Name: Varias unidades Métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el Locust ( Schistocerca americana) Circuitos olfativas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 13 s
Description: Aprenda a registrar actividad neuronal multiunidad en respuesta a olores en el sistema olfativo de Schistocerca americana. Este método de electrofisiología permite caracterizar la actividad de conjuntos neuronales en vías sensoriales invertebradas.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Los autores desean agradecer a las siguientes personas por financiar este trabajo: generoso arranque fondos del Departamento de Ingeniería Biomédica en la Universidad de Washington, un Centro de Neurociencia de Sistemas McDonnell subvención, una Oficina de Investigación Naval de subvención (Grant #: N000141210089) para BR

1. Olor Preparación y entrega <ol><li> Las soluciones diluidas de olor en aceite mineral en volumen para alcanzar el nivel de concentración deseado. Almacene una mezcla de 20 ml de aceite mineral y el olor en un frasco de vidrio de 60 ml. Insertar dos agujas de jeringa en un tapón de goma (calibre 19), una de la parte inferior y la otra desde la parte superior, para proporcionar una entrada y una línea de salida. Sellar la botella de vidrio con tapón de caucho y este adjuntar un diseño personalizado filtro de carbón activado a la línea de entrada (Figura 1A). </li><li> El filtro de carbono se hace utilizando dos jeringas 6 ml. Cortar las jeringas en la mitad y descartar el extremo del émbolo. Rellenar cada una de las piezas restantes con algodón y carbón activado antes de conectar juntos utilizando calor tubo retráctil. </li><li> Conectar la línea de salida de la botella de olor (con tubo de polietileno, ID 0,86 mm) para el tubo de plástico (Nalgene Tubos FEP, ID 5,8 mm) que suministra un flujo de aire constante a través de la antena (Figura 1B </strong&gt;). </li><li> Directo carbono-filtrada, aire deshumidificado (gas portador; caudal, 0,75 L / min) hacia la langosta usando un tubo de plástico que se coloca dentro de unos pocos cm de la antena de la langosta. </li><li> Para la estimulación olor, desplazar un volumen constante (0,1 L / min) de la cámara de aire estática por encima de la solución de olor en la botella. Esto se consigue mediante la inyección de una cantidad igual de aire deshumidificado en el frasco utilizando un Pico-bomba (WPI, PV-820). Los vapores de la botella de olor se dirige a través de la línea de salida en el tubo de flujo de aire (Figura 1B). </li><li> Retire los vapores de olor entregados mediante la colocación de un embudo vacío ~ 10 cm detrás de la antena contra la langosta. </li></ol> 2. Preparación para la grabación de Antena Locust sensillum individual <ol><li> Seleccione una langosta de adultos jóvenes de ambos sexos con alas totalmente crecido, pero antes de la etapa de apareamiento de una colonia llena de gente. Para frenar la langosta, en primer lugar amputar las piernas. Selle los sitios de amputación con adhesivo tisular (Vetbond, 3M). Secure tél langosta a una cámara de diseño personalizado con un pequeño trozo de cinta aislante envuelto alrededor de su tórax (Figura 2A). </li><li> Bajo un microscopio de disección, hacer una ranura poco profunda en la plataforma de cera (Figura 2A) para la colocación de la antena. Coloque la antena en la ranura y estabilizar usando cera batik en los dos extremos de la antena (Figura 2B; una electrowaxer se utiliza para la fusión de la cera). </li><li> Inserte un electrodo de tierra (alambre de plata clorada) en el tórax (~ 1 cm de distancia de la cabeza). Use cera batik tanto el sello del sitio de la incisión y mantenga el cable de tierra en su lugar (Figura 2A). </li></ol> 3. Grabación sensillum Individual de Seguimiento de olor-evocó las respuestas de las neuronas receptoras olfativas (ORNs) <ol><li> Coloque la antena langosta estabilizado bajo un microscopio estereoscópico (Leica M205C) en una tabla de aislamiento de vibraciones (TMC) (Figura 3A). Asegúrese de que la base de la sensillum grabación es claraLy visible (Figura 3B). </li><li> Use un extractor de micropipeta (Sutter P-1000) para la fabricación de electrodos de vidrio (impedancia de 3-10 mW cuando se llena con solución salina 9 langosta, m diámetro de la punta 1-3) utilizando un tubo capilar de vidrio de borosilicato (OD 1,2 mm, ID 0,69 mm). </li><li> Coloque el electrodo de vidrio en un soporte micropipeta que está unido a un micromanipulador motorizado (Sutter MP-285). Suavemente insertar el electrodo en la base de un sensillum (Figura 3B). Tenga en cuenta que cada sensillum puede contener 3-50 ORNs en langostas 10. </li><li> Amplificar la señal (10.000 veces) utilizando un amplificador AC (Grass P-55). Filtrar la señal de entre 0,3 a 10,0 kHz y adquirir a una velocidad de muestreo de 15 kHz (Figura 3D) usando un sistema de adquisición de datos (LabView, PCI-MIO-16E-4 tarjetas DAQ; National Instruments). </li></ol> 4. Locust Procedimiento para la disección del lóbulo antenal y grabaciones de setas del cuerpo <ol><li> Siga el restrainiprocedimientos ng como se describe en la sección 2.1. Coloque la langosta en una cámara diseñada a tal como se muestra en la Figura 4A y B. </li><li> Para la perfusión de solución salina durante y después del procedimiento de disección, construir una taza de cera alrededor de la cabeza de la langosta. La taza de cera debe comenzar justo por encima de las partes de la boca, y se extienden más allá de los ojos compuestos que abarca la región entre las dos antenas como se muestra en la Figura 4C. </li><li> Para permitir que las antenas para pasar a través de la copa de cera, crear pequeños túneles en ambos lados con plástico (polietileno) tubo (5 mm de largo, 0,86 mm ID). Asegúrese de que el tubo de plástico se puede deslizar a través de la copa de cera. Esto último se logra mediante el uso de una junta de goma que envuelve herméticamente alrededor del tubo de plástico, pero está unido a la cera-taza (Figura 4C). </li><li> Uso de resina epoxi, una la base de las antenas con el extremo inferior del tubo de plástico. Este paso asegura que las antenas se mantiene en su lugar, incluso después de los alrededorescutícula se retira. </li><li> Mantenga la copa cera llena con solución salina 9 desde este punto en adelante. Comenzar por la eliminación de una región rectangular central entre las dos antenas (lado más largo del rectángulo alineado con el eje anteroposterior). Posteriormente, retirar cutícula en las regiones vecinas sin molestar a los ojos compuestos y cutícula en la base de la antena (Figura 4D). </li><li> Con unas pinzas finas, retire suavemente sacos de aire y los cuerpos grasos que rodean el cerebro. Al final de este paso, el cerebro langosta debe ser visto claramente (Figura 4D). Nótese que las regiones del cerebro que procesan la información olfativa (con pigmentación amarillo claro) está situado entre las dos antenas. </li><li> En el intestino langostas pasa por debajo del cerebro y a lo largo de la longitud del cuerpo. Para evitar el movimiento de los intestinos de potencialmente desestabilizar la preparación, tire suavemente del intestino anterior y lo cortó con unas tijeras finas. Haga una pequeña incisión en el abdomen justopor encima del recto y quitar el intestino tirando del intestino posterior con pinzas gruesas. Para evitar una fuga de solución salina, atar el abdomen inmediatamente anterior al sitio de la incisión con hilos de sutura. </li><li> Utilice una pequeña plataforma hecha de un alambre fino recubierto con una fina capa de cera para elevar el cerebro y estabilizarla durante 11 electrofisiología como se muestra en la Figura 4D. </li><li> El cerebro de los insectos está cubierto por una funda aislante delgada que necesita ser eliminado antes de los experimentos. Para desheath el cerebro, se extendió suavemente una pequeña cantidad de una enzima (0.3-0.4 mg de proteasa, Sigma Aldrich) sobre la superficie del cerebro utilizando unas pinzas finas 9. Después de s ~ 5-10 de aplicación de enzima, enjuagar el cerebro a fondo con solución salina. Con super-finas pinzas muy suavemente pellizcar y tirar de la vaina y posteriormente romper abrirlo en los lugares de grabación (AL y MB, se muestra en la Figura 4E, F). </li></ol> 5. Grabaciones de varias unidades del lóbulo antenal yel Consejo de la seta <ol><li> Colocar la preparación langosta (Figura 5A) bajo un estereomicroscopio suspendido de un soporte de brazo colocado sobre una mesa de aislamiento de vibraciones. </li><li> Mantener un ritmo constante de perfusión de solución salina (aproximadamente 0,04 L / h) durante todo el experimento. Usar un cable de plata clorada sumergido en la taza de cera lleno de solución salina como el electrodo de tierra. </li><li> Para las grabaciones PN, utiliza un 16-canal de silicio sonda (Tecnologías NeuroNexus, artículo # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, Figura 5B). Antes de cada experimento, electrochapar los electrodos de oro para conseguir impedancias en el rango de 200-300 kW. Utilice el circuito mostrado en la Figura 7 para la galvanoplastia. </li><li> Coloque el electrodo cerca de la superficie del lóbulo antenal y suavemente insertar en el tejido usando un micromanipulador manual (WPI, M3301R) (Figura 5D). </li><li> Haga avanzar el electrodo en ~ 10 pasos micras. Espere 2-3 minutos en cada paso y evaluar la adquisición ded calidad de la señal. En un sitio de grabación ideal, señales extracelulares será recogido por múltiples canales de grabación y tendrá una alta relación señal a ruido (SNR&gt; 3-5 veces el ruido de las desviaciones estándar). </li><li> Para grabaciones de KC, use un tetrodo medida alambre trenzado (Figura 5C, paso a paso el procedimiento de fabricación presentan en la Sección 6). Electrochapar estos electrodos como se discute en el paso 5,3. Coloque el tetrodo en la superficie de la MB (Figura 5E) como KC somata están restringidas a la capa superficial de la MB 8. </li><li> Tanto PN y grabaciones KC se puede hacer al mismo tiempo de preparación langosta del mismo como se muestra esquemáticamente en la Figura 5A. </li><li> Espere por lo menos 15 min después de encontrar la ubicación de grabación para permitir la estabilización de los electrodos. </li><li> Adquirir todas las señales extracelulares a 15 KHz, filtro entre 0.3-6 KHz, y amplificar (10.000 veces) usando un amplificador de 16 canales AC (Biología Electronics Shop; Caltech, Pasadena, CA) (La Figura 6A, B). </li></ol> 6. Procedimientos para hacer electrodo de alambre trenzado para grabaciones de KC <ol><li> Para diseñar un electrodo de múltiples unidades para las grabaciones de KC, utilice cable aislado cromo níquel (RO800, 0,0005 &quot;filamento) 8. </li><li> Si se desean ocho electrodos luego envolver el alambre alrededor de un pedazo largo de 10-15 cm de cartón 4 veces. Los extremos de la cartulina puede ser cubierta con un tubo de plástico para evitar que los bordes de corte del alambre. Si bien el embalaje, asegúrese de que hay poco flojo, pero asegúrese de que el cable no quede tirante. Manipule el cable con cuidado, ya que se rompe fácilmente. </li><li> Bunch los cables juntos en la parte superior del cartón y usar un trozo de cinta (cinta de tiempo, T-534-RP) para mantenerlos juntos. Cortar los cordones en el otro extremo. Quitar los hilos de alambre y el grupo de los hilos en el extremo de corte, así utilizando otra pieza de la cinta. </li><li> El uso de un título agitador de placas (Thermo Scientific, Modelo 4625Q), el viento los hilos juntos (~ 72 rev / min durante 3min) para formar un hilo trenzado. La parte inferior de las hebras grabadas puede ser recortado a la placa de titulación de rotor y la parte superior se puede enganchar a un soporte de la pluma. Durante el bobinado, el cable debe tener poco flojo, pero no estar tensada. </li><li> Fundir el aislamiento junto con una pistola de calor (Weller 6966C) para pegar los filamentos individuales entre sí y forman un solo cable. 3-4 pases lentos (3-4 segundos cada uno) sobre la longitud del alambre debe ser suficiente para calentar y fundir los hilos juntos. A continuación, suelte el cable desde la parte inferior y permitir que se relaje. Recorte el cable cerca de los extremos para quitar la cinta. </li><li> Insertar un extremo del cable a través de un tubo de vidrio de 5-6 cm de largo, capilar (OD 1,0 mm, ID 0,58 mm). Separar el alambre retorcido en un extremo con unas pinzas finas y eliminar el recubrimiento por muy brevemente quemando el extremo usando una llama. Este paso debe realizarse con cuidado; exponer el alambre a la llama durante demasiado tiempo hará que las hebras para fundir y enredo. </li><li> Suavemente separar las hebras 8 en el extremo de un flameadond soldadura cada capítulo por separado en una conexión de 8-pin IC. Escudo de la parte superior de la toma de IC con epoxi para mantener los filamentos de vidrio capilar y en su lugar. También coloque una pequeña gota de epoxi en el otro extremo del capilar para mantener el cable en su sitio (Figura 5C). </li><li> Por último, cortar la punta de la aguja en un ángulo de 45 grados con tijeras carburo de aproximadamente 0,5 cm de la punta capilar. </li></ol>

<ol><li>Ache, B. W., Young, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfaction%3A+diverse+species%2C+conserved+principles%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Olfaction: diverse species, conserved principles.</a> Neuron. 48, 417-430 (2005).</li>
<li>Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+representations+of+odors+in+an+olfactory+network%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Temporal representations of odors in an olfactory network.</a> Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).</li>
<li>Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+identity+vs.+intensity+coding+in+an+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system.</a> Neuron. 39, 991-1004 (2003).</li>
<li>Steven de Belle, J., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Associative+odor+learning+in+Drosophila+abolished+by+chemical+ablation+of+mushroom+bodies%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies.</a> Science. 263, 692-695 (1994).</li>
<li>Cassenaer, S., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conditional+modulation+of+spike-timing-dependent+plasticity+for+olfactory+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning.</a> Nature. 482, 47-52 (2012).</li>
<li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li>
<li>Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporally+diverse+firing+patterns+in+olfactory+receptor+neurons+underlie+spatiotemporal+neural+codes+for+odors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors.</a> Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).</li>
<li>Perez-Orive, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillations+and+sparsening+of+odor+representations+in+the+mushroom+body%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body.</a> Science. 297, 359-365 (2002).</li>
<li>Naraghi, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odorant-induced+oscillations+in+the+mushroom+bodies+of+the+locust%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust.</a> The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).</li>
<li>Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fine+structure+and+distribution+of+antennal+sensilla+of+the+desert+locust%2C+Schistocerca+gregaria+%28Orthoptera%3A+Acrididae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae).</a> Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).</li>
<li>Burrows, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+Potentials+in+the+Central+Terminals+of+Locust+Proprioceptive+Afferents+Generated+by+Other+Afferents+from+the+Same+Sense+Organ%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ.</a> Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).</li>
<li>Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+noise+signature+to+optimize+spike-sorting+and+to+assess+neuronal+classification+quality%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality.</a> Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).</li>
<li>Mazor, O., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+dynamics+versus+fixed+points+in+odor+representations+by+locust+antennal+lobe+projection+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons.</a> Neuron. 48, 661-673 (2005).</li>
<li>Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-unit+recordings+reveal+context+dependent+modulation+of+synchrony+in+odor-specific+neural+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles.</a> Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).</li>
<li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. (36), e1725(2010).</li>
<li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+Encoding+of+Rapidly+Fluctuating+Odors%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors.</a> Neuron. 61, 570-586 (2009).</li>
<li>Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sparse+odor+representation+and+olfactory+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Sparse odor representation and olfactory learning.</a> Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).</li>
<li>Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+network+dynamics+and+the+coding+of+multidimensional+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Review+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals.</a> Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).</li>
<li>Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li>
<li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li>
<li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li>
<li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li>
<li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li>
<li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Computation%22%5BJournal%5D)">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li>
<li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li>
<li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976(2012).</li>
<li>Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+Primary+Plant+Odorants+in+the+Antennal+Lobe+of+the+Moth+Heliothis+virescens+Using+Calcium+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Senses%22%5BJournal%5D)">Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging.</a> Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Estímulos sensoriales más evocan respuestas combinatorias que se distribuyen a través de conjuntos de neuronas. Por lo tanto, la supervisión simultánea de múltiples neurona actividad es necesario entender como estímulo específico de información está representada y procesada por los circuitos neurales en el cerebro. En este caso, hemos demostrado extracelulares unitarios múltiples técnicas de grabación para caracterizar el mal olor respuestas evocadas en los centros de procesamiento de los tres primeros lo largo de la ví...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre </td><td> Empresa </td><td> Número de Catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Electrofisiología Equipo </td></tr><tr><td> AC amplificador </td><td> HIERBA </td><td> Modelo P55 </td><td> para las grabaciones individuales sensillum </td></tr><tr><td> Audio monitor (modelo 3300) </td><td> Sistemas AM </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> Por encargo de 16 canales pre-amplificador y amplificador </td><td> Cal. Tech. Biología Electronics Shop </td><td></td><td> para las grabaciones de AL y MB </td></tr><tr><td> Unidad de adquisición de datos </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Luz de fibra óptica </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Fuente de luz 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulador Manual </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> para las grabaciones del cerebro de langosta </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 en el stand de la pluma </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> para las grabaciones del cerebro de langosta </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> para las grabaciones individuales sensillum </td></tr><tr><td> Aislamiento de vibraciones mesa </td><td> TMC </td><td> 63-500 serie </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulador motorizado </td><td> Sutter Instruments </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Osciloscopio </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Electrodos / Herramientas de Construcción &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16-canal de electrodo </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm-150-121 </td><td> para las grabaciones de lóbulo antenal </td></tr><tr><td> Tubos capilares de borosilicato con filamento, ID 0,69 mm </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69-10 </td><td> para la fabricación de electrodos de vidrio </td></tr><tr><td> Micropipetas extractor </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> El generador de funciones </td><td> Multímetro Almacén </td><td> SG1639A </td><td> para electrodos de sobrerregulación </td></tr><tr><td> Oro solución de chapado (no cianuro) </td><td> Industrias SIFCO </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Impedancia probador </td><td> BAK Electronics Inc. </td><td> IMP-2 </td><td> para electrodos de sobrerregulación </td></tr><tr><td> Rotary Switch </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> para el oro-plnamiento electrodos </td></tr><tr><td> Pulse aislador </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> para electrodos de sobrerregulación </td></tr><tr><td> Q serie portaelectrodos </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Alambre de plata .010 &quot;de diámetro </td><td> Sistemas AM </td><td> 782500 </td><td> electrodo de masa </td></tr><tr><td> 8 pin DIP socket IC </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Tubos capilares de borosilicato con filamento, ID 0,58 mm </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> alambre trenzado construcción tetrodo </td></tr><tr><td> Heat gun </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 cable </td><td> Kanthal Precision Tecnologías </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titer agitador de placas </td><td> ThermoCientífico </td><td> 4625Q </td><td> alambres retorcidos </td></tr><tr><td> Carburo de tijeras, 4,5 &quot; </td><td> Investigación Biomédica Instr </td><td> 25-1000 </td><td> para el corte de cables trenzados tetrodo </td></tr><tr><td> Pinzas de punta fina </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> para cables tetrodo bromas aparte </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Olor de entrega </td></tr><tr><td> 6 ml jeringa </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> diseñado para filtro de carbón activado </td></tr><tr><td> Botellas de color marrón de olor </td><td> Pescador </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Carbón </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Desecante </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Gas Drierite secado tarro </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Tubo termorretráctil </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> olor filtro preparación </td></tr><tr><td> Aguja hipodérmica buje de aluminio, calibre 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> para proporcionar líneas de entrada y de salida para las botellas de olor </td></tr><tr><td> Aceite mineral </td><td> Mallinckrodt Químicos </td><td> 6357-04 </td><td> para la dilución olor </td></tr><tr><td> Nalgene plástico tubo, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> para el suministro de gas portador </td></tr><tr><td> Neumático picopump </td><td> WPI </td><td> sistema de pv820 </td><td> para la entrega de olor </td></tr><tr><td> Tubería de polietileno de 0,86 mm ID </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> para el olor botella connecti salidaComplementos y tubos profusión salina </td></tr><tr><td> Tapones </td><td> Pure Lab </td><td> 97041 </td><td> para el sellado de botellas de olor </td></tr><tr><td> Tiempo de cinta </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Tubería luer </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Tubo vacío </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Preparación / Disección </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm plato petri </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG cable trenzado de cobre </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> aislamiento de los cables se utiliza como juntas de goma </td></tr><tr><td> 22 AWG cable para conexión de cadena </td><td> Alphawire </td><td> 1551 </td><td> cerebroplataforma </td></tr><tr><td> Batik cera </td><td> Jacquard </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Cera de periferia Dental </td><td> Henry Schein Dental- </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore Internacional </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epoxy, 5 min </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Aguja hipodérmica buje de aluminio </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Proteasa de Streptomyces griseus </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> para desheathing cerebro langosta </td></tr><tr><td> Sutura rosca no estéril </td><td> Pescador </td><td> NC9087024 </td><td> para atar el abdomen después de la eliminación intestinal </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> para sellar amsitios de amputación </td></tr><tr><td> Dumont # 1 pinza (grueso) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5 pinzas de titanio (muy bien) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF fórceps (super-fino) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> desheathing cerebro langosta </td></tr><tr><td> 10 cm Tijeras de disección </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> para retirar las patas y las alas </td></tr><tr><td> Tijeras Vannas (bien) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> para retirar cutícula, cortando el intestino anterior </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Profusión Saline </td></tr><tr><td> Juego de extensión con regulador de caudal </td><td> Moore Medical </td><td> 69136 </td><td> para regular el flujo de solución salina </td></tr><tr><td> IV equipo de administración conY el sitio de inyección </td><td> Moore Medical </td><td> 73190 </td><td> para regular el flujo de solución salina </td></tr></tbody></table>

varias unidades métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el locust (<em&gt; schistocerca americana</em&gt;) circuitos olfativas

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

La detección e interpretación de señales olfativas son críticos para la supervivencia de muchos organismos. Cabe destacar que las especies a través de phyla han sistemas olfativos sorprendentemente similares sugiere que el enfoque biológico para la detección química ha sido optimizada en el tiempo evolutivo 1. En el sistema olfativo de insectos, sustancias odoríferas son transducidas por neuronas receptoras olfativas (ORN) en la antena, que convierten los estímulos químicos en los trenes de potenciales de acción. La información sensorial desde los ORNs entonces se retransmite al lóbulo antenal (AL; una estructura análoga a la del bulbo olfatorio de vertebrados). En la Liga Americana, representaciones neurales de los olores en forma de patrones de disparo espacio-temporales distribuidos a través de conjuntos de neuronas principales (PN, también conocida como las neuronas de proyección) 2,3. La salida AL se procesa posteriormente por células de Kenyon (KCS) en el cuerpo de hongo aguas abajo (MB), una estructura asociada con la memoria y el aprendizaje olfativo 4,5. Ellae, se presentan técnicas electrofisiológicas de registro para controlar el mal olor respuestas evocadas en estos circuitos neuronales olfatorios. En primer lugar, se presenta un método sensillum sola grabación para estudiar el mal olor respuestas evocadas en el nivel de las poblaciones de ORNs 6,7. Se discute el uso de pipetas de vidrio llenos de solución salina afilados como electrodos para monitorear las respuestas ORN extracelularmente. A continuación, se presenta un método para monitorear las respuestas extracelularmente PN utilizando un canal comercial 16-electrodo 3. Un enfoque similar utilizando un tetrodo alambre a medida 8-canal trenzado se demuestra para células Kenyon grabaciones 8. Nosotros proporcionamos detalles de nuestra configuración experimental y presentes trazas de grabación representativos para cada una de estas técnicas.

Respuestas evocadas olor-de una sola ORN a dos alcoholes diferentes se muestran en la Figura 3D. Dependiendo de la ubicación de la grabación (tipo sensilla, la colocación del electrodo) de unidades múltiples grabaciones se puede lograr. Una forma de onda prima extracelular de una grabación de AL se muestra en la Figura 6A. Los potenciales de acción o picos de amplitudes variables procedentes de PN diferentes se puede observar en esta traza de tensión. Aunque...

Demostramos variaciones de la técnica de grabación extracelular de múltiples unidades para caracterizar el mal olor respuestas evocadas en las tres primeras etapas de la vía olfativa invertebrado. Estas técnicas se pueden adaptar fácilmente para examinar la actividad conjunto en otros sistemas neurales también.

Varias unidades Métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el Locust (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt;) Circuitos olfativas

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

El objetivo general de este procedimiento es registrar la actividad neuronal de múltiples unidades revocada por el olor de los tres primeros centros de procesamiento de señales de la vía olfativa del insecto. Esto se logra primero sujetando a una langosta en una cámara diseñada a medida y estabilizando una de sus antenas para registros electrofisiológicos. El segundo paso es fabricar un microelectrodo de vidrio e insertarlo en la base de un sol para monitorear las respuestas evocadas por el olor.Junto a registrar la actividad neuronal del cerebro de langosta. Se sigue un procedimiento de disección de varios pasos para exponer el tejido neural, que procesa la entrada de las neuronas sensoriales olfativas. El paso final implica la colocación adecuada de las guías de electrodos múltiples para registrar la actividad neuronal del conjunto de la langosta y el lóbulo de la antena y el cuerpo del hongo.En última instancia, los métodos de registro extracelular demostrados aquí se utilizan para caracterizar las respuestas evocadas por el olor en los tres primeros centros de procesamiento a lo largo de la vía olfativa de los insectos. Aunque este método se ha utilizado para caracterizar la re

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Multielectrodo array (MEA) grabaciones de proporcionar un método para estudiar la actividad eléctrica de las grandes poblaciones de neuronas. Aquí se presentan los detalles de una preparación de MEA para grabar desde el epitelio vomeronasal del ratón al mismo tiempo estimular el tejido.

Grabaciones multielectrodo matriz del epitelio vomeronasal

Sistemas olfativos de insectos proporcionan oportunidades únicas para el registro de olor inducida por las respuestas en las formas de electroantennograms (EAG) y las grabaciones individuales sensillum (SSR), que se resumen las respuestas de todas las neuronas del receptor odorante (ORNs), ubicado en la antena y de los alojados en individuales sensilla, respectivamente.

Las mediciones electrofisiológicas de un sistema olfativo Polilla

Señales olfativas mediar muchas conductas diferentes en los insectos, y son a menudo mezclas complejas compuestas de decenas a cientos de compuestos volátiles. Utilizando cromatografía de gases con la grabación de múltiples canales en el lóbulo antenal de insectos, se describe un método para la identificación de compuestos bioactivos.

La identificación de los compuestos volátiles olfativas utilizando cromatografía de gases-de varias unidades Grabaciones (GCMR) en el lóbulo antenal insectos

En este artículo se describe la disección cordón nervioso ventral cucaracha y grabaciones extracelulares del nervio cercal y conectivas. Respuestas evocadas se generan por la estimulación eléctrica del nervio cercal o estimulación mecánica directa de la Cerci.

Neural Circuito de grabación de una cucaracha sistema nervioso intacto

La implantación de arreglos organizados de microhilos para su uso en una sola unidad los registros electrofisiológicos se presenta una serie de desafíos técnicos. Se describen los métodos para llevar a cabo esta técnica y el equipo necesario. Además, se discute el uso beneficioso de arrays microhilo organizados para grabar desde subregiones neuronales distintas con alta selectividad espacial.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

Simultáneas grabaciones extracelulares de largo plazo a partir de dos neuropiles cerebrales diferentes o dos extensiones anatómicas diferentes se establecieron en las abejas. Estas grabaciones permiten la investigación de los aspectos temporales de procesamiento neuronal a través de diferentes áreas cerebrales en la única neurona, así como a nivel de conjunto en un animal de comportarse.

Grabaciones simultáneas a largo plazo en dos etapas de procesamiento neuronal en Behaving abejas

El análisis de las propiedades fisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas aún enfrenta limitaciones técnicas. Aquí los registramos a través de una pinza de parche perforada en una preparación intacta del epitelio olfativo en ratones dirigidos a genes. Esta técnica permite la caracterización de las propiedades de la membrana y las respuestas a ligandos específicos de neuronas que expresan receptores olfativos definidos.

Perforado grabación de patch-clamp de ratón neuronas sensoriales olfativas en neuroepitelio Intacto: Análisis funcional de las neuronas que expresan un odorante del receptor Identificado

Presentamos métodos para la construcción de electrodos que registren simultáneamente la actividad neuronal extracelular y liberen múltiples sustancias neuroactivas en las proximidades de los sitios de registro en ratones despiertos. Esta técnica permite el análisis detallado de las entradas sinápticas locales putativas a la neurona de interés.

Extracelular de grabación de la actividad neuronal junto con la aplicación de sustancias Microiontophoretic neuroactivos en ratones Awake

Presentamos tres nuevos métodos para estudiar la codificación gustativa . Utilizando un animal simple, la polilla Manduca sexta ( Manduca ) , describimos un protocolo de disección, el uso de tetródos extracelulares para registrar la actividad de múltiples neuronas receptoras gustativas y un sistema para administrar y controlar pulsos de tastantes precisamente sincronizados.

Nuevos Métodos para Estudiar la Codificación Gustatoria

Este papel describe un protocolo detallado y muy eficaz para las grabaciones de solo sensillum de la basiconica sensilla en los palpos de partes bucales de insectos.

Grabaciones de Sensillum solo para langosta palpo Sensilla Basiconica

El registro extracelular multi-unidad del nervio olfativo es un método sensible, robusto y reproducible para evaluar la sensibilidad olfativa en peces marinos. Registra la entrada sensorial primaria y es independiente de la salinidad externa.

Grabación extracelular multiinsular del nervio olfativo de los teleosts

Aprenda a registrar actividad neuronal multiunidad en respuesta a olores en el sistema olfativo de Schistocerca americana. Este método de electrofisiología permite caracterizar la actividad de conjuntos neuronales en vías sensoriales invertebradas.

Varias unidades Métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el Locust ( Schistocerca americana) Circuitos olfativas (Video) | JoVE Journal

Varias unidades Métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el Locust (

Explorar más videos