Name: Citometría de flujo El aislamiento de células primarias murino tipo II alveolares epiteliales de Estudios funcionales y moleculares (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 48 s
Description: Aprende a aislar células epiteliales alveolares tipo II murinas primarias mediante citometría de flujo con selección negativa. Este método eficiente proporciona alta viabilidad y pureza celular para estudios funcionales y moleculares en enfermedades respiratorias.

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Nos gustaría dar las gracias a M. Höxter para la asistencia técnica en la clasificación AECII murino primaria de bioseguridad de nivel 2 muestras. Este trabajo fue apoyado por becas de la Fundación Alemana de Investigación (DFG) a DB (SFB587, B12 y BR2221/1-1 TP) y una beca de la Escuela de Investigación Biomédica de Hannover (DFG GSC 108) a AA. DB con el apoyo de la Iniciativa del Presidente y del Fondo de Redes de la Asociación Helmholtz de Centros de Investigación alemán (HGF), bajo contrato W2/W3-029 número.

Los detalles relativos a los reactivos y materiales necesarios se enumeran en la tabla al final del protocolo a continuación. Antes de empezar el trabajo, preparar tubos de 15 ml (una por ratón) que contienen 4 ml de dispasa y pre-calentamiento a 37 ° C en un baño de agua. En un bloque de calentamiento, poco calentar pequeñas alícuotas de bajo punto de fusión al 1% de agarosa (en agua) a 95 ° C hasta que la miel y, posteriormente, enfriar a 45 ° C hasta su uso. 1. Preparación del pulmón de ratón <ol><li> Sacrificar el ratón por asfixia de CO 2. Nota: No realice dislocación cervical, ya que esto lesionar la tráquea de modo que siguiendo los pasos del protocolo, como la instalación de los pulmones con líquido, no se puede realizar con éxito. Asegúrese de que la pérdida de los reflejos nociceptivos. </li><li> Pulverizar el ratón con etanol y hacer un corte largo a lo largo de la línea media ventral del cuerpo. Tire de la piel y la piel ventral y posteriormente también cuidadosamente cortar y quitar el peritoneo. </li><li> Exsanguinate laratón cortando la vena yugular izquierda y la derecha (Vena yugular), así como la arteria renal (renalis Arteria). Quite la sangre que fluye con el tejido. </li><li> Con cuidado, punción y retire el diafragma para exponer el corazón y los pulmones cortando las costillas. Tenga especial cuidado de no lesionar el pulmón. </li><li> Con una cánula 26G y una jeringa de 10 ml llena con solución salina tamponada con fosfato fría (PBS), la punción del ventrículo derecho del corazón y perfundir el pulmón con PBS hasta que esté libre de sangre. </li><li> Corte y retire las glándulas salivales para exponer la tráquea. También con cuidado corte el músculo que rodea la tráquea. </li><li> Insertar una cánula permanente 22G en la tráquea, retirar la aguja y empujar el catéter de plástico hacia el pulmón. Fijar el catéter mediante la vinculación de una pequeña pieza de lana alrededor de la tráquea y el catéter. </li></ol> 2. La digestión enzimática del tejido pulmonar Si se desea, una muestra de líquido de lavado broncoalveolar puede serpreparado por el lavado de los pulmones a través del catéter insertado en la tráquea con PBS o medio antes de la siguiente etapa. <ol><li> Usando una jeringa de 2 ml, cuidadosamente infundir un volumen máximo de 2 ml de dispasa (de la alícuota ml 4) en el pulmón a través del catéter de modo que todos los lóbulos están totalmente expandido. Intercambiar la jeringa con una jeringa de 1 ml que contiene 0,5 ml de la agarosa licuada y también infundir en el pulmón. </li><li> Deje la jeringa en el catéter para evitar el flujo de retorno de la agarosa y cubrir inmediatamente el pulmón con papel de laboratorio del tejido y hielo. Deje que el gel de agarosa durante un par de minutos. </li><li> Quitar el papel de seda, hielo, jeringas y catéteres, cortar la tráquea y escindir el pulmón, corazón y timo del pecho. Luego enjuague el pulmón en un plato con PBS y quitar el corazón, el timo y la tráquea restante. </li><li> Ponga el pulmón hacia el restante 2 ml de dispasa y se incuba a temperatura ambiente durante 45 min. </li></ol> 3. Preparación del pulmónSuspensión celular <ol><li> Retire el pulmón de la dispasa y la transfiere en un plato que contiene 7 ml de anticuerpo anti-CD16/32 (1 mg / ml concentración final) en medio DMEM y 100 l DNasa. </li><li> Utilizando fórceps, se desintegran completamente el tejido pulmonar tirando de él aparte y se incuba durante 10 min a temperatura ambiente mientras agitando suavemente en un agitador ajustado a 200 rpm. Si se desea, la suspensión de células se pueden almacenar a 4 º C hasta el siguiente paso. </li><li> Se filtra la suspensión celular a través de mallas de nylon primero con 100 micras y 70 micras, posteriormente con 48 micras y 30 micras poros. Tomar cuidado de enjuagar cada malla, así como los tubos y las placas concienzudamente con DMEM para minimizar la pérdida de células y maximizar el rendimiento. Si está puesta en común de muestras, esto se puede lograr aquí pasando posteriormente por suspensiones de células de ratones de un grupo a través del mismo filtro. Cambiar el filtro en caso de obstrucción. </li><li> Dependiendo del volumen, transferir el filtrado a uno o más tubos de 50 ml ycentrifugar durante 15 min a 160 xg y 4 ° C. Eliminar el sobrenadante. </li><li> Resuspender el pellet de células en 2 ml de tampón de lisis de eritrocitos (0,15 M NH 4 Cl, 0,01 M de KHCO 3, 0,1 mM EDTA, pH 7,2) y terminar rápidamente la lisis por adición de 13 ml de medio DMEM. Transferir la solución a un tubo de 15 ml y centrifugar durante 12 min a 160 xg y 4 ° C. </li></ol> 4. Antibody tinción para citometría de flujo en células de clasificación <ol><li> Resuspender las células en 3 ml de cóctel de anticuerpos primaria, preparado en medio DMEM en diluciones adecuadas para la citometría de flujo. (Los anticuerpos fueron ajustado previamente para diluciones de trabajo óptimas mediante la tinción de 1 x 10 6 esplenocitos en un volumen de 100 l. Uso 3 ml del cóctel de anticuerpo primario que contiene las concentraciones óptimas para cada uno de los anticuerpos utilizados para células agrupadas de hasta cinco ratones. Si más ratones se agruparon para una muestra, ajustar el volumen). </li><li> Para la tinción, incubar las células durante 10 min en la oscuridada 4 ° C. </li><li> Se lavan las células por el tubo de llenado 15 ml con medio DMEM y centrifugación durante 12 min a 160 xg y 4 º C. </li><li> En el caso de anticuerpos biotinilados o no acoplados se utilizaron en 4,1: Eliminar el sobrenadante y resuspender las células en 2 a 3 ml de cóctel de anticuerpo secundario. Teñir durante 10 min a 4 ° C en la oscuridad. </li><li> Se lavan las células a través de rellenar el tubo con DMEM y centrifugación durante 12 min a 160 xg y 4 ° C. </li><li> Resuspender las células en 1 ml de DMEM y pre-filtro a través de un filtro de 50 micras en un tubo para la clasificación de células. Opcional: Contar las células para obtener el número total de células en la suspensión de células de pulmón. </li></ol> 5. De clasificación de células <ol><li> Mezclar las células mediante agitación en vórtex antes de la clasificación. Use una boquilla de 100 micras para la célula de clasificación de AECII. La presión de fluido de funda, así como de emisión láser y longitudes de onda de detección dependen del instrumento utilizado para la citometría de flujo de clasificación de células, así como los fluorocromos utilizados en la antibody procedimiento de tinción. </li><li> Puerta en las células SSC altos que son negativos para los fluorocromos utilizados para la tinción y ordenar en un tubo que contiene DMEM. Utilice altura dispersión hacia adelante (FSC-H) vs área (FSC-A) y la altura de dispersión lateral (SSC-H) vs área (SSC-A) de Windows para excluir los dobletes o agregados celulares (ver detalles de la estrategia de puerta en Figura 1 a). </li><li> Con el fin de recoger la centrífuga ordenados células durante 20 min a 280 xg y 4 º C. </li><li> Resuspender las células en medio de cultivo o tampón como se requiere para su posterior análisis. </li></ol>

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El protocolo para el aislamiento de murino AECII por citometría de flujo ofrece una forma rápida de acceder a las células primarias del pulmón de ratón para toda una serie de estudios funcionales y moleculares. El procedimiento descrito se obtiene poblaciones altamente viables y puro de AECII que son suficientes en número para directos análisis posteriores, tales como el aislamiento de ARN (ver figura 2b) y transcriptome estudios. Para aplicaciones funcionales, también es posible cultivar las células ai...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> mora cánula 22G Introcan </td><td> Braun </td><td> REF 4252098B </td><td></td></tr><tr><td> Dispasa, 100 ml (5000 unidades caseinolíticas) </td><td> BD Biosciences </td><td> 354235 </td><td> alícuota de 4 ml en tubos de 15 ml, almacenar a -20 ° C </td></tr><tr><td> Biozym placa de agarosa </td><td> Biozym </td><td> 840101 </td><td> 1% w / v en H 2 O </td></tr><tr><td> Desoxirribonucleasa I de páncreas bovino, 2000 unidades Kunitz / vial </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D4263 </td><td> recién disolver el contenido de 1 vial en 300 l de DMEM </td></tr><tr><td> DMEM </td><td> Gibco </td><td> 22320-022 </td><td> utilizado según lo previsto por el fabricante (Low Glucose, piruvato, HEPES) </td></tr><tr><td> coladores celulares (100 micras, 75 micras) </td><td> BD Falcon </td><td> 352360, 352350 </td><td></td></tr><tr><td> de malla de nylon (48 micras, 30 micras) </td><td> Buckmann GmbH </td><td> 03-48/26-1020, 03-30/18-108 </td><td></td></tr><tr><td> CellTrics 50 micras filtro </td><td> PARTEC </td><td> 04-0042-2317 </td><td></td></tr><tr><td> anti-ratón CD16/CD32 </td><td> BioLegend </td><td> 101302 </td><td> clon 93; purificada </td></tr><tr><td> anti-ratón de F4/80 </td><td> BioLegend </td><td> 123116 </td><td> clon BM8; APC acoplado </td></tr><tr><td> anti-ratón CD11b </td><td> BioLegend </td><td> 101208 </td><td> clon M1/70; PE acoplado </td></tr><tr><td> anti-ratón CD11c </td><td> BioLegend </td><td> 117310 </td><td> clon N418; APC acoplado </td></tr><tr><td> anti-ratónCD45 </td><td> BioLegend </td><td> 103102 </td><td> clon 30-F11; purificada </td></tr><tr><td> anti-ratón CD19 </td><td> eBioscience </td><td> 12-0193-83 </td><td> eBIO 1D3; PE acoplado </td></tr><tr><td> policlonal de cabra anti-IgG de rata </td><td> BD Pharmingen </td><td> 550767 </td><td> policlonal, PE acoplado </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Anticuerpos acoplados a fluorocromos alternativos pueden ser utilizados, dependiendo del citómetro de flujo y los láseres disponibles. </td></tr></tbody></table>

citometría de flujo el aislamiento de células primarias murino tipo ii alveolares epiteliales de estudios funcionales y moleculares

Flow Cytometric Isolation of Primary Murine Type II Alveolar Epithelial Cells for Functional and Molecular Studies

A lo largo de los últimos años, la contribución de las células alveolares de tipo II epiteliales (AECII) a diversos aspectos de la regulación inmune en el pulmón se ha reconocido cada vez más. AECII se han mostrado participar en la producción de citoquinas en las vías respiratorias inflamadas y actuar incluso como células presentadoras de antígeno tanto en la infección de células T y la autoinmunidad mediada por 1-8. Por lo tanto, son especialmente interesantes también en contextos clínicos como la hiper-reactividad de las vías respiratorias al exterior y de auto-antígenos, así como infecciones que directa o indirectamente se dirigen AECII. Sin embargo, nuestra comprensión de las funciones inmunológicas detalladas servidos por células alveolares de tipo II epiteliales en el pulmón sano, así como en la inflamación sigue siendo fragmentaria. Muchos estudios sobre la función AECII se realizan a través del ratón o humano líneas de células epiteliales alveolares 9-12. Trabajo con líneas de células sin duda ofrece una serie de beneficios, tales como la disponibilidad de un gran número of células para análisis extensos. Sin embargo, creemos que el uso de AECII murino primaria permite una mejor comprensión de la función de este tipo de células en procesos complejos tales como la infección o inflamación autoinmune. AECII murino primaria se pueden aislar directamente a partir de animales que sufren de tales condiciones respiratorias, lo que significa que han sido objeto de todos los factores extrínsecos adicionales que juegan un papel en el ajuste analizado. Como ejemplo, AECII viable puede ser aislado de ratones por vía intranasal infectadas con virus de influenza A, que se dirige principalmente a estas células para la replicación 13. Es importante destacar que, a través de la infección ex vivo de AECII aislado de ratones sanos, los estudios de las respuestas celulares montados sobre la infección puede ser extendido. El protocolo para el aislamiento de AECII murino primario se basa en la digestión enzimática del pulmón de ratón seguido de etiquetado de la suspensión celular resultante con anticuerpos específicos para CD11c, CD11b, F4/80,CD19, CD45 y CD16/CD32. AECII granulares se identifica entonces como la dispersión de alta sin marcar y lateral (SSC alta) población de células y son separadas por fluorescencia de células activadas por la clasificación 3. En comparación con otros métodos de aislamiento de células epiteliales primarias de los pulmones del ratón, nuestro protocolo de aislamiento de citometría de flujo de AECII por selección negativa produce intacta, altamente viable y puro AECII en tiempo relativamente corto. Además, y en contraste con los métodos convencionales de aislamiento por lavado en batea y el agotamiento de los linfocitos a través de la unión del anticuerpo acoplado-perlas magnéticas 14, 15, de citometría de flujo de clasificación de células permite la discriminación por medio de tamaño de celda y granularidad. Dado que la instrumentación para la clasificación de células por citometría de flujo está disponible, el procedimiento descrito se puede aplicar a costes relativamente bajos. Al lado de anticuerpos estándar y enzimas para la desintegración, pulmón, ausencia de reactivos adicionales tales como magnéticaperlas se requiere. Las células aisladas son adecuadas para una amplia gama de estudios funcionales y moleculares, que incluyen el cultivo in vitro de células T y ensayos de estimulación, así como transcriptoma, proteoma o análisis de secretoma 3, 4.

Al ordenar suspensiones celulares pulmonares aislados de los ratones sanos, la puerta AECII típicamente representan alrededor del 42 ± 10% de todos los eventos. Este porcentaje puede ser notablemente inferior cuando los ratones con enfermedades respiratorias tales como una infección viral se utilizan, como la suspensión de células inicial contendrá una proporción mucho mayor de los linfocitos y otras células inmunitarias reclutados para las vías respiratorias. Para AECII aisladas de los pulmones IAV infectados en el día...

Se describe el aislamiento rápido de células primarias de murino de tipo II alveolares epiteliales (AECII) por citometría de flujo negativo de selección. Estos AECII mostrar una alta viabilidad y pureza, y son adecuados para una amplia gama de estudios funcionales y molecular respecto a su función en condiciones respiratorias tales como enfermedades autoinmunes o infecciosas.

Citometría de flujo El aislamiento de células primarias murino tipo II alveolares epiteliales de Estudios funcionales y moleculares

A lo largo de los últimos años, la contribución de las células epiteliales alveolares tipo II (AECII) a diversos aspectos de la regulación inmunitaria en el pulmón ha sido...

El objetivo general de este procedimiento es aislar células epiteliales alveolares de tipo dos neuronales primarias puras y viables para análisis funcionales y moleculares posteriores. Primero, se instila la solución de DYS y luego agarosa en el pulmón y la tráquea de un ratón sacrificado. A continuación, se extrae el pulmón después de permitir que la dispa digiera el tejido pulmonar.El tejido se desintegra manualmente. La suspensión resultante se filtra a través de una serie de mallas con tamaños de poro decrecientes. Luego se tiñe y las células epiteliales alveolares de tipo dos se aíslan mediante selección negativa por citometría de flujo.Finalmente, las células epiteliales alveolares de tipo dos aisladas pueden utilizarse para realizar ensayos funcionales y moleculares con el fin de estudiar su papel en infecciones respiratorias y enfermedades autoinmunes pulmonares. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la inmunología pulmonar, especialmente en el contexto de enfermedades pulmonares autoinmunes y de infecciones virales. La demostración visual de este método es fundamental, ya que la preparación del órgano y de la suspensión celular es difícil de a

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Una preparación altamente purificada de células dendríticas del pulmón del ratón se describe. Especial énfasis se da al aislamiento de subgrupo de células dendríticas convencionales.

Aislamiento de células dendríticas del pulmón de ratón

Aquí se describe un método eficiente para el aislamiento, identificación y purificación de ratón las células epiteliales del timo (TEC). El protocolo puede ser utilizado para estudios de la función del timo para el desarrollo normal de células T, la disfunción del timo, y la reconstitución de células T.

El aislamiento, la identificación y purificación de células epiteliales del timo murino

El estado de salud de los pulmones se refleja por el tipo y número de células inmunitarias que están presentes en los bronquiolos del pulmón. Se describe una técnica de lavado broncoalveolar que permite el aislamiento y estudio de las células no adherentes y factores solubles en el tracto respiratorio inferior de los ratones.

Lavado broncoalveolar de los pulmones murinos para analizar infiltración de células inflamatorias

Este trabajo describe un protocolo basado en FACS que permite el aislamiento fácil y simultáneo de pericitos tipo I y tipo II de los músculos esqueléticos.

Aislamiento de Pericitos Tipo I y Tipo II de Músculos Esqueléticos de Ratón

Esta comunicación describe modelos murinos para los propósitos experimentales y metodologías para el aislamiento y cultivo de macrófagos alveolares de los seres humanos.

Aislamiento y cultivo In Vitro de los macrófagos alveolares murinos y humanos

Este artículo proporciona una metodología detallada para los enfoques de disociación tisular y fraccionamiento celular que permiten el enriquecimiento de células epiteliales viables de las regiones proximal y distal del pulmón humano. En este caso, estos enfoques se aplican para el análisis funcional de células progenitoras epiteliales pulmonares mediante el uso de modelos de cultivo de organoides 3D.

Aislamiento y enriquecimiento de células progenitoras epiteliales pulmonares humanas para cultivo de organoides

En este artículo, las células endoteliales pulmonares primarias se aislaron y cultivaron de ratones neonatos.

Aislamiento de células endoteliales pulmonares primarias de ratón

Este protocolo detalla el aislamiento de poblaciones vivas inmunes y no inmunes del pulmón de ratón en un estado estacionario y después de la infección por influenza. También proporciona estrategias de activación para identificar subconjuntos de células epiteliales y mieloides.

Aislamiento de poblaciones vivas de células mieloides y epiteliales del pulmón de ratón

Este protocolo presenta un método basado en citometría de flujo para aislar células epiteliales alveolares tipo II (AECII) viables de pulmones murinos neonatales, juveniles o adultos (infectados o no infectados). Este enfoque permite que estudios moleculares y/o funcionales posteriores de AECII identifiquen sus funciones durante la inflamación e infección pulmonar.

Aislamiento de células epiteliales alveolares tipo II de pulmones murenos neonatales, juveniles y adultos adaptables a entornos experimentales infecciosos

Este trabajo presenta una citometría de flujo basado en el método para investigar la composición inmunológica de aortas. El documento también muestra una técnica adicional que permite examinar los alrededores y adventicia pared de los vasos por separado. Este método abre la posibilidad de realizar análisis fenotípico de los leucocitos aórtica y aplicar varios ensayos inmunológicos para los estudios de la aterosclerosis.

Análisis por citometría de flujo de células inmunes dentro de aortas murino

Aprende a aislar células epiteliales alveolares tipo II murinas primarias mediante citometría de flujo con selección negativa. Este método eficiente proporciona alta viabilidad y pureza celular para estudios funcionales y moleculares en enfermedades respiratorias.

Citometría de flujo El aislamiento de células primarias murino tipo II alveolares epiteliales de Estudios funcionales y moleculares (Video) | JoVE Journal

Citometría de flujo El aislamiento de células primarias murino tipo II alveolares epiteliales de Estudios funcionales y moleculares

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