Name: Nanotopology de adhesión celular en ángulo variable total microscopía de fluorescencia de reflexión interna (VA-TIRFM) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Aprende a medir la nanotopología de adhesión celular mediante microscopía de fluorescencia de reflexión interna total de ángulo variable (VA-TIRFM). Este método permite comparar líneas celulares cancerosas y no cancerosas con precisión nanométrica.

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Los autores agradecen el Estado federado de Baden-Württemberg y la Europäische Union Europäischer-Fonds für die Entwicklung regionale - para la financiación ZAFH-PHOTON n, el Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) para la financiación de la investigación subvención no. 1792C08, así como la GmbH Baden-Württemberg-Stiftung para la financiación del proyecto &quot;Aurami&quot;.

1. Siembra y la incubación de células <ol><li> Se siembran las células individuales, por ejemplo U373-MG o U-251-MG células de glioblastoma a una densidad típica de 100 células / mm 2 sobre un portaobjetos de vidrio y crecer para 4872 hr en medio de cultivo (por ejemplo, RPMI 1640 suplementado con 10% suero de ternera fetal y antibióticos), utilizando una incubadora a 37 ° C y 5% CO 2. </li><li> Se incuban las células con un marcador de membrana, por ejemplo, 6-dodecanoil-2-dimetilamino naftaleno (laurdan) aplicada durante 60 min a una concentración de 8 M (en medio de cultivo) 4, o un marcador de citoplasma, por ejemplo calceína acetomethlyester aplicado durante 40 min a una concentración de 5 mM 3, o un fotosensibilizador asociado a la membrana, por ejemplo, la protoporfirina IX inducida tras la incubación de 4 horas con su precursor ácido 5-aminolevulínico (5-ALA; 1 mM) 4,5. </li><li> Lavar las células con medio de cultivo o tampón fosfato salino (PBS) antes de la microscopía de fluorescencia. &lt;/ Li&gt; </ol> 2. VA-TIRFM <ol><li> Usar un microscopio vertical, por ejemplo, Zeiss Axioplan, y sustituir su condensador por un dispositivo de iluminación, como se describe en la ref. 3 con un semiesférica o un prisma de vidrio hemi-cilíndrica acoplada ópticamente a la corredera objeto (véase la Figura 1). </li><li> Utilice un haz colimado láser paralelo que después de la impresión por el prisma de vidrio y otros componentes ópticos (por ejemplo espejo cóncavo) vuelve a producirse en un haz paralelo en la superficie de la muestra (rayo telecéntrico alumno). Tener cuidado de que el vector de campo eléctrico es polarizada perpendicular con el plano de incidencia. </li><li> Use un espejo ajustable situado en el interior del condensador que se forma la imagen en el plano de muestra y se ilumina la muestra bajo un ángulo variable de incidencia (rayos objeto). El espejo ajustable puede ser accionado por un motor paso a paso, donde cada posición corresponde a un ángulo bien definido de incidencia, tal como se determina por medidas goniométricas 3 </sup&gt;. </li><li> Calibrar la posición angular del espejo ajustable mediante el ángulo crítico Θ = 61,3 ° C para una transición vidrio-agua como un valor fijo. Θ c puede ser visualizado en la variación de Θ cuando un colorante fluorescente (por ejemplo, 1 mM mononucleótido de flavina, FMN) se disuelve en agua. La posición del espejo a Θ = Θ C se almacena en el programa de posicionamiento espejo. </li><li> Establezca los parámetros de la cámara (de nuevo iluminado Andor Ixon EMCCD, DV887DC, Andor Technology, Belfast, Reino Unido 6), incluyendo la temperatura, el aumento de tiempo de grabación y la velocidad de desplazamiento. </li><li> Utilice una lente de objetivo de ampliación adecuada y apertura numérica preferentemente moderada (por ejemplo 40 × / 0,75 o 63 × / 0,90 inmersión en agua) y localizar el portaobjetos en el microscopio. Usar aceite de inmersión para asegurar un contacto óptica de la muestra con el prisma de vidrio. Grabar imágenes de fluorescencia de muestras idénticas en la variación de laángulo de iluminación (Θ ≥ Θ Θ c con c correspondiente a 64,5 ° para una interfaz de celda de vidrio). Un intervalo angular de 66 ° -74 ° con pasos de 0,5 º o 1 se recomienda. Utilice un pase largo adecuado o filtro de paso de banda para la detección de fluorescencia. </li></ol> 3. Análisis de Datos <ol><li> Leer las imágenes (por ejemplo, en formato ASCII) registrados en varios ángulos Θ, así como los ajustes de la cámara (para la discriminación de fondo), la longitud de onda de excitación y los índices de refracción de vidrio (n 1 = 1,52) y células (n = 2 1,37) en el programa de evaluación (LabView; nanocélula). Para cada conjunto de parámetros de la profundidad de penetración d (Θ) y el factor de transmisión T (Θ) se calculan automáticamente. </li><li> Seleccione las imágenes utilizadas para la evaluación de las distancias de sustrato de células Δ acuerdo con la ecuación 5 (marcador de membrana) o la ecuación 4 (marcador citoplasma), las imágenes individuales con inhomogéneailuminación (e reveladora, rayas g.) pueden ser excluidos. </li><li> Cálculo de las imágenes de topología célula-sustrato y seleccione un código de color apropiado para la exhibición. Durante la evaluación de los perfiles de los píxeles individuales se puede mostrar, tal como se representa en la Figura 2. Estos perfiles pueden ser utilizados como un indicador de la calidad del ajuste. </li><li> Guarde el protocolo de evaluación. </li></ol> 4. Los resultados representativos Experimentos representativos se llevó a cabo con ingeniería genética células de glioblastoma U251-MG amablemente proporcionados por el Prof. Jan Mollenhauer, Departamento de Oncología Molecular de la Universidad del Sur de Dinamarca, Odense. En dos de estos subclones células U251 los genes supresores de tumores TP53 o PTEN están sobre-expresa con un Tet-On sistema de expresión inducible, de tal manera que estas células presentan un potencial oncogénico reducido y puede ser considerado como menos maligno. Altamente maligno U251-MG células sin gen supresor se usan como controles, y-U251MG células de tipo salvaje servir para una comparación más. Un diodo láser que emite una serie casi continua de impulsos de picosegundos (LDH400 con controlador PDL 800-B, Picoquant, Berlín, Alemania; longitud de onda: 391 nm; energía de pulso: 12 pJ; tasa de repetición: 40 MHz) se utiliza como una fuente de excitación. En la figura 3 imágenes TIRFM de U251-MG células de glioblastoma con un gen supresor de tumor activado TP53 y se incubaron con laurdan (8 micras; 60 min) se representan para ángulos de incidencia de 66,0 °, 69,0 ° y 73,0 ° correspondientes a profundidades de penetración de la campo electromagnético evanescente de alrededor de 140 nm, 75 nm y 60 nm, respectivamente. Con la disminución de la fluorescencia de profundidad de penetración disminuye en intensidad (véase escalas) y se origina en más sitios superficiales de las células (por ejemplo, contactos focales sobre sus bordes). Sustrato celular distancias (visualizado en la figura 3d por un código de color que va desde 0 hasta 600 nm) varían fuertemente en las células entre elly unos pocos nanómetros (blanco-amarillo) y 250-300 nm (rojo oscuro), es decir, los contactos focales y las grandes distancias sustrato de células se encuentran en las cercanías. Lo mismo vale para U251-MG células de glioblastoma con un gen supresor PTEN activado (Figura 4d), ​​mientras que el sustrato de células distancias son bastante constante para U251-MG de control y las células de tipo salvaje con los valores típicos de 80-100 nm (amarillo; Figura 4b ) y 150-200 nm (color naranja-rojo; Figura 4a). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig1.jpg" /> Figura 1. Dispositivo de iluminación para VA-TIRFM en un microscopio vertical. Un espejo ajustable accionado por un motor paso a paso permite una resolución angular de ± 0,25 °. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig2.jpg" /> Figura 2. Evaluación perfil para un pixel (esquemática). Cuando ln [I F / T (Θ)] se representa gráficamente como una función de 1 / d (Θ), la pendiente representa la distancia Δ célula-sustrato. Esta pendiente se determina comúnmente con una precisión de aproximadamente ± 10%. Uno de los valores - como resultado de la iluminación no homogénea - ha estado marcada y excluidos de la evaluación. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig3.jpg" /> Figura 3 imágenes TIRFM de U251-MG células de glioblastoma con activado gen supresor TP53 tras la incubación con laurdan (8 micras; 60 min). Grabado en varios ángulos de iluminación (CA); sustrato celular distancias en el intervalo de 0-600 nm mostrado por un código de color (d); longitud de onda de excitación: 391 nm, la detección: ≥ 420 nm, el tamaño de la imagen: 210 m. × 210 micras <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . Figura 4-sustrato celular distancias de U251-MG células glioblatoma en el intervalo de 0-600 nm mostradas por un código de color;. (A) de tipo salvaje (b) los controles; (c) las células con el gen supresor TP53 activado; (d) células con PTEN activado gen supresor de longitud de onda; excitación: 391 nm, la detección: ≥ 420 nm, el tamaño de la imagen: 210 m. × 210 micras <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> .

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Se describe un método para la medición de distancias en el sustrato de células con una precisión nanométrica. En la actualidad, los métodos de microscopia de super-resolución, por ejemplo, sobre la base de iluminación estructurada 7 o en un solo 8-10 moléculas de detección, así como el agotamiento de la emisión estimulada (STED) microscopía 11 son de considerable interés. Ninguna de estas técnicas, sin embargo, permite una resolución axial por debajo de 50 nm. Además, la irradia...

Cuando un haz de luz que se propaga a través de un medio de índice de refracción n 1 cumple una interfaz a un segundo medio de índice de refracción n 2 &lt;n 1, la reflexión interna total se produce en todos los ángulos de incidencia Θ, que son mayores que el ángulo crítico c = Θ arcsen (n 2 / n 1). A pesar de estar totalmente reflejada del haz de luz incidente evoca un campo electromagnético evanescente que penetra en el segundo medio y decae exponencialmente con la distancia perpendicular z desde la interfaz de acuerdo a I (z) = I 0 ez / d (Θ). I (z) corresponde a la intensidad del campo electromagnético y d (Θ) a la profundidad de penetración en la longitud de onda λ, como se da d (Θ) = (λ/4π) (n 1 2 sen 2 Θ - n 2 2) -1 / 2 Como se informó en la literatura 1,2, I 0 </sub&gt; corresponde a la intensidad de luz incidente I e multiplica por el factor de transmisión T (Θ) y la relación n 2 / n 1. Si el vector de campo eléctrico de este haz de luz es polarizada perpendicular al plano de incidencia (es decir, el plano generado por el incidente y el rayo reflejado), este factor de transmisión está dada por T (Θ) = 4 cos Θ 2 / [1 - (2 n / nL 1) 2] Por la intensidad de fluorescencia detectada en mediciones TIRFM, absorción de la luz tiene que ser integrado en todas las capas de la muestra y multiplicado con el rendimiento cuántico de fluorescencia del colorante η pertinente, así como con el ángulo sólido de detección Ω. Como se informó previamente 3, esta intensidad puede ser descrito por I F (Θ) = AT (Θ) OC (z) e-z / d (Θ) dz si todos los factores que son independientes f<html> rom el ángulo de incidencia Θ y la coordenada z se incluyen dentro de la ecuación experimental A. constante 3 se pueden resolver analíticamente, si la concentración de c (z) de los fluoróforos se considera que es casi constante - Bien en todas las coordenadas z ≥ Δ, por ejemplo, en el citoplasma de las células que tienen una distancia Δ de la interfaz. En este caso, la integral tiene que ser calculado de z = Δ para z = ∞ resulta en I F = A c T (Θ) d (Θ) e-Δ / d (Θ) - O entre z = Δ - t / 2 y z = Δ + t / 2, es decir, dentro de una capa fina de espesor t, por ejemplo, una membrana de célula que se encuentran a una distancia Δ de la interfaz. En este caso, la intensidad de fluorescencia puede ser calculada como I F = A c T (Θ) te-Δ / d (Θ), si t es pequeño en comparación con Δ. ent &quot;&gt; De las ecuaciones (4) y (5) las distancias sustrato de células-Δ se puede calcular, si las imágenes de la intensidad de fluorescencia I F se registran para ángulos variables Θ, y si ln (I F / T d) (Ec. 4) o ln (I F / T) (Ec. 5) se evalúa como una función de 1 / d para estos ángulos. Para la membrana marcador laurdan utiliza en este documento (s. a continuación) la evaluación se realizó de acuerdo a la ecuación. 5. Como se informó anteriormente 3, adquisición de imágenes y requiere una evaluación - Distribución homogénea de la luz de excitación sobre la muestra, - Validez de un modelo 2-capa (con los índices de refracción N 1 y N 2 para el sustrato y el citoplasma, respectivamente). Esto es, si la membrana plasmática es muy delgada, y si la capa del medio extracelular (entre la célula y el sustrato) es pequeño comparado con la longitud de onda de la luz incidente. Además, una apertura numérica moderada(Típicamente un 0,90 ≤) de la lente objetivo del microscopio es ventajoso para evitar desviaciones de brillo debido a la anisotropía de la radiación en el campo cerca de la interfaz dieléctrico.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre </td><td> Empresa </td><td> Tipo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Incubadora </td><td> Nunc </td><td> Nunc Cellstar QM1300SVBA </td><td></td></tr><tr><td> Flujo laminar </td><td> Holten Safe </td><td> S2010 1.2 EN GG 1LN </td><td></td></tr><tr><td> DMEM + 10% FCS + 1% de penicilina / estreptomicina </td><td> Biochrom </td><td></td><td> Cultivo medio </td></tr><tr><td> Diapositivas de vidrio objeto </td><td> Marienfeld </td><td> Vidrio blanco puro </td><td> Procedimiento de limpieza especial utilizado </td></tr><tr><td> 6-dodecanoil-2-dimetilamino naftaleno (laurdan) </td><td> Molecular Probes </td><td></td><td> Marcador fluorescente (solución madre: 2 mM en etanol) </td></tr><tr><td> Microscopio </td><td> Carl Zeiss </td><td> Axioplan 1 </td&gt; <td></td></tr><tr><td> Láser diodo </td><td> PicoQuant </td><td> LDH 400 con controlador PDL 800-B </td><td> Longitud de onda: 391 nm </td></tr><tr><td> Modo simple sistema de fibra </td><td> Punto de Origen </td><td> kineFlex </td><td> Se utiliza con la óptica de colimación </td></tr><tr><td> EMCCD cámara </td><td> Andor </td><td> DV887DC </td><td> Cámara trasera iluminada </td></tr></tbody></table>

nanotopology de adhesión celular en ángulo variable total microscopía de fluorescencia de reflexión interna (va-tirfm)

Nanotopology of Cell Adhesion upon Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

Topología de la superficie, por ejemplo de células que crecen sobre un sustrato, se determina con una precisión nanométrica de ángulo variable total Microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna (VA-TIRFM). Las células se cultivan en portaobjetos transparentes y se incubaron con un marcador fluorescente distribuido homogéneamente en su membrana plasmática. Iluminación se produce mediante un rayo láser paralelo bajo ángulos variables de reflexión interna total (TIR) ​​con diferentes profundidades de penetración del campo electromagnético evanescente. Grabación de imágenes de fluorescencia tras la irradiación en alrededor de 10 diferentes ángulos permite calcular distancias sustrato celular con una precisión de unos pocos nanómetros. Las diferencias de adhesión entre las distintas líneas celulares, por ejemplo células cancerosas y las células malignas, son menos así determinada. Además, los posibles cambios de la adhesión celular a un tratamiento químico o fotodinámica puede ser examinado. En comparación con otros métodos de super-resolución exposición microscopía de luz se mantienedaño muy pequeño, y no de las células vivas se espera que ocurra.

Topología de la adhesión celular sobre un sustrato se mide con una precisión nanométrica de ángulo variable total de microscopía de fluorescencia de reflexión interna (VA-TIRFM).

Nanotopology de adhesión celular en ángulo variable total microscopía de fluorescencia de reflexión interna (VA-TIRFM)

La topología superficial, por ejemplo, de células que crecen sobre un sustrato, se determina con precisión nanométrica mediante la fluorescencia de reflexión interna total de ángulo variable...

El objetivo general de este procedimiento es medir una topología de adhesión celular sobre un sustrato con precisión nanométrica. Esto se logra primero cultivando células sobre portaobjetos de vidrio transparentes e incubándolas con un marcador fluorescente. Luego, se calibra la posición angular del espejo ajustable del microscopio y se almacena dicha posición en el programa de posicionamiento del espejo.El siguiente paso consiste en registrar las imágenes de fluorescencia tras la irradiación desde aproximadamente 10 ángulos diferentes. El paso final es calcular las distancias entre la célula y el sustrato con una precisión de unos pocos nanómetros. En última instancia, los resultados de la topología de la adhesión celular sobre el sustrato se utilizan para mostrar las diferencias de adhesión entre distintas líneas celulares, por ejemplo, células cancerosas y células menos malignas.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la microscopía confocal es que la resolución real está en el rango de solo unos pocos nanómetros. Aunque este método puede proporcionar información sobre las membranas celulares, también puede aplicarse a otros sistemas, como vesículas

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Reflexión interna total de fluorescencia (TIRF) microscopía es un enfoque poderoso para observar las estructuras cerca de la superficie celular en alto contraste y resolución temporal. Se demuestra cómo TIRF puede ser empleado para estudiar la dinámica de proteínas en la corteza de la pared celular-cerrados células bacterianas y fúngicas.

La visualización de la corteza organización y dinámica de los microorganismos, con total Microscopía de fluorescencia de reflexión interna

Este video describe TIRF, una técnica basada en microscopía de reflexión interna total para visualizar la dinámica de polimerización de actina y microtúbulos. El método permite obtener imágenes de alta resolución de la dinámica de acoplamiento de actina y microtúbulos en tiempo real, lo cual es esencial para comprender las diafonías celulares.

Microscopía TIRF para visualizar la dinámica de acoplamiento de actina y microtúbulos

Fuente: Daniele, F., et. al TIRFM y sondas GFP sensibles al pH para evaluar la dinámica de las vesículas de neurotransmisores en células de neuroblastoma SH-SY5Y: imágenes celulares y análisis de datos. J. vis. exp. (2015). Este video muestra la obtención de imágenes de células de neuroblastoma humano utilizando un microscopio de fluorescencia de reflexión interna total (TIRF) para visualizar vesículas sinápticas marcadas con fluoróforos. Las células se enfocan primero en modo de...

Obtención de imágenes celulares mediante microscopía de fluorescencia de reflexión interna total

Un microscopio avanzado que permite rápido y de alta resolución de imagen de la membrana plasmática aislada y el volumen intracelular circundante, se presentará. La integración de microscopía de fluorescencia de reflexión interna disco y total en una configuración de giro permite energizados experimentos de imagen a precios de adquisición alto hasta 3.5 s por grupo imagen.

Visualizar la formación de adherencias en las células por medio de avanzados Spinning microscopía de fluorescencia de reflexión interna Total de disco

Este protocolo es una guía para implementar microscopía de reflexión de interferencia en un microscopio de fluorescencia estándar para imágenes de alta velocidad, sin etiquetas y de alto contraste de microtúbulos mediante ensayos de superficies in vitro.

Implementación de microscopía de reflexión de interferencias para imágenes de microtúbulos sin etiquetas y de alta velocidad

Describimos un enfoque de imagen para la determinación del estado oligomérico promedio de los oligómeros receptores etiquetados con mEGFP inducidos por la unión de ligandos en la membrana plasmática de las células vivas. El protocolo se basa en la microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF) combinada con el análisis Número y Brillo (N&amp;B).

Dinámica de oligomerización de receptores de superficie celular en células vivas mediante la microscopía de fluorescencia de reflexión interna total combinada con análisis de número y brillo

Este protocolo presenta los procedimientos experimentales para realizar el ensayo de huella de adhesión para obtener imágenes de los eventos de adhesión durante la adhesión rápida de rodadura celular.

Imágenes de adhesión molecular en laminación celular mediante ensayo de huella de adhesión

La litografía UV cercana y la microscopía de fuerza de tracción se combinan para medir las fuerzas celulares en hidrogeles con micropatrones. La liberación dirigida inducida por la luz de células individuales permite un alto número de mediciones en la misma muestra.

Control de la adhesión celular mediante técnicas de patrón de hidrogel para aplicaciones en microscopía de fuerza de tracción

Presentamos un protocolo para implementar la microscopía de interferencia-reflexión y la microscopía de reflexión-fluorescencia interna-total para la obtención simultánea de imágenes de microtúbulos dinámicos y proteínas asociadas a microtúbulos marcadas fluorescentemente.

Reflexión de interferencia simultánea y microscopía de fluorescencia de reflexión interna total para imágenes de microtúbulos dinámicos y proteínas asociadas

Este protocolo es una guía para visualizar actina dinámica y microtúbulos utilizando un ensayo de microscopía de fluorescencia interna total (TIRF) in vitro .

Visualización de la dinámica de acoplamiento de actina y microtúbulos in vitro mediante microscopía de fluorescencia de reflexión interna total (TIRF)

Aprende a medir la nanotopología de adhesión celular mediante microscopía de fluorescencia de reflexión interna total de ángulo variable (VA-TIRFM). Este método permite comparar líneas celulares cancerosas y no cancerosas con precisión nanométrica.

Nanotopology de adhesión celular en ángulo variable total microscopía de fluorescencia de reflexión interna (VA-TIRFM)

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