Name: Ingeniería de tejidos del intestino en un modelo murino (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 45 s
Description: Aprenda a generar intestino delgado bioingenierizado en ratón mediante unidades de organoides sobre andamio. Este protocolo demuestra aislamiento, digestión e implantación para aplicaciones en medicina regenerativa y modelado de enfermedades.

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Tracy C. Grikscheit, Erik R. Barthel, y Frédéric G. Sala son apoyados por el Instituto de Medicina Regenerativa de California (CIRM), números de concesión RN2-00946-1 (TCG) y TG2-01168 (ERB, FGS). Allison L. Speer es una Sociedad de Cirujanos de la Universidad de Ethicon erudito. Yashuhiro Torashima es financiado por un Hospital de Niños de Los Angeles Fellowship Saban Research Institute de Desarrollo Profesional.

1. Unidades de Preparación organoide <ol><li> Instrumentos apropiados para la disección del ratón (tijeras y pinzas) debe ser esterilizado por autoclave. </li><li> Humanamente sacrificar al ratón donante de acuerdo con los protocolos locales IACUC. Asegúrese de que el animal está muerto antes de continuar. </li><li> Hacer una incisión de línea media para tener acceso a la cavidad peritoneal. Los colgajos de piel se puede reflejar como sea necesario para mejorar la exposición. </li><li> Eviscerar el intestino delgado y se divide justo distal al ligamento de Treitz. Separe el intestino delgado de su mesenterio utilizando disección roma fuerte y suave. Identificar la unión ileocecal y dividir el intestino delgado 5 mm proximal a este. </li><li> Usando tijeras, abrir el intestino longitudinalmente a lo largo del borde antimesentérico en una placa de Petri con 10 ml 4 ° C, la solución salina tamponada estéril de Hanks (HBSS, Invitrogen, Carlsbad CA) / 1X antibiótico-antimicótico (anti-anti, Invitrogen) solución. Borrar la materia fecal desde el intestino se abrió conagitación suave a continuación, transferir intestino se abrió a un tubo de centrífuga de 15 ml con 10 ml de 4 ° C, HBSS estéril / 1X anti-anti. </li><li> Se lava el intestino se abrió tres veces en 10 ml de 4 ° C, 1X HBSS estéril / anti anti-en un tubo de ensayo. Cada lavado se puede realizar con agitación suave del tubo de 15 ml por 30 seg. Después de agitar, el tejido intestinal se hunde hasta el fondo del tubo. Deseche el material flotante, que es basura mesenquimal. Quitar la solución de lavado cuidadosamente con una pipeta. </li><li> Picar el intestino lavado en una placa de Petri con 10 ml de 4 ° C, 1X HBSS estéril / anti anti-a menos de piezas de 1 mm cuadrados usando unas tijeras. Reúna el material triturado con una pipeta automática y colocarlo en un tubo de ensayo. </li><li> Centrifugar el tubo a 500 rpm durante 8 min. Eliminar el sobrenadante, que contiene grasa y el mesénquima. </li><li> Se digiere el material triturado, se lavó con 10 ml de HBSS estéril / 1X anti-anti más 0,125 mg / ml de dispasa (Invitrogen) y 800 unidades / ml colagenasa tipo 1 (Worthington, Lakewood NJ). Para preparar 40 ml de la solución de digestión, pesar 5 mg de dispasa, 142 mg de colagenasa, y añadir HBSS estéril hasta un volumen de 40 ml. Preparar esta solución recién cada unidad de tiempo organoides se preparan, y mantener a 4 º C hasta su utilización. Añadir la solución de digestión directamente a la pastilla del paso 1,8. </li><li> Incubar el tubo de ensayo que contiene el material triturado, se lavó con la solución de digestión a 37 ° C durante 20 min. </li><li> Recuperar el tubo de ensayo y además perturbar el tejido digerido por trituración con una pipeta de 10 ml. Repita entre 20 a 50 veces hasta una apariencia uniforme. </li><li> Centrifugar el tubo de ensayo durante 5 min a 800 rpm. Eliminar el sobrenadante, que contiene las células individuales. </li><li> Detener la reacción de digestión con 10 ml de 4 ° C, Modificado de Dulbecco estéril medio Eagle (DMEM, Invitrogen) más 10% v / v inactivado por calor suero fetal bovino (HI-FBS, Invitrogen). Resuspender el pellet y agitar el tubo. </li><li> Centrifugar el tubo de ensayo durante 5 min a 800 rpm. Eliminar el sobrenadante cuidadosamente con una pipeta automática hasta las últimas gotas. Usar una pipeta de plástico desechable para las últimas gotas para evitar resuspendiendo el sedimento. </li></ol> 2. La carga de ácido poliglicólico Andamio <ol><li> Formar 2-mm de largo, 5-mm andamios diámetro exterior cilíndrico de ácido poliglicólico no tejido (2 mm de espesor de chapa, 60 mg cm-3 densidad, porosidad&gt; 95%, Fibras Concordia, Coventry RI) como se describe en la ref. 4. </li><li> Recorte el distal 2 mm de una pipeta de microlitro desechable 1.000 inclinar con tijeras preparadas con 70% de etanol en agua destilada. </li><li> Coloque el andamio en una placa de cultivo de 4 pocillos. Cargar las unidades de organoides al andamio con la pipeta de microlitro 1.000, primero en el lumen y, a continuación sobre la superficie exterior. Utilice una pinza para asegurar el revestimiento del lumen. No interrumpir o romper la forma cilíndrica del polímero. </li&gt; </ol> 3. Implantación en ratones Host <ol><li> Utilice un ratón singénico anfitrión en el mismo fondo que el donante si están disponibles. De lo contrario, emplean un diabéticos no obesos inmunocomprometidos / grave inmunodeficiencia combinada o NOD / SCID animal (Jackson Laboratories, Sacramento CA). </li><li> Inducir la anestesia general con isoflurano. Afeitado, preparación y cubrir el abdomen del ratón. </li><li> Haga una incisión de 5 mm de la línea media para ganar la entrada a la cavidad peritoneal. Identificar y destripar cuidadosamente el epiplón mayor. Coloque el polímero cargado en el epiplón y se envuelve con el tejido. No rompa el epiplón. </li><li> Asegure que el polímero el epiplón con una sutura 5-0 monocryl. Suavemente reemplazar el epiplón con el polímero envuelto en su posición anatómica. </li><li> Cierre la incisión abdominal en capas con suturas de vicryl 4-0. Ejecute el cierre del músculo y tener cuidado de no lesionar las vísceras abdominales por debajo de la incisión. Use suturas interrumpidas para la piel. </li><li> Administrar analgesia postoperatoria con 2 mg / kg de ketoprofeno (Ketofen, Fort Dodge Animal Health) en agua estéril como una pápula subcutánea adyacente a la incisión. Los animales deben ser evaluados diariamente y si el animal está demostrando signos de dolor o angustia, una dosis adicional de ketoprofeno puede ser administrado el día después de la operación 2. En el tercer día postoperatorio, el animal debe estar completamente recuperado sin evidencia de dolor o angustia. Si el dolor o molestia persiste en el día 3 después de la operación, se considera anormal y debería ser tratado de acuerdo con los protocolos del IACUC instalaciones y cuidado de los animales. </li><li> Permitir el ratón para recuperar y el intestino de tejido de ingeniería crecer durante cuatro semanas. Dar acceso a la ad libitum a los animales roedores chow (Lab Diet 5001, PMI Nutrition, St. Louis MO) y el agua con Septra 200 mg / 40 mg por 5 ml (Hi-Tech Pharmacal, Amityville NY) a una dilución 1:100. </li></ol> 4. Cosecha <ol><li> Humanely sacrificar al animal huésped cuatro semanas después de la implantación. </li><li> Vuelva a abrir la incisión original y reflejan la piel cefálica a facilitar el acceso a la cavidad peritoneal. </li><li> Abra la capa muscular e identificar el constructo de tejido modificado como un globo de tejido. </li><li> Tome las adherencias a la construcción de las vísceras intraabdominales mediante disección cortante. </li><li> Fijar el constructo en formalina para posterior parafina montaje o el uso del tejido fresco para ensayos bioquímicos tales como la PCR en tiempo real o aislamiento de las proteínas. </li></ol>

<ol><li>Grikscheit, T. C., Siddique, A., Ochoa, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+small+intestine+improves+recovery+after+massive+small+bowel+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered small intestine improves recovery after massive small bowel resection.</a> Ann. Surg. 240, 748-754 (2004).</li>
<li>Wales, P. W., Christison-Lagay, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short+bowel+syndrome%3A+epidemiology+and+etiology%5BTitle%5D)+AND+%22Sem.+Ped.+Surg%22%5BJournal%5D)">Short bowel syndrome: epidemiology and etiology.</a> Sem. Ped. Surg. 19, 3-9 (2010).</li>
<li>Evans, G. S., Flint, N., Somers, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+a+method+for+the+preparation+of+rat+intestinal+epithelial+cell+primary+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">The development of a method for the preparation of rat intestinal epithelial cell primary cultures.</a> J. Cell Sci. 101, 219-231 (1992).</li>
<li>Sala, F. G., Matthews, J. A., Speer, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multicellular+approach+forms+a+significant+amount+of+tissue-engineered+small+intestine+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Tiss.+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">A multicellular approach forms a significant amount of tissue-engineered small intestine in the mouse.</a> Tiss. Eng. Part A. 17, 1841-1850 (2011).</li>
<li>Speer, A. L., Sala, F. G., Matthews, J. A., Grikscheit, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+tissue-engineered+stomach+demonstrates+epithelial+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Murine tissue-engineered stomach demonstrates epithelial differentiation.</a> J. Surg. Res. 171, 6-14 (2011).</li>
<li>Haxhija, E. Q., Yang, H., Spencer, A. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+epithelial+cell+proliferation+is+dependent+on+the+site+of+massive+small+bowel+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Surg.+Int%22%5BJournal%5D)">Intestinal epithelial cell proliferation is dependent on the site of massive small bowel resection.</a> Pediatr. Surg. Int. 23, 379-390 (2007).</li>
<li>Zhao, L., Cheng, Z., Dhall, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+corrective+pullthrough+surgery+in+a+mouse+model+of+Hirschsprung%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pediatr.+Surg%22%5BJournal%5D)">A novel corrective pullthrough surgery in a mouse model of Hirschsprung's disease.</a> J. Pediatr. Surg. 44, 759-766 (2009).</li>
<li>Petrosyan, M., Guner, Y. S., Williams, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+concepts+regarding+the+pathogenesis+of+necrotizing+enterocolitis%5BTitle%5D)+AND+%22Ped.+Surg.+Int%22%5BJournal%5D)">Current concepts regarding the pathogenesis of necrotizing enterocolitis.</a> Ped. Surg. Int. 25, 309-318 (2009).</li>
<li>Shew, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+concerns+in+malrotation+and+midgut+volvulus%5BTitle%5D)+AND+%22Ped.+Radiol%22%5BJournal%5D)">Surgical concerns in malrotation and midgut volvulus.</a> Ped. Radiol. 39, S167-S171 (2009).</li>
<li>Sampietro, G. M., Corsi, F., Maconi, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospective+study+of+long-term+results+and+prognostic+factors+after+conservative+surgery+for+small+bowel+Crohn%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Gastroenterol.+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Prospective study of long-term results and prognostic factors after conservative surgery for small bowel Crohn's disease.</a> Clin. Gastroenterol. Hepatol. 7, 183-191 (2009).</li>
<li>Klempnauer, J., Grothues, F., Bektas, H., Pichlmayr, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+results+after+surgery+for+acute+mesenteric+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Long-term results after surgery for acute mesenteric ischemia.</a> Surgery. , 121-239 (1997).</li>
<li>Fitzgibbons, S. C., Jones, B. A., Hull, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+biopsy-proven+parenteral+nutrition-associated+liver+fibrosis+and+biochemical+cholestasis+in+children+with+short+bowel+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Ped.+Surg%22%5BJournal%5D)">Relationship between biopsy-proven parenteral nutrition-associated liver fibrosis and biochemical cholestasis in children with short bowel syndrome.</a> J. Ped. Surg. 45, 95-99 (2010).</li>
<li>Spencer, A. U., Kovacevich, D., McKinney-Barnett, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pediatric+short+bowel+syndrome%3A+the+cost+of+comprehensive+care%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Clin.+Nutr%22%5BJournal%5D)">Pediatric short bowel syndrome: the cost of comprehensive care.</a> Am. J. Clin. Nutr. 88, 1552-1559 (2008).</li>
<li>Kato, T., Tzakis, A. G., Selvaggi, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+and+multivisceral+transplantation+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Intestinal and multivisceral transplantation in children.</a> Ann. Surg. 243, 756-766 (2006).</li>
<li>Reyes, J., Bueno, J., Kocoshis, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+of+intestinal+transplantation+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Ped.+Surg%22%5BJournal%5D)">Current status of intestinal transplantation in children.</a> J. Ped. Surg. 33, 243-254 (1998).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Se presenta un protocolo para la producción de tejido de ingeniería en el intestino del ratón utilizando un organoide unidades-on-andamio enfoque. Los pasos más importantes son los de la preparación de unidades organoide. Se debe tener cuidado de limpiar adecuadamente y procesar mecánicamente el tejido, pero el mismo cuidado debe ser tomado para no overdigest o overtriturate las unidades de organoides después de la digestión se lleva a cabo (paso 1,11). Si se hace esto, las unidades de organoides se puede reducir a célu...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> HBSS </td><td> Gibco </td><td> 114170-112 </td><td></td></tr><tr><td> Antibiótico-antimicótico 100X </td><td> Invitrogen </td><td> 15240-062 </td><td></td></tr><tr><td> Dispasa </td><td> Gibco </td><td> 17105-041 </td><td></td></tr><tr><td> Colagenasa de tipo 1 </td><td> Worthington </td><td> LS004194 </td><td></td></tr><tr><td> DMEM alto en glucosa 1X </td><td> Gibco </td><td> 11995-065 </td><td></td></tr><tr><td> FBS inactivado por calor </td><td> Invitrogen </td><td> 16140-071 </td><td></td></tr><tr><td> Biofelt 100% PGA </td><td> Médico Concordia </td><td> FELT01-1005 </td><td> Para la preparación del polímero como en la ref.4 </td></tr><tr><td> Poli-L-láctico </td><td> Durect </td><td> B6002-1 </td><td> Para la preparación del polímero como en la ref. 4 </td></tr><tr><td> El colágeno tipo I, cola de rata </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C3867-1VL </td><td> Para la preparación del polímero como en la ref. 4 </td></tr><tr><td> Ketoprofeno 100 mg / ml </td><td> Fort Dodge Animal Health </td><td> 71-KETOI-100-50 </td><td></td></tr><tr><td> LabDiet 5001 comida para roedores </td><td> LabDiet </td><td> 5001 </td><td></td></tr><tr><td> Septra 200 mg / 40 mg por 5 ml, USP </td><td> Hi-Tech Pharmacal </td><td> 50383-824-16 </td><td></td></tr><tr><td> USP isoflurano, </td><td> Phoenix Pharmaceuticals </td><td> 57319-507-06 </td><td></td></tr></tbody></table>

ingeniería de tejidos del intestino en un modelo murino

Tissue Engineering of the Intestine in a Murine Model

De tejido de ingeniería intestino delgado (TESI) ha sido utilizado con éxito para rescatar a ratas Lewis después de la resección masiva del intestino delgado, resultando en retorno a pesos preoperatorios en 40 días. 1 En los seres humanos, resección masiva del intestino delgado puede resultar en el síndrome del intestino corto, una malabsorción funcional Estado que confiere una significativa morbilidad, mortalidad y costes sanitarios, incluyendo la dependencia de nutrición parenteral, la insuficiencia hepática y cirrosis, y la necesidad de un trasplante de órganos multivisceral. 2 En este trabajo se describen y documentan nuestro protocolo para la creación de tejido modificado intestino en un modelo de ratón con un organoide multicelular unidades-on-andamio enfoque. Unidades de organoides son agregados multicelulares derivados del intestino que contienen elementos tanto de la mucosa y mesenquimales, 3 la relación entre el que conserva el nicho de células madre intestinal. 4 En la investigación en curso y futuros, la transición de nuestra técnica en laratón permitirá la investigación de los procesos que intervienen durante la formación de TESI mediante la utilización de las herramientas transgénicas disponibles en esta especie. 5 La disponibilidad de las cepas de ratón inmunocomprometidos también nos permitirá aplicar la técnica de tejido intestinal humano y optimizar la formación de TESI humana como un de ratón con xenoinjerto antes de su transición a los seres humanos. Nuestro método utiliza buenas prácticas de fabricación (GMP) reactivos y materiales que ya han sido aprobados para su uso en pacientes humanos, y por lo tanto ofrece una ventaja significativa sobre los enfoques que se basan en los tejidos animales descelularizados. El objetivo final de este método es su traducción a los seres humanos como una estrategia de medicina regenerativa terapéutico para el síndrome de intestino corto.

La Figura 1 muestra un esquema general para el protocolo documentado aquí. El resultado final de este protocolo es una estructura de globo esférico o de tejido de ingeniería intestino murino con un lumen, mucosa, submucosa, y rodea muscularis. Figura 2A muestra un globo típico en comparación con un polímero de partida andamio. Figura 2B muestra el mismo constructo bruscamente bivalvo para revelar su lumen. Figura 3 demuestra un hematoxilina / eosina man...

Este artículo y el vídeo de acompañamiento presentar nuestro protocolo para la generación de tejido de ingeniería intestino en el ratón, utilizando un organoide unidades-on-andamio enfoque.

Ingeniería de tejidos del intestino en un modelo murino

El intestino delgado diseñado mediante ingeniería de tejidos (TESI, por sus siglas en inglés) se ha utilizado con éxito para salvar ratas Lewis tras una resección masiva del intestino delgado, lo que ha resultado en el retorno a...

Este video demostrará nuestra técnica para generar intestino delgado ingenierizado a partir de tejido en el ratón, utilizando un enfoque de unidades de organoides sobre un andamio. En este experimento, los animales fueron tratados de acuerdo con las directrices del comité institucional de cuidado y uso de animales y del Centro de Cuidado Animal del Instituto de Investigación Savon del Hospital Pediátrico de Los Ángeles. El primer paso es la obtención del intestino completo de ratón.El ratón sacrificado de forma humanitaria y los instrumentos se preparan con etanol al 70 % en agua, y se realiza una incisión media para acceder a la cavidad peritoneal. Se extrae el intestino delgado y se divide justo distal al ligamento de Treitz. Luego, se diseca cuidadosamente, tanto con técnica afilada como roma, del mesenterio y sus vasos. Finalmente, el íleon se ha seccionado cinco milímetros proximal a la válvula ileocecal. Se muestra el intestino delgado extraído a escala. A continuación, procedemos a abrir el intestino longitudinalmente a lo largo del borde antimesentérico en una solución salina tamponada con Hank que contiene un antibiótico-antifúngico al 1X.A continuación, se elimina la materia fecal del intestino en el recipiente, seguido de tres lavados repetidos con HBSS y un tubo de ensayo. El tejido intestinal se deposita en el fondo del tubo y el material flotante corresponde a restos mesenquimales, que pueden descartarse. La solución de lavado se retira cuidadosamente con una pipeta.A continuación, el intestino se pica en trozos de menos de un milímetro cuadrado utilizando tijeras. El material picado se recoge con una pipeta automática. El material picado para lavado ya está listo para la digestión.La solución de digestión contiene DASE 0,125 miligramos por mililitro y colagenasa 800 unidades por mililitro en HBSS con antibiótico antimicótico. Observe el color marronoso de la solución de digestión en comparación con el HBSS con antibiótico antimicótico. Se prepara fresca y se añaden 10 mililitros a la muestra picada.Se incuba a 37 grados Celsius durante 20 minutos en un rotador. El tejido se desintegra aún más mediante repeticiones con una pipeta, como se muestra aquí. Este procedimiento se repite entre 20 y 50 veces hasta obtener una apariencia uniforme.La punta de pipeta de 10 mililitros tiene un tamaño óptimo. Para ello, la reacción se detiene con tres mililitros de DMEM a cuatro grados con 10% de suero bovino fetal. El material se centrifuga durante 10 minutos. A 500 RPM, se descarta el sobrenadante y el precipitado se resuspende en un lavado de 10 mililitros de DMEM a cuatro grados con 10% de suero bovino fetal. Luego, se centrifuga durante cinco minutos a 800 RPM para recuperar todo el tejido excepto las células individuales, que permanecen en el sobrenadante S y se descartan. El precipitado contiene las unidades de organoides, el material más ligero en la parte superior, indicado por la pinza y el material de la cintura.Debajo de esta capa, el DMEM con suero se elimina con una pipeta. Tenga cuidado de no suspender el precipitado en la pipeta. Las últimas gotas pueden eliminarse de forma más segura con la pipeta de plástico desechable.Se muestra aquí el andamio polimérico de ácido poliglicólico o PGA utilizado en nuestros experimentos. Los dos milímetros distales de la punta desechable de una pipeta de 1000 microlitros se recortan con tijeras estériles. Cargamos el polímero con unidades de organoides en placas de cultivo de cuatro paredes para minimizar la dispersión del material fuera del polímero.Las unidades de organoides se cargan sobre el andamio con la pipeta primero en la luz, y luego en la superficie externa. Se utiliza una segunda pinza para asegurar un recubrimiento adecuado de la luz; se tiene cuidado de no alterar la forma cilíndrica del polímero. El ratón huésped utilizado en el caso de un donante transgénico es un no obeso diabético inmunocomprometido.Animal inmunodeficiente combinado severo deficiente en la cadena gamma o nod scid gamma. De lo contrario, se pueden implantar huéspedes siringénicos para la implantación. Después de inducir la anestesia general, se afeita, prepara y cubre el abdomen.Se realiza una incisión media de 0,5 centímetros. Se identifica el epiplón mayor y se eviscera cuidadosamente. El polímero cargado se envuelve en el epiplón y se fija con una sutura de Monocryl 5-0.Es sumamente importante que el epiplón no se rompa, ya que las células podrían filtrarse al peritoneo. El polímero cargado asegurado se reemplaza en el abdomen, que se cierra por capas. Se utiliza una sutura de Vicryl 4-0 de forma interrumpida para cerrar.Primero la capa muscular y luego la piel para analgesia postoperatoria, dos miligramos por kilogramo. Se inyecta ketoprofeno en agua estéril como una rueda subcutánea adyacente a la incisión. Cuatro semanas después del implante, el animal huésped es sacrificado humanamente y se reabre la incisión original. El constructo tisular ingenierizado se identifica como una estructura globular y puede estar adherido al estómago y a las vísceras intraabdominales.Las adherencias se seccionan cuidadosamente y se obtiene un esteroide de intestino diseñado mediante ingeniería tisular. Aquí se muestra el esteroide obtenido en comparación directa con el polímero inicial. En esta imagen, la luz del intestino diseñado se ha abierto cuidadosamente para revelar su interior.El tejido puede fijarse para análisis histológico o utilizarse fresco para diversos ensayos biológicos moleculares, como hemos demostrado en otras publicaciones. Aquí se muestra una micrografía teñida con hematina y eosina a bajo aumento de un constructo típico exitoso de intestino delgado ingenierizado. La flecha izquierda indica la luz revestida con mucosa intestinal, y la flecha derecha muestra el páncreas del hospedador.Que se ha adherido al constructo.

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Bioingeniería

Este video describe el protocolo detallado para la resección intestinal en un modelo murino. Esta técnica proporciona información sobre la malabsorción biliar inducida por ileectomía, la sobreacumulación y la toxicidad en el intestino del ratón.

Modelo de resección ileal murina: estudio del metabolismo biliar inducido por ileectomía en modelo murino

Este video muestra la generación de un modelo de bucle ileal para estudiar la permeabilidad intestinal en un modelo de ratón. Este método proporciona un modelo vivo para comprender la función de la barrera epitelial y la consiguiente respuesta inmunitaria.

Modelo de asa ileal de ratón: un modelo quirúrgico para estudiar la permeabilidad intestinal en el ratón

El artículo describe una metodología para la producción de una matriz acelular de intestino de rata. La derivación de los andamios intestinal es importante para futuras aplicaciones en la ingeniería de tejidos, biología de células madre y las pruebas de drogas.

Una Metodología Descelularización para la Producción de una matriz Intestinal Natural acelular

Pequeños técnicas de imagen permiten animales exámenes de diagnóstico de serie y las intervenciones terapéuticas en vivo. Recientemente, el alcance de las aplicaciones se ha ampliado significativamente y actualmente incluye la evaluación del desarrollo de tumores del colon, la cicatrización de heridas y el seguimiento de la inflamación. Este protocolo se ilustran estas diversas aplicaciones potenciales de la endoscopia murino.

Murino Endoscopia para En Vivo Healing Multimodal Imaging de Carcinogénesis y Evaluación de la herida y la inflamación intestinal

Las células madre epiteliales intestinales (ISCS) se entremezclan con las células de Paneth. Estas células se diferencian progenie del ISC, que apoyan el ISC y proporcionar protección antibacteriana. Aquí se demuestra la forma en que utilizamos modelos de ratones transgénicos condicionales para establecer que las células de Paneth juegan un papel crucial en el mantenimiento de los epitelios intestinales.

Los protocolos para analizar el papel de las células de Paneth en Regeneración del Murino Intestino utilizando condicional<em&gt; Cre-lox</em&gt; Ratón Modelos

A continuación se describe el procedimiento detallado de isquemia-reperfusión intestinal en ratones que produce lesiones reproducibles sin mortalidad para fomentar la estandarización de esta técnica a través del campo. Este modelo de lesión de isquemia-reperfusión intestinal puede ser utilizado para estudiar los mecanismos celulares y moleculares de la lesión y regeneración.

Modelo murino de isquemia-reperfusión intestinal Lesiones

Obstrucciones intestinales son una obstrucción parcial o completa del intestino que puede causar dolor abdominal severo, náuseas, vómitos y evitando el paso de las heces. Este procedimiento para crear tiene obstrucciones parciales intestinal en ratones es confiable en el estudio de los mecanismos de crecimiento celular patológico y la muerte en el intestino.

Un modelo de ratón de la obstrucción Intestinal parcial

La función epitelial intestinal desregulada de la barrera y las inmunorespuestas son sellos de la enfermedad de intestino inflamatoria que siguen siendo investigados mal debido a una carencia de modelos fisiológicos. Aquí, se describe un modelo de asa intestinal de ratón que emplea un segmento intestinal bien vascularizado y exteriorizado para estudiar la permeabilidad de la mucosa y el reclutamiento de leucocitos in vivo.

Evaluación Funcional De La Permeabilidad Intestinal Y La Migración Transepitelial Neutrófilo En Ratones Usando Un Modelo De Bucle Intestinal Estandarizado

Este protocolo ofrece instrucciones detalladas para establecer organoides murinos del intestino delgado, aislar las células linfoides innatas tipo 1 de la lámina propia del intestino delgado murino y establecer cocultivos tridimensionales (3D) entre ambos tipos de células para estudiar las interacciones bidireccionales entre las células epiteliales intestinales y las células linfoides innatas tipo 1.

Cocultivo de organoides epiteliales del intestino delgado murino con células linfoides innatas

Aquí describimos la construcción de un sistema modelo básico tridimensional (3D) de líneas celulares intestinales y un protocolo de inclusión de parafina para la evaluación microscópica óptica de equivalentes intestinales fijos. La tinción de proteínas seleccionadas permite el análisis de múltiples parámetros visuales de un solo experimento para su uso potencial en estudios preclínicos de detección de fármacos.

Sistema Modelo Intestinal Tridimensional Básico (3D) con un Componente Inmune

Describimos un modelo murino de íleo postoperatorio generado por manipulación intestinal. Se evaluó la función del tránsito gastrointestinal, los cambios patológicos y la activación de las células inmunitarias 24 h después de la cirugía.

Modelo murino de íleo postoperatorio

Aprenda a generar intestino delgado bioingenierizado en ratón mediante unidades de organoides sobre andamio. Este protocolo demuestra aislamiento, digestión e implantación para aplicaciones en medicina regenerativa y modelado de enfermedades.

Ingeniería de tejidos del intestino en un modelo murino

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