Name: Un ensayo para la permeabilidad del neuroepitelio embrionario de pez cebra (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: Aprende a cuantificar la permeabilidad del neuroepitelio embrionario en Danio rerio mediante inyección de dextran fluorescente y análisis de imágenes. Este método permite estudiar cambios en la barrera hematoencefálica durante el desarrollo.

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Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional de Salud Mental, y la National Science Foundation. Un agradecimiento especial a los miembros del laboratorio Sive para muchas discusiones útiles y críticas constructivas, ya Olivier Paugois para la cría de peces experto.

1. Preparación para la microinyección <ol><li> Preparar agujas de microinyección tirando tubos capilares utilizando Sutter extractor aguja instrumentos. </li><li> Carga aguja de microinyección con tinte fluorescente (FITC-dextrano). </li><li> Montar la aguja en un micromanipulador y un aparato de microinyección. </li><li> Corte cuidadosamente la aguja de microinyección con unas pinzas a unos 2 m de ancho, sin embargo, esto puede variar dependiendo de la configuración microinyector. Para nuestros agujas de microinyección, esto corresponde a la primera región de la aguja desde la punta que no se doble. </li><li> Medida de tamaño de gota en el aceite, el ajuste de tiempo de inyección y la presión, de modo que cada inyección ofrece 1 nl. Ejemplos de ajustes para Harvard Apparatus microinyector son: equilibrio P = 1,4 psi, P = 1,4 psi a cabo, P = 22,9 psi inyectar, P = 67,8 psi claras con un tiempo de inyección de .4 a 0.7 seg. El diámetro de la aguja con esta configuración es de aproximadamente 2 m. Sin embargo, los ajustes se microinyector específico, y variar unaegún el diámetro de la aguja. </li></ol> 2. Preparación de los embriones <ol><li> Capa 2 platos con agarosa al 1% en agua para cada condición, hacer agujeros en agarosa con una punta de pipeta 1-200 l, y quitar bloques de agarosa. Llenar los platos con los medios de embriones. </li><li> Utilizando pinzas, embriones dechorionate que son 18 hpf o más bajo un microscopio estereoscópico. Los embriones se organizaron de acuerdo a Kimmel et al. 11. </li><li> Transferencia de embriones dechorionated en el primer plato de agarosa recubierta. </li><li> Para anestesiar embriones, añadir tricaína (0,1 mg / ml) a la placa de embriones hasta que dejan de moverse (hecho de acuerdo con Westerfield 12). </li></ol> 3. La inyección de los ventrículos del cerebro <ol><li> Embriones Orient lo que está buscando en su lado dorsal poniendo la cola del embrión en el agujero. Si su micromanipulador está a la derecha, a continuación, mover el embrión, de manera que el cerebro anterior está a la izquierda y a la derecha rombencéfalo. </li><li> Posición de la aguja en widest punto de ventrículo rombencéfalo. </li><li> Con cuidado, perfore placa del techo del ventrículo cerebro posterior asegurándose de no pasar por la profundidad del cerebro en la yema (Figura 1A). </li><li> Inyectar 1-2 nl de colorante fluorescente en los ventrículos asegurándose de que el colorante se llena toda la longitud de los ventrículos del cerebro. </li><li> Transferencia de embriones al segundo plato de agarosa revestido lleno de Medios para embriones y volver a anestesiar, como se describe en 2.4. </li><li> Iniciar inmediatamente formación de imágenes, tal como se describe en la sección 4 con el fin de obtener una imagen de tiempo cero. </li></ol> 4. Proyección de imagen <ol><li> Embriones Oriente con su cola en el agujero como se describe en 3.1. </li><li> El uso de un microscopio de disección con luz transmitida y fluorescencia tanto para tomar una imagen de campo claro dorsal. Mantener la ampliación constante entre imágenes de embriones diferentes. Esto permite una comparación directa de los análisis realizados usando Image J (5,2-6). </li><li> Sin mover el embrión, un microscopio o un plato, tomar unaimagen fluorescente correspondiente. </li><li> Repita el procedimiento para cada embrión en momentos deseados. </li></ol> 5. Cuantificación del Movimiento Dye <ol><li> Combinar claro y las imágenes fluorescentes en Photoshop como se ha descrito previamente por Gutzman y Sive 10. </li><li> Mida la distancia que recorre la frente de colorante en el software Image J disponibles en <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> . </li><li> Abrir el archivo resultante de la fusión en J de imagen y utilizar la herramienta de línea para dibujar una línea desde el prosencéfalo bisagra puntos para teñir delante en un ángulo de 10-20 ° de neuroepitelio (fig. 1A). Esta región fue elegido porque es el primer sitio y más notable de fuga del líquido del neuroepitelio de tipo salvaje. </li><li> Selecciona la herramienta de medición para calcular la longitud de la línea. </li><li> Repita el proceso para cada punto del tiempo. </li><li> Calcular la distancia neta el frente del colorante se movió a través del tiempo restando distancia en t = 0 a partir de otros puntos de tiempo. </li><li> Parcela engráfico. </li></ol> 6. Los resultados representativos Un ejemplo de los resultados obtenidos en un ensayo de permeabilidad neuroepitelial usando embriones de tipo salvaje se muestra en la figura 1B-D. Para distinguir con precisión la permeabilidad, es útil para poner a prueba los tintes con weightsto molecular diferente identificar un tamaño que es sólo ligeramente agujereado en embriones de tipo salvaje o de control (Figura 2). Esto permite la identificación de mutantes genéticos o condiciones ambientales que aumentan o disminuyen la permeabilidad (Figura 1D, verde y líneas rojas, respectivamente). Para el neuroepitelio pez cebra 24 HPF, 70 kDa dextrano FITC fugas lentamente durante 2 horas, mientras que 2.000 kDa no y 10 kDa casi inmediatamente se escapa. Por lo tanto 70 kDa es el peso ideal molecular para identificar las condiciones que aumentar y disminuir la permeabilidad neuroepitelial. Si la aguja no ve la luz ventricular, fluorescencia wenfermo aparecer fuera del cerebro en t = 0 (para un ejemplo, véase Gutzman y Sive, 2009 10). Estos embriones deben ser desechados ya que el medio de contraste inyectado no figuraba inicialmente en el cerebro y no hay ninguna conclusión clara sobre el movimiento del colorante y la permeabilidad de la neuropeithelium se pueden hacer. Por último, si los embriones tienen ventrículos pequeños o un-inflados ventrículos del cerebro, inyección usada de ventrículos con una solución salina se puede hacer antes de la inyección del colorante fluorescente. Esto infla los ventrículos de toma de visualización posterior de los ventrículos más fácil cuando se inyecta con el colorante fluorescente. Los controles apropiados debe ser realizado para determinar si la inyección de solución salina interrumpe el desarrollo normal del tubo neural. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4242/4242fig1.jpg" /> Figura 1. Evolución temporal de los diferentes tintes peso molecular. (A) Diagrama Experimental. Primero, Tinte fluorescente se inyecta en los ventrículos. X = posición de la aguja para la inyección. Siguiente imagen dorsales son capturados en el tiempo. Finalmente, la distancia recorrida por el frente del colorante desde el cerebro anterior se mide bisagra-punto (representado por una línea roja). (BC) Fusionada campo claro y fluorescencia imágenes dorsal a 22 HPF (t = 0 min, B) y 24 HPF (t = 120 min, C). Línea blanca indica la distancia de la parte frontal del cerebro anterior de tinte ventrículo. (D) hipotéticos datos de permeabilidad de la muestra. Azul = tipo salvaje o controles, rojo = muestra disminución de la permeabilidad con relación al control, y muestra verde = aumento de la permeabilidad con respecto al control. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4242/4242fig2.jpg" /> Figura 2. Medición de la permeabilidad neuroepitelial a diferentes colorantes peso molecular. (AE) y campo claro dorsal fusionada imágenes fluorescentes de 22 hpf embriones de tipo salvaje en t = 0 min después de la inyección con FITC-dExtran de los siguientes pesos moleculares: 10 kDa (A), 40 kDa (B), 70 kDa (C), 500 kDa (D) y 2.000 kDa (E). (A&#39;-e &#39;) Igual que en el embrión (AE) en t = 120 min a 24 hpf. Anterior a la izquierda. F = cerebro anterior, cerebro medio = M, H = rombencéfalo. Asterisk = oreja.

<ol><li>Harrington, M. J., Hong, E., Brewster, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+neurulation%3A+first+impressions+do+not+count%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of neurulation: first impressions do not count.</a> Mol. Reprod. Dev. 76, 954-965 (2009).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+of+vertebrate+neurulation+and+a+re-evaluation+of+teleost+neural+tube+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Strategies of vertebrate neurulation and a re-evaluation of teleost neural tube formation.</a> Mech. Dev. 121, 1189-1197 (2004).</li>
<li>Salehi, Z., Mashayekhi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+cerebrospinal+fluid+on+neural+cell+survival+in+the+developing+chick+cerebral+cortex%3A+an+in+vivo+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurol%22%5BJournal%5D)">The role of cerebrospinal fluid on neural cell survival in the developing chick cerebral cortex: an in vivo study.</a> Eur. J. Neurol. 13, 760-764 (2006).</li>
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<li>Lehtinen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cerebrospinal+fluid+provides+a+proliferative+niche+for+neural+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells.</a> Neuron. 69, 893-905 (2011).</li>
<li>Gato, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+cerebrospinal+fluid+regulates+neuroepithelial+survival%2C+proliferation%2C+and+neurogenesis+in+chick+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec.+A.+Discov.+Mol.+Cell+Evol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos.</a> Anat. Rec. A. Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 284, 475-484 (2005).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Totally+tubular%3A+the+mystery+behind+function+and+origin+of+the+brain+ventricular+system%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Totally tubular: the mystery behind function and origin of the brain ventricular system.</a> Bioessays. 31, 446-458 (2009).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+formation+of+zebrafish+brain+ventricles+occurs+independently+of+circulation+and+requires+the+nagie+oko+and+snakehead%2Fatp1a1a.1+gene+products%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Initial formation of zebrafish brain ventricles occurs independently of circulation and requires the nagie oko and snakehead/atp1a1a.1 gene products.</a> Development. 132, 2057-2067 (2005).</li>
<li>Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+neuroepithelial+barrier+by+Claudin5a+is+essential+for+zebrafish+brain+ventricular+lumen+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Establishment of a neuroepithelial barrier by Claudin5a is essential for zebrafish brain ventricular lumen expansion.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 1425-1430 (2010).</li>
<li>Gutzman, J. H., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+brain+ventricle+injection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Zebrafish brain ventricle injection.</a> J. Vis. Exp. , (2009).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li>
<li>Westerfield, M., Sprague, J., Doerry, E., Douglas, S., Grp, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Zebrafish+Information+Network+%28ZFIN%29%3A+a+resource+for+genetic%2C+genomic+and+developmental+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">The Zebrafish Information Network (ZFIN): a resource for genetic, genomic and developmental research.</a> Nucleic Acids Research. 29, 87-90 (2001).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Se demuestra la capacidad de cuantificar la permeabilidad del cerebro embrionario de pez cebra vivo tal como se determina por un medio de contraste inyectado de un peso molecular dado. Nuestra observación de que el neuroepitelio embrionario de pez cebra es diferencialmente permeable a los tintes de diferentes pesos moleculares sugiere que el colorante se está moviendo a través de la permeabilidad paracelular. Sin embargo, no podemos descartar la posibilidad de una contribución a la permeabilidad transcelular observada. ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de Reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Dextrano, fluoresceína, aniónica, lisina corregible </td><td> Invitrogen </td><td> D7136, D7137, D1822, D1820, D1845 </td></tr><tr><td> Tricaína polvo </td><td> Sigma </td><td> A5040 </td></tr><tr><td> Los tubos capilares </td><td> FHC Inc. </td><td> 30-30-1 </td></tr></tbody></table>

un ensayo para la permeabilidad del neuroepitelio embrionario de pez cebra

An Assay for Permeability of the Zebrafish Embryonic Neuroepithelium

El sistema ventricular del cerebro se conserva entre los vertebrados, y se compone de una serie de cavidades interconectadas llamado ventrículos del cerebro, que se forman durante las primeras etapas del desarrollo del cerebro y se mantienen durante toda la vida del animal. El sistema ventricular del cerebro se encuentra en los vertebrados, y los ventrículos se desarrollan después de la formación del tubo neural, cuando el lumen central se llena con fluido cerebroespinal (CSF) 1,2. CSF es un fluido rico en proteínas que es esencial para el desarrollo normal del cerebro y la función 3-6. En el pez cebra, la inflación cerebro ventrículo comienza a aproximadamente 18 horas después de la fertilización (hpf), después de que el tubo neural se cierra. Varios procesos están relacionados con la formación del cerebro ventrículo, incluida la formación de un neuroepitelio, la formación de uniones estrechas que regula la permeabilidad y la producción de LCR. Hemos demostrado que la Na, K-ATPasa se requiere para la inflación ventrículo cerebral, afectando todos estos procesoses 7,8, mientras que claudin 5a es necesario para la formación de la unión estrecha 9. Además, se demostró que &quot;relajación&quot; del neuroepitelio embrionario, a través de la inhibición de la miosina, se asocia con la inflación cerebro ventrículo. Para investigar la regulación de la permeabilidad durante la inflación pez cebra ventrículo cerebral, hemos desarrollado un medio de contraste ventricular ensayo de retención. Este método utiliza la inyección ventrículo cerebral en un embrión de pez cebra de estar, una técnica desarrollada anteriormente en nuestro laboratorio 10, para etiquetar fluorescentemente el líquido cefalorraquídeo. Los embriones son entonces fotografiado con el tiempo a medida que el tinte fluorescente a través de los ventrículos cerebrales y el neuroepitelio. La distancia que el frente del colorante se aleja de la basal (no luminal) lado del neuroepitelio con el tiempo se cuantifica y es una medida de la permeabilidad neuroepitelial (Figura 1). Observamos que los colorantes de 70 kDa y más pequeñas se mueven a través del neuroepitelio y puede ser detected fuera del cerebro embrionario de pez cebra a las 24 HPF (Figura 2). Este ensayo de retención de colorante puede ser utilizado para analizar la permeabilidad neuroepitelial en una variedad de diferentes antecedentes genéticos, en diferentes momentos durante el desarrollo, y después de las perturbaciones ambientales. También puede ser útil en el examen acumulación patológica de CSF. En general, esta técnica permite a los investigadores a analizar la función y la regulación de la permeabilidad durante el desarrollo y la enfermedad.

Se describe una medición vivo animal entero cuantitativo para la permeabilidad del cerebro embrionario de pez cebra. La técnica analiza la capacidad de retener el líquido cefalorraquídeo y moléculas de diferentes pesos moleculares dentro del lumen del tubo neural y cuantifica su movimiento de salida de los ventrículos. Este método es útil para determinar las diferencias en la permeabilidad epitelial y maduración durante el desarrollo y la enfermedad.

Un ensayo para la permeabilidad del neuroepitelio embrionario de pez cebra

El sistema ventricular cerebral se conserva entre los vertebrados y está compuesto por una serie de cavidades interconectadas denominadas ventrículos cerebrales, que forman...

El objetivo general de este procedimiento es cuantificar la permeabilidad del neuroepitelio embrionario de pez cebra. Esto se logra primero mediante la inyección de un dextrano marcado de 70 kilodalton en los ventrículos cerebrales. A continuación, se adquiere un curso temporal de imágenes de campo brillante y fluorescentes.Luego, se mide la distancia del colorante fluorescente respecto al punto de articulación del prosencéfalo en cada momento temporal. Finalmente, se calcula la distancia recorrida a lo largo del tiempo. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestren cambios en la permeabilidad del epitelio neural mediante la comparación de diferentes contextos genéticos o condiciones ambientales.El objetivo general de este procedimiento es cuantificar la permeabilidad en el neuroepitelio embrionario de pez cebra. Para prepararse para la inyección, cargue una aguja de inyección previamente preparada con un tinte fluorescente, coloque la aguja en el manipulador y en el aparato de microinyección. Utilice pinzas para romper cuidadosamente la aguja de microinyección hasta un ancho aproximado de dos micrones.Mida el tamaño de la gota en aceite, ajustando el tiempo y la presión de inyección de modo que cada inyección entregue un nanolitro. Para preparar los embriones, recubra dos placas con agar al 1% en agua para cada condición y, utilizando la punta de una pipeta de 200 microlitros, haga agujeros en el agar y retire los tapones. Llene las placas con medio para embriones bajo un microscopio estereoscópico. Use pinzas para clorinar los embriones, que deben tener 18 horas post-fecundación o más.Luego, transfiera los embriones a uno de los platos recubiertos con agros para anestesiarlos. Añada trica al plato y espere hasta que los embriones dejen de moverse. Oriente los embriones para observar su lado dorsal colocando la cola del embrión en el orificio.Si su micromanipulador está a la derecha, mueva el embrión de modo que el prosencéfalo quede a la izquierda y el rombencéfalo a la derecha. Coloque la aguja en el punto más ancho del ventrículo del rombencéfalo. A continuación, atraviese cuidadosamente la placa del techo del ventrículo del rombencéfalo, asegurándose de no penetrar profundamente en el cerebro hasta el vitelo.Luego, inyecte uno a dos nanolitros de colorante fluorescente en los ventrículos, asegurándose de que el colorante llene toda la longitud de los ventrículos cerebrales. Transfiera los embriones al segundo platillo de agaros lleno con medio embrionario y vuelva a anestesiarlos. Pase inmediatamente a la adquisición de imágenes para obtener el tiempo.Cero imágenes para imaginar a los embriones. Oriéntelos con sus colas en el orificio como antes, bajo un microscopio estereoscópico que tenga luz transmitida y fluorescencia. Tome una imagen dorsal en campo claro.Mantenga una ampliación constante entre embriones para permitir una comparación directa sin mover el microscopio ni la placa del embrión. Capture una imagen fluorescente correspondiente, repita para cada embrión y cada punto de tiempo deseado. Para cuantificar el movimiento del colorante, utilice Photoshop para fusionar las imágenes de campo claro y fluorescentes.Luego, para medir la distancia que recorre el frente de tinte, utilice ImageJ para abrir el archivo fusionado y use la herramienta de línea para trazar una línea desde el punto de articulación del prosencéfalo hasta el frente de tinte, con un ángulo de 10 a 20 grados respecto al neuroepitelio; seleccione la herramienta de medición para calcular la longitud de la línea. Finalmente, calcule la distancia neta. El frente D avanzó con el tiempo restando la distancia en el tiempo cero de los otros puntos temporales.Represente los movimientos en una gráfica mostrada. Aquí hay un ejemplo de resultados de permeabilidad neuroepitelial utilizando embriones de tipo silvestre. Las imágenes combinadas de campo brillante mostradas aquí se tomaron a las 22 y 24 horas post-fecundación, respectivamente.La línea blanca indica la distancia del frente D desde el ventrículo del prosencéfalo. El gráfico muestra datos hipotéticos de permeabilidad que demuestran la capacidad para determinar un aumento en la permeabilidad mostrado en verde, o una disminución en la permeabilidad mostrada en rojo, en comparación con embriones control en azul. Para diferenciar con precisión la permeabilidad, es útil probar colorantes con diferentes pesos moleculares para identificar un tamaño que sea ligeramente permeable solo en embriones de tipo silvestre o controles.Esto permite la identificación de mutantes genéticos o condiciones ambientales que aumenten o disminuyan la permeabilidad durante las 24 horas posteriores a la fertilización. En el epitelio neural de pez cebra tipo silvestre, el dextrano de 70 kilodalton se filtra lentamente durante dos horas, mientras que el de 2000 kilodalton no se filtra, y el de 10 kilodalton se escapa casi inmediatamente.Por lo tanto, 70 kilodalton es el peso molecular ideal para identificar condiciones que aumenten y disminuyan la permeabilidad del epitelio neural. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo cuantificar la permeabilidad del epitelio neural en el pez cebra embrionario.

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Neurociencia

En este vídeo, que muestran un método para analizar el cerebro de los vertebrados en desarrollo en embriones de pez cebra en vivo con una resolución única célula mediante microscopía confocal. Esto incluye el método por el cual se inyecta el embrión del pez cebra de una sola célula y, posteriormente, montar y obtener imágenes del cerebro en desarrollo.

Imágenes en vivo del cerebro del embrión de pez cebra mediante microscopía confocal

Este artículo describe la respuesta conductual del pez cebra a compuestos tóxicos mediante el monitoreo de la locomoción larvaria. El protocolo examina además un ejemplo de la respuesta de las larvas de pez cebra a los contaminantes ambientales.

Ensayo de locomoción larvaria: método de alto rendimiento para estudiar la toxicidad neuroconductual de un compuesto en larvas de pez cebra

Este video muestra un ensayo no invasivo para estudiar la electrofisiología de las neuronas motoras en embriones de pez cebra. Al medir el enrollamiento de la cola en los embriones como resultado de la despolarización espontánea de las neuronas motoras de la médula espinal, se aplica un bloqueador de los canales de sodio para reducir la frecuencia de enrollamiento. A continuación, los embriones se inmovilizan en agarosa y se colocan bajo un microscopio de fluorescencia. Las neuronas motoras...

Un enfoque no invasivo para estudiar la electrofisiología de las neuronas motoras en embriones de pez cebra

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Un ensayo para la línea lateral de regeneración en adultos de pez cebra

Los protocolos descritos aquí permiten el estudio de las propiedades eléctricas de las células excitables en las condiciones fisiológicas más no invasivas mediante el empleo de embriones de pez cebra en un sistema in vivo junto con un indicador de voltaje genéticamente codificado (GEVI) basado en la transferencia de energía por resonancia fluorescente (FRET) expresado selectivamente en el tipo de célula de interés.

Potencial de membrana de la neurona motora de Biosensing en los embriones vivos de pez cebra

Aquí, mostramos el proceso de crear una línea de pez cebra de reportero de tensión eléctrica celular para visualizar el desarrollo embrionario, movimiento, y las células de tumor de peces en vivo.

Visualización de la actividad eléctrica celular en embriones tempranos de pez cebra y tumores

Aquí se presenta un método de electroporación para la entrega de ADN plásmido y el etiquetado de células ependimarinas en el telencéfalo adulto de pez cebra. Este protocolo es un método rápido y eficiente para visualizar y rastrear células ependymoglial individuales y abre nuevas posibilidades para aplicar la electroporación a una amplia gama de manipulaciones genéticas.

Método de electroporación para la entrega in Vivo de ADN plásmido en el telencéfalo adulto de pez cebra

La integridad de la barrera hematoencefálica es fundamental para la función del sistema nervioso. En Drosophila melanogaster, la barrera hematoencefálica se forma por células gliales durante la embriogénesis tardía. Este protocolo describe los métodos para el ensayo para la formación y el mantenimiento de barreras hematoencefálicas en embriones D. melanogaster y larvas de tercera estrella.

Ensayo para la integridad de la barrera hematoencefálica en Drosophila melanogaster

La ablación láser es una tecnología ampliamente aplicable para el estudio de la regeneración en sistemas biológicos. El protocolo presentado describe el uso de un microscopio confocal de escaneo láser estándar para la ablación láser y la posterior imagen de lapso de tiempo de las células interneuromas regeneradoras en la línea lateral del pez cebra.

Ensayo de regeneración y ablación láser basado en microscopio confocal en células interneuromas de peces cebra

Describimos el flujo de trabajo y el análisis de datos de un sistema de cribado para evaluar la toxicidad de compuestos químicos en función de la respuesta de sobresalto por vibración del embrión de pez cebra. El sistema registra los movimientos de los embriones de pez cebra tras la exposición a un estímulo vibratorio y permite una evaluación integrada de la toxicidad/letalidad general y la toxicidad neuromuscular.

Evaluación de la toxicidad de los productos químicos mediante un sistema de detección de la respuesta al sobresalto por vibración del pez cebra

Este protocolo presenta un método confiable para evaluar la integridad de la barrera hematoencefálica (BBB) en el modelo de pez cebra adulto (Danio rerio) utilizando la evaluación basada en colorantes azules de Evan, lo que permite el análisis cualitativo y cuantitativo de la alteración neurovascular.

Visualizando al guardián: evaluación basada en el tinte azul de Evan de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos

Aprende a cuantificar la permeabilidad del neuroepitelio embrionario en Danio rerio mediante inyección de dextran fluorescente y análisis de imágenes. Este método permite estudiar cambios en la barrera hematoencefálica durante el desarrollo.

Un ensayo para la permeabilidad del neuroepitelio embrionario de pez cebra

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