solución salina normal y colóquelo sobre el pecho del receptor. Utilice compresas estériles y torundas para abrir de forma roma el retroperitoneo y exponer la aorta abdominal y la vena cava inferior justo por debajo de los vasos renales, hasta el nivel de los vasos ilíacos, para evitar pérdidas de sangre como ocho.Los pequeños afluentes lumbares y espinales de la aorta y la vena cava con vasos microscópicos. Clips. Pinzar la aorta y la VCI por debajo de los vasos renales izquierdos, proximalmente y por encima de la bifurcación ilíaca. Distalmente, incise la pared anterior de ambos vasos y lave cualquier sangre residual.Trasladar el injerto al campo quirúrgico para realizar una anastomosis extremo con extremo entre el segmento aórtico del injerto y la aorta infrarrenal del receptor. Utilizar una sutura continua de prolina 10-0. Colocar el injerto en el lado derecho del abdomen y realizar las puntadas de la pared posterior de la anastomosis arterial y atar la sutura de fijación inferior.Luego gire el injerto hacia el lado izquierdo del abdomen para exponer la pared anterior de la anastomosis, manteniendo el injerto en el lado izquierdo del abdomen. Comience la anastomosis de la vena porta colocando una sutura de fijación inferior. A continuación, con prolina 10-0, realice una anastomosis de extremo a extremo entre la vena porta del injerto y la vena cava inferior del receptor.Luego, desde el exterior, asegure los puntos de la pared anterior cuando todos los puntos estén en su lugar. Retire los pinzas distales seguidas de las pinzas superiores. Aplique presión directa con hisopos de algodón para controlar cualquier sangrado anastomótico.Verifique el injerto para asegurar una reperfusión rápida e igualada tras la ligadura de los vasos mesentéricos, reseque todo el intestino delgado del receptor, conservando de dos a tres centímetros de yeyuno proximal y un centímetro de íleon distal utilizando aproximadamente 16 suturas continuas de Monocryl 6-0. Restaure la continuidad entérica mediante anastomosis intestinales extremo a extremo proximal y distal. Irriague la cavidad peritoneal con suero fisiológico hasta que quede limpia.Administre dos mililitros de solución salina normal por vía intraperitoneal para la reposición de líquidos. Luego, utilice Vicryl 3-0 para la capa muscular, además de una sutura continua de la piel para cerrar el abdomen después de la cirugía. Para una recuperación rápida, coloque la rata bajo una lámpara de calor.Mantenga al animal en ayunas con acceso a agua y solución de glucosa y administre inyecciones subcutáneas de solución salina normal y glucosa cada ocho horas durante las primeras 24 horas del día dos; reinícielos con rathel y agua ad libitum tras el procedimiento de trasplante. La apariencia general, el estado del pelaje y la apariencia de las mucosas deben ser normales después del primer día postoperatorio. El nivel de actividad debe recuperar el estado previo a la cirugía.Sin embargo, un comportamiento apático o anormal sugiere complicaciones quirúrgicas tempranas. Esta figura muestra el peso postoperatorio promedio tras el trasplante ortotópico de intestino delgado. Tras una pérdida inicial de hasta el 20 % del peso corporal, las ratas comenzarán a recuperar peso nuevamente alrededor del día seis u ocho postoperatorio, y normalmente habrán alcanzado aproximadamente el 90 % de su peso preoperatorio alrededor del día 14 postoperatorio.Al intentar este procedimiento, es fundamental prestar atención a la pérdida mínima de sangre y a la isquemia tibia breve. Tiempo necesario para lograr el éxito tras su desarrollo. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo del trasplante intestinal exploraran el rechazo agudo y crónico en un modelo de roedor.

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Investigación

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El pequeño ratón modelo de trasplante de intestino ha sido reconocido como una herramienta importante para estudiar mechanismes de rechazo inmunológico y la pantalla de nuevos fármacos inmunosupresores. Sin embargo, este modelo se limita al uso porque las técnicas en cuestión es un desafío muy técnico. Ahora se introduce la técnica modificada.

Trasplante de intestino delgado en ratones

Este video muestra el modelo de trasplante ortotópico de la aorta como un modelo simple para estudiar el desarrollo de vasculopatía del trasplante (TVP) en ratas.

Trasplante ortotópico aórtica: un modelo de rata para estudiar el desarrollo de la enfermedad vascular crónica

A continuación se describe la rata ortotópico patas traseras procedimiento de trasplante, lo que parece ser el estándar de...

Ortotópico patas traseras trasplante en ratas

Se presenta una revisión fácil de establecer de la clásica banda de dos técnicas para el trasplante ortotópico de hígado en ratas.

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Trasplante ortotópico de hígado en ratas es un modelo experimental indispensable para la investigación biomédica. A continuación les presentamos nuestros procedimientos quirúrgicos de trasplante ortotópico de hígado de rata con la reconstrucción arterial hepática mediante un injerto parcial del 50%.

Procedimientos Quirúrgicos para un modelo de rata de trasplante hepático ortotópico parcial con reconstrucción arterial hepática

La reconstrucción de la cava suprahepática (SHVC) sigue siendo un paso difícil en el trasplante orthotopic del hígado de rata. En este artículo, se muestra un protocolo paso a paso para la reconstrucción de SHVC en ratas usando una técnica de anastomosis magnética novela.

Un modelo de rata de Orthotopic trasplante del hígado usando una técnica de Anastomosis magnética novela para la reconstrucción de la Vena Cava suprahepática

El propósito de este manuscrito y el protocolo es explicar y demostrar en detalle el procedimiento quirúrgico de trasplante ortotópico de riñón en ratas. Este método se simplifica para lograr la correcta perfusión del riñón del donante y acortar el tiempo de reperfusión mediante el uso de la técnica de anastomosis del manguito venoso y ureteral.

Trasplante de riñón de rata ortotópica: un enfoque quirúrgico novedoso y simplificado

Describimos un modelo de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas, lo que implica modificaciones de las estrategias actuales, que conducen a un enfoque quirúrgico simplificado. Además, describimos un nuevo modelo de rechazo mediante inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales, permitiendo análisis inmunológicos de trasplante adicionales en ratas.

Un modelo inmunológico para el trasplante heterotópico de células musculares cardíacas y cardíacas en ratas

El modelo de trasplante renal ortotópico de rata contribuye a investigar el mecanismo de rechazo del aloinjerto renal. El modelo actual aumenta la supervivencia de los receptores sin interferencia con el suministro de sangre y el reflujo venoso de la parte inferior del cuerpo utilizando una anastomosis de extremo a extremo de la implantación renal y un método de "túnel" de extremo a lado de anastomosis uréter-vejiga.

Un modelo de trasplante renal ortotópico de rata para el rechazo del aloinjerto renal

Este protocolo describe una técnica mejorada para el trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas, centrándose en la reducción de la dificultad operativa y la mejora de las tasas de supervivencia.

Trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas

Este protocolo describe un modelo de trasplante intestinal basado en ratas con ileostomía para la evaluación de la evolución temporal de la intervención farmacológica en el rechazo del injerto.

Un modelo de rechazo de injerto de rata para trasplante intestinal con ileostomía exteriorizada para la evaluación del pronóstico longitudinal

Aprende el trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas para investigar procesos inmunológicos e inflamatorios. Este modelo experimental permite evaluar la supervivencia a largo plazo y la función del injerto.

El trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas

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