Name: Evaluación de la función muscular del músculo extensor largo digitorum Ex vivo Y tibial anterior del músculo In situ En ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-02-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 36 s
Description: Aprenda a evaluar propiedades mecánicas de músculos de miembros en ratones mediante técnicas ex vivo e in situ. Este método permite medir propiedades contractiles y pasivas del músculo extensor digitorum longus y tibial anterior para comprender enfermedades musculares.

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Este trabajo fue apoyado por becas de los Institutos Nacionales de Salud (AR-49419, DD), Asociación de Distrofia Muscular (DD) y NIH subsidio de capacitación T90DK70105 (CH).

1. Evaluación de las propiedades contráctiles y pasiva del músculo vivo Ex EDL Las propiedades contráctiles y pasiva del músculo EDL se miden ex vivo usando el científico Aurora sistema in vitro prueba muscular. Consulte la Tabla 1 para los materiales y equipos. 1.1 Equipo de preparación <ol><li> Montar el baño de tejidos de órganos, garantizando la oxytube al baño de agua en los tejidos-chaqueta. Coloque la bañera montada en el aparato músculo montaje. Conecte la línea de gas a la oxytube. Fije las tuberías de circulación de agua para el baño de tejido camisa de agua y coloque la válvula de aguja en el drenaje del baño. </li><li> Encender el baño de agua circulante y ajustar la temperatura a 30 ° C 7. Permitir 5 PSI (libras por pulgada cuadrada) de 95% de O 2 -5% de CO 2 a fluir a través de la oxytube. Llenar el baño con tampón de Ringer. Equilibrar el tampón durante al menos10 min con un flujo de gas constante mediante el ajuste de la válvula de oxytube. </li><li> Encienda los instrumentos (estimulador de doble modo de sistema de palanca, y la interfaz de la señal). Cargar el control dinámico del músculo (DMC) de software de acuerdo con las instrucciones del fabricante. </li></ol> 1,2 disección del músculo EDL Todos los estudios con animales deben ser aprobados por el Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión. <ol><li> Se anestesia el ratón con inyección intraperitoneal de 2,5 l / g de peso corporal del cóctel anestésico (consulte la sección de materiales). Durante todo el procedimiento quirúrgico, la profundidad de la sedación se controlan realizando una pizca dedo del pie. Un suplemento de 10% de la dosis inicial de anestésico se administra cuando sea necesario para mantener al animal bajo anestesia. Shave la extremidad posterior. Mantener la temperatura central del cuerpo a 37 º C antes de su procedimiento de disección colocando el ratón en una almohadilla de calefacción. La temperatura del cuerpo se controla midiendo constantemente la temperat rectalure utilizando una sonda térmica. </li><li> Coloque el ratón en decúbito supino en el tablero de disección (Figura 1). Despegar la piel de las patas para exponer los músculos de las extremidades traseras. Asegure la pata en el bloque sylgard usando dos pernos modista, una en el pie y el otro en el músculo gracilis. Coloque una lámpara de calor por encima del cuerpo del ratón para mantener la temperatura corporal a 37 º C. Constantemente superfuse todos los músculos expuestos con tampón de Ringer. Escurrir el exceso de tampón a través de una línea de vacío. </li><li> Exponer el tendón distal TA y el ligamento extensor bajo un estereomicroscopio por la disección de la piel hacia el pie. Retire con cuidado la fascia que recubre el músculo TA. Cortar el ligamento extensor para liberar el tendón distal TA. </li><li> Cortar el tendón distal TA y lo utilizan para pelar el músculo TA. Retire con cuidado el músculo TA en su inserción proximal. Colocar una fina pieza de algodón empapado en tampón de Ringer cerca del músculo EDL para absorber el sangrado causado por la ruptura de la vasculatura del músculo TA. Utilice la línea de vacío para eliminar el exceso de tampón y la sangre. </li><li> Atar un nudos dobles cuadrados seguido por un nudo de bucle usando una sutura de seda de pan en la unión del tendón del músculo (MTJ) de los músculos EDL distal (Figura 2). Hacer una incisión en la porción distal del músculo bíceps femoral para exponer el músculo EDL proximal. Repetir el mismo conjunto de nudos (figura 2) en la MTJ del tendón EDL proximal. Fije el gancho del brazo palanca a la proximal o distal de los nudos con un doble nudo cuadrado con la línea de sutura mismo. Cortar la línea de sutura que queda. </li><li> Cortar el tendón proximal EDL superior al nudo de sutura proximal. Levante el músculo EDL con el anzuelo y cortar los vasos debajo del músculo. Cortar el tendón distal EDL inferior al nudo de sutura distal para eliminar el músculo EDL de las extremidades posteriores. Cubra la extremidad posterior expuesto con un trozo de algodón empapado en tampón de Ringer. </li><li> Fije el gancho para el brazo de palanca. Alinear verticalmente el músculoentre dos electrodos. Asegure la línea de sutura distal al puesto fijo. Levante la bañera para sumergirse tejido del músculo en tampón de Ringer. Ajustar la tensión de reposo de 1,0 g usando el doble grueso / fino etapa de traducción y permitir que el músculo que se equilibre durante al menos 10 min. </li></ol> 1.3 Medición de las propiedades contráctiles y pasiva del músculo EDL Utilice la Tabla 2 para establecer los parámetros en el software de DMC para cada una de las mediciones siguientes. Analizar los datos mediante el análisis muscular dinámico (DMA) de software. 1.3.1 Medición de las propiedades contráctiles del músculo EDL <ol><li> Estimular el músculo EDL tres veces a 150 Hz con 60 seg aparte para estabilizar el músculo 8. </li><li> Estimular el músculo EDL a diferentes tensiones en reposo para determinar la longitud óptima (Lo). La longitud óptima es la longitud en la que el músculo desarrolla tensión de contracción máxima. Permitir que el músculo serelajarse durante 2 min. </li><li> Ajuste la tensión de reposo a Lo. Medir la fuerza muscular a la estimulación twitch único. Determinar la fuerza de contracción absoluta (Pt), tiempo de pico de tensión (TPT) y el tiempo de relajación medio (½ RT) del PT. Deje que el músculo se relaje durante 2 min. </li><li> Ajuste la tensión de reposo a Lo. Medir la fuerza muscular tetánica generado a diferentes frecuencias de estimulación (50, 80, 100, 120, 150 y Hz 200). Determinar la fuerza máxima absoluta muscular tetánica (Po) donde la fuerza muscular alcanza el máximo. Mida la TPT y ½ RT del Po 9. </li><li> Deje que el músculo se relaje durante 5 min. Ajuste la tensión de reposo a Lo. Aplicar 10 ciclos de contracciones excéntricas con descanso de 2 minutos entre los ciclos. Calcular la pérdida de la fuerza relativa de la Po después de cada ciclo de contracción excéntrica. </li><li> Separar el músculo EDL del aparato y se cortan los tendones en el lugar de la sutura. Determinar el peso del músculo húmedo y calcular el área transversal del músculo transversal (CSA)6,10. </li></ol> 1.3.2 Medición de las propiedades pasivas del músculo EDL <ol><li> Disección del músculo EDL contralateral y adjuntarlo al aparato como se describe en la Sección 1.2, los pasos 2 a 7. </li><li> Asunto del músculo EDL a un protocolo de seis pasos de estiramiento en el que se tensa el músculo a 160 Mín% con un incremento de 10% Mín. Analizar el 6 perfil de tensión-deformación. </li><li> Evaluar la propiedad viscosa del músculo EDL mediante la medición de la tasa de relajación de la tensión (SRR) en los siguientes periodos de tiempo después del estiramiento y manteniendo el músculo a 10% Min.: desde el pico a 0,1 s después del pico (pp), de 0,1 a 0,2 s pp, de 0,2 a 0,5 s pp, de 0,5 a 1 s pp y de 1 a 1,5 s pp </li><li> Al final del estudio, la eutanasia a los ratones por dislocación cervical y / o decapitación mientras que el ratón está todavía bajo anestesia. Separar el músculo EDL del aparato y se cortan los tendones en el lugar de la sutura. Determinar el peso del músculo húmedo y calcular el músculo transversal síctional área (CSA) 6, 10. </li></ol> 2. Evaluación de las propiedades contráctiles del músculo TA In situ Las propiedades contráctiles del músculo TA se midió utilizando el científico Aurora en el sistema de prueba in situ muscular. Consulte la Tabla 1 para los materiales y equipos. 2.1 Equipo de preparación <ol><li> Calentar la etapa animal termo controlada a 37 ° C usando el baño de agua circulante. </li><li> Encienda los instrumentos (estimulador de doble modo de sistema de palanca, y la interfaz de la señal). Cargar el software de DMC según las instrucciones del fabricante. </li></ol> 2,2 Preparación del músculo TA para la medición de fuerza en situ <ol><li> Se anestesia el ratón, afeitarse la extremidad posterior y exponer el músculo TA, como se describe en los pasos 1 a 3 en la sección 1.2. </li><li> Haga un nudo doble cuadrado alrededor de la rótula usi ligamentong un pan de sutura de seda. Un nudo doble cuadrado seguido por un nudo del lazo en el MTJ del músculo TA distal (Figura 2), atar otro nudo cuadrado doble dejando un bucle ~ 10 mm desde el nudo TA tendón distal usando la misma línea de sutura. Coloque el segundo nudo doble cuadrado en el lado del bucle. </li><li> Retire los pasadores de la extremidad posterior y coloque el animal en decúbito prono. Exponer el músculo bíceps femoral. Hacer una incisión en la línea media para revelar el nervio ciático. Haga un nudo doble cuadrado alrededor del extremo proximal del nervio ciático. Recorte un lado de las líneas de sutura y cortar el nervio superior al nudo. Con cuidado, tire del nervio ciático hacia la rodilla mediante la línea de sutura y limpiar el tejido conectivo que rodea a la libre ~ 5 mm de su longitud. No estirar el nervio durante este procedimiento y constantemente superfuse el nervio con tampón de timbre. </li><li> Preparar el músculo TA contralateral como se describe en los pasos 1 a 3. Cubra uno de la extremidad trasera expuesta con un trozo de Ringer tampón de algodón empapado. Constantemente superfuse ambas extremidades traseras con pre-calentado (37 ° C) Ringer buffer. Retire el exceso de tampón a través de una línea de vacío. </li><li> Coloque el animal en decúbito prono sobre la plataforma animal. Fije el soporte de sujeción de rodilla a la plataforma de los animales y asegurar ambas rodillas al pasador metálico con doble nudos cuadrados utilizando las líneas de sutura del ligamento rótula. Pin ambos pies en el bloque sylgard con alfileres modista. Asegure la plataforma animal en el escenario termo-controlado. Colocar la lámpara de calor para mantener el núcleo animales temperatura corporal a 37 º C. </li><li> Fije el soporte del electrodo a la plataforma animal y preparar el nervio ciático en el electrodo con la línea de sutura. Mantener el electrodo lejos de los músculos de las extremidades traseras. Cortar el tendón TA distal de la extremidad posterior no cubierta en el sitio de sutura MTJ. Conecte el tendón distal TA lazo de sutura en el gancho del brazo de palanca. Cubra el músculo expuesto extremidad posterior con algodón empapado en un búfer de timbre cálido. </li></ol><ol><li> Utilice la Tabla 2 para ajustar los parámetros en el software de DMC. Seguir el mismo protocolo descrito en la Sección 1.3.1 para determinar las propiedades contráctiles del músculo TA. Analizar los datos con el software DMA. </li><li> Después de la medición propiedad contráctil, separar el tendón distal TA lazo de sutura en el gancho del brazo nivelador. Retire el músculo TA. Determinar el peso del músculo húmedo y calcular el CSA 10. </li><li> Medir las propiedades contráctiles del músculo TA contralateral según los pasos 1 a 3 descritos anteriormente. Sacrificar al ratón de acuerdo con las directrices institucionales en el final del estudio. </li></ol>

<ol><li>Huijing, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+as+a+collagen+fiber+reinforced+composite%3A+a+review+of+force+transmission+in+muscle+and+whole+limb%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomech%22%5BJournal%5D)">Muscle as a collagen fiber reinforced composite: a review of force transmission in muscle and whole limb.</a> J. Biomech. 32, 329-345 (1999).</li>
<li>Moss, R. L., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elastic+and+viscous+properties+of+resting+frog+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Elastic and viscous properties of resting frog skeletal muscle.</a> Biophys. J. 17, 213-228 (1977).</li>
<li>Hoffman, E. P., Brown, R. H., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrophin%3A+the+protein+product+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+locus%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus.</a> Cell. 51, 919-928 (1987).</li>
<li>Petrof, B. J., Shrager, J. B., Stedman, H. H., Kelly, A. M., Sweeney, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrophin+protects+the+sarcolemma+from+stresses+developed+during+muscle+contraction%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 3710-3714 (1993).</li>
<li>Pastoret, C., Sebille, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mdx+mice+show+progressive+weakness+and+muscle+deterioration+with+age%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurol.+Sci%22%5BJournal%5D)">mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age.</a> J. Neurol. Sci. 129, 97-105 (1995).</li>
<li>Hakim, C. H., Grange, R. W., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+passive+mechanical+properties+of+the+extensor+digitorum+longus+muscle+are+compromised+in+2-+to+20-mo-old+mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The passive mechanical properties of the extensor digitorum longus muscle are compromised in 2- to 20-mo-old mdx mice.</a> J. Appl. Physiol. 110, 1656-1663 (2011).</li>
<li>Segal, S. S., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-dependent+physiological+stability+of+rat+skeletal+muscle+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Temperature-dependent physiological stability of rat skeletal muscle in vitro.</a> Am. J. Physiol. 248, 265-270 (1985).</li>
<li>Grange, R. W., Gainer, T. G., Marschner, K. M., Talmadge, R. J., Stull, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast-twitch+skeletal+muscles+of+dystrophic+mouse+pups+are+resistant+to+injury+from+acute+mechanical+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Fast-twitch skeletal muscles of dystrophic mouse pups are resistant to injury from acute mechanical stress.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283, 1090-1101 (2002).</li>
<li>Hakim, C. H., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gender+differences+in+contractile+and+passive+properties+of+mdx+extensor+digitorum+longus+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Gender differences in contractile and passive properties of mdx extensor digitorum longus muscle.</a> Muscle Nerve. 45, 250-256 (2012).</li>
<li>Hakim, C. H., Li, D., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+murine+skeletal+muscle+function+for+muscle+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Monitoring murine skeletal muscle function for muscle gene therapy.</a> Methods Mol. Biol. 709, 75-89 (2011).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

En este protocolo, se han ilustrado ensayos fisiológicos para medir las propiedades contráctiles y pasiva del músculo EDL y las propiedades contráctiles del músculo TA. Una preocupación importante en los estudios de la fisiología del músculo es la oxigenación del músculo objetivo. Para los músculos grandes (tales como el músculo TA), el en el enfoque situ se prefiere debido a la difusión de oxígeno a partir de tampón de Ringer puede no alcanzar el centro del músculo en un ensayo in vitro. En enfoque situ no perturbe suministro normal de sangre y la hipoxia asociada- efectos artificiales se evitan. El músculo EDL es uno de los músculos más comúnmente utilizado en el estudio de la fisiología. Adecuada oxigenación del músculo entero se puede lograr en un sistema in vitro, debido al tamaño pequeño del músculo. Además, el sistema in vitro proporciona un entorno cerrado para manipular las concentraciones de iones Ca (2 +, Na + y K +) y químicoCALS (ATP y glucosa) que son necesarios para la generación óptima de la fuerza muscular. Esto ofrece una gran oportunidad para estudiar el efecto de estas variables en la producción de fuerza. La medición exacta de las propiedades contráctiles y pasivo del músculo del miembro es fundamental para estudiar la función del músculo esquelético. Cambios característicos de estas propiedades a menudo se consideran como las características de varias enfermedades musculares. Los cambios en estos parámetros también son indicadores importantes para determinar si una terapia experimental es eficaz o no.

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Fabricante </td><td></td><td> Especificaciones y comentarios </td></tr><tr><td> Tejidos de órganos baño </td><td> Radnoti LLC, CA, EE.UU. </td><td></td><td> Agua-chaqueta papel higiénico (Cat # 158351-LL), tubo de oxígeno dispersor (N º 160192), válvula Luer (N º 120722) </td></tr><tr><td> Baño de agua circulante </td><td> Fisher Scientific, Waltham, MA, EE.UU. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Gas mix </td><td> Airgas Nacional, Charlotte, Carolina del Norte, EE.UU. </td><td></td><td> 95% de O2 y 5% de CO 2 </td></tr><tr><td> En el aparato de ensayo de la función in vitro de músculo </td><td> Aurora Científico, Aurora, ON, Canadá </td><td></td><td> El sistema consta de un estimulador (modelo # 701A), un sistema de palanca de modo dual (modelo # 300C o 305C), una interfaz de señal (Modelo # 604B) y una prueba de APparatus (modelo # 800A) para montar verticalmente baño de tejidos de órganos </td></tr><tr><td> En el software de ensayo in vitro de músculo función </td><td></td><td></td><td> Control dinámico del músculo (DMC) de software y análisis dinámico control de los músculos de datos (DMA) de software </td></tr><tr><td> Ratón cóctel anestesia mezclaron en 0,9% NaCl </td><td> Consulte las directrices institucionales </td><td></td><td> La ketamina (25 mg / ml), xilazina (2,5 mg / ml) y acepromacina (0,5 mg / ml). Durante todo el procedimiento quirúrgico, un suplemento de 10% de la dosis inicial puede ser necesario para mantener a los animales bajo anestesia. </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> Mundo Instrumento de Precisión </td><td> Cat # SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> A medida plexiglás bordo disección </td><td> En la casa de diseño </td><td></td><td> Consulte la Figura 1 </td></tr><tr><td> Calefacción lámpara </td><td> Tensor Lighting Company,Boston, MA, EE.UU. </td><td></td><td> Lámpara de 15 vatios para mantener caliente el ratón durante la disección </td></tr><tr><td> Tampón de Ringer </td><td> Los productos químicos se adquirieron de Fisher Scientific, Waltham, MA, EE.UU. </td><td></td><td> Composición en mM: 1,2 NaH 2 PO 4 (Cat # S369), 1 MgSO 4 (Cat # M63), KCl 4,83 (Cat # P217), NaCl 137 (Cat # 217), 24 NaHCO 3 (Cat # S233), 2 glucosa de CaCl 2 (Cat # C79) y 10 (Cat # D16). Disolver y mezclar los productos químicos de forma individual en el orden indicado anteriormente. Almacenar a 4 ° C. </td></tr><tr><td> Microscopio de disección estéreo </td><td> Nikon, Melville, NY, EE.UU. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Herramientas de disección </td><td> Herramientas Bellas ciencia, Foster City, CA, EE.UU. </td><td></td><td> Pinzas, tijeras gruesas gruesas, pinzas finas (recto y un ángulo de 45 °) </td></tr><tr><td> Sutura de seda trenzada # 4-0 </td><td> Su SofSilk USSCturas, Norwalk, CT, EE.UU. </td><td> Cat # SP116 </td><td></td></tr><tr><td> A medida gancho de acero inoxidable </td><td> Small Parts, Inc. </td><td></td><td> 2&#39;&#39; de largo S / S 304V (0,18&#39;&#39; de diámetro) para el transductor de fuerza 305C o 2,5&#39;&#39; de largo S / S 304V (0,012&#39;&#39; de diámetro) para transductor 300C (Cat # ASTM A313) </td></tr><tr><td> En el sistema de ensayo in situ de la función muscular </td><td> Aurora Científico, Aurora, ON, Canadá </td><td></td><td> El sistema (809B, en el aparato de ratón in situ) se componen de un estimulador (modelo # 701B), un sistema de palanca de modo dual (modelo # 305C), una interfaz de señal (modelo # 604A) y un aparato de placa para el pie termo controlada (modelo # 809A ) </td></tr><tr><td> En el software de ensayo in vitro de músculo función </td><td> Aurora Científico, Aurora, ON, Canadá </td><td></td><td> Control dinámico del músculo (DMC) de software y análisis dinámico control de los músculos de datos (DMA) de software </td></tr><tr><td> A medida ensayo TA animales plataforma </td><td> En la casa de diseño </td><td></td><td> Consulte la Figura 2 </td></tr><tr><td> A medida gancho de acero inoxidable </td><td> Small Parts, Inc. </td><td> Cat # ASTM A313 </td><td> 0.5&#39;&#39; de largo S / S 304V (0,18 diámetro&#39;&#39;) </td></tr><tr><td> Custom-made electrodos de platino 25G </td><td> Chalgren Enterprises, Gilroy, CA </td><td></td><td> Soldar dos alambres de platino 0,016&#39;&#39; de espesor a dos cables eléctricos 24G </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Materiales y equipo.

evaluación de la función muscular del músculo extensor largo digitorum<em&gt; ex vivo</em&gt; y tibial anterior del músculo<em&gt; in situ</em&gt; en ratones

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Los movimientos del cuerpo es el principal proveedor de la función mecánica del músculo esquelético. El músculo esquelético se compone de numerosos haces de fibras musculares que están enfundadas por intramusculares tejidos conectivos. Cada miofibra contiene muchas miofibrillas que corren longitudinalmente a lo largo de la longitud de la miofibras. Las miofibrillas son el aparato contráctil de los músculos y que se componen de unidades repetidas contráctiles conocidas como sarcómeros. Una unidad del sarcómero contiene los filamentos de actina y miosina que están espaciados por los discos Z y la proteína titina. Función mecánica del músculo esquelético se define por las propiedades contráctiles y pasiva del músculo. Las propiedades contráctiles se utilizan para caracterizar la cantidad de fuerza generada durante la contracción muscular, el tiempo de generación de la fuerza y ​​el tiempo de relajación muscular. Cualquier factor que afecta la contracción muscular (por ejemplo, la interacción entre filamentos de actina y miosina, la homeostasis de calcio, ATP / ADP ratio, etc) influye en la prope contráctilrties. Las propiedades pasivas se refieren a las propiedades elásticas y viscosas (rigidez y viscosidad) del músculo en ausencia de contracción. Estas propiedades se determinan por el extracelular y los componentes estructurales intracelulares (tales como titin) y los tejidos conectivos (principalmente colágeno) 1-2. Las propiedades contráctiles y pasiva son dos aspectos inseparables de la función muscular. Por ejemplo, la flexión del codo se lleva a cabo por la contracción de los músculos en el compartimiento anterior de la parte superior del brazo y estiramiento pasivo de los músculos en el compartimento posterior de la parte superior del brazo. Para comprender verdaderamente la función muscular, ambas propiedades contráctiles y pasivo deben ser estudiados. Las propiedades mecánicas contráctiles y / o pasiva de los músculos se ven comprometidas en enfermedades musculares. Un buen ejemplo es la distrofia muscular de Duchenne (DMD), una enfermedad degenerativa muscular severa causada por la deficiencia de distrofina 3. La distrofina es una prote citoesqueletoen que estabiliza la membrana celular del músculo (sarcolema) durante 4 contracción muscular. En la ausencia de distrofina, el sarcolema es dañado por la fuerza de cizalla generada durante la transmisión de la fuerza. Esta membrana desgarro inicia una reacción en cadena que conduce a la muerte de la célula muscular y la pérdida de la maquinaria contráctil. Como consecuencia, la fuerza muscular se reduce y miofibras muertos son reemplazados por tejidos fibróticos 5. Este cambio aumenta la rigidez muscular posterior 6. La medición exacta de estos cambios proporciona guía importante para evaluar la progresión de la enfermedad y para determinar la eficacia terapéutica de nuevo gen / célula / intervenciones farmacológicas. A continuación, se presentan dos métodos para evaluar las propiedades mecánicas contráctiles y pasivo del extensor largo de los dedos (EDL) y las propiedades contráctiles del músculo tibial anterior (TA) muscular.

Los siguientes resultados son una representación de los informes anteriores 6,9. Los datos se presentan como media ± error estándar de la media. Tabla 3 muestra las propiedades morfométricas del músculo EDL en BL10 normal y con deficiencia de distrofina (MDX) ratones a los 4 a 6 meses de edad. Figura 4 muestra un resultado representativo propiedades contráctiles y pasivos de la músculo EDL de ratones mdx y BL10. Las propiedades contráctiles del músculo EDL se describen los siguientes términos como el específico (fuerza absoluta dividida por la CSA) la fuerza de contracción (Figura 4A), la fuerza específica tetánica máxima (Figura 4B), TPT y ½ RT de la fuerza tetánica máxima absoluta (Figura 4C y D). El TPT y ½ RT también se puede calcular a partir de la fuerza de contracción absoluta. El perfil de tensión-deformación (4E Figura) y SRR (Figura 4F) unavolver a utilizarse para describir las propiedades pasivo del músculo EDL. Ausencia de distrofina tiene un impacto significativo sobre las propiedades contráctiles y pasivo del músculo EDL 6,9. Tic específico y las fuerzas tetánicas se reducen significativamente en el músculo EDL mdx. El TPT es mucho más rápido, mientras que la media RT es significativamente más lento en el músculo EDL mdx. El perfil de tensión-deformación sugiere que la rigidez es significativamente mayor en el músculo EDL mdx. El músculo EDL mdx también produce una fuerza de resistencia significativamente mucho mayor (tensión pasiva) antes de alcanzar el pico de estrés, mientras que las tensiones post-pico disminuyendo mucho más rápido. Además, el SRR fue significativamente mayor en el músculo EDL mdx en comparación con la del músculo EDL BL10. El análisis estadístico La significación estadística entre dos grupos se analizaron por la prueba t de Student. Por ssignificado tatistical entre varios grupos, de un modo o de dos vías ANOVA seguido de Bonferroni post hoc de análisis se recomienda el uso del software SAS (SAS Institute Inc, Cary, NC). La diferencia se consideraron significativas cuando p &lt;0,05. Tabla 1. Materiales y equipo. <table border="1"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> Experimento </td><td class="jove_content_small"> Tensión en reposo (gramos) </td><td class="jove_content_small"> Pulso de frecuencia (Hz) </td><td class="jove_content_small"> Ancho de pulso (ms) </td><td class="jove_content_small"> Estimulación duración (ms) </td><td class="jove_content_small"> Tramo de longitud </td><td class="jove_content_small"> Estiramiento de duración (ms) </td><td class="jove_content_small"> Ampliar velocidad </td><td class="jove_content_small"> Comentarios </td></tr><tr><td colspan="9"> 1. Evaluación de las propiedades contráctiles y pasivos de la ex vivo músculo EDL </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.1 Medición de las propiedades contráctiles del músculo EDL </td></tr><tr><td> 1. Calentar </td><td> 1,0 </td><td> 150 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Apoye el músculo durante 60 segundos entre cada estímulo. Estas contracciones tetánicas preliminares estabilizar el músculo para las mediciones posteriores. </td></tr><tr><td> 2. La longitud muscular óptimo (Lo) </td><td> 0,5, 1,0, 1,5 y 2,0 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Deje que el músculo se relaje durante 30 segundos entre cada estímulo. Mida la longitud muscular óptima utilizando un calibrador digital. </td></tr><tr><td> 3. Soltero twitch fuerza (Pt) </td><td> Ajuste la tensión de reposo en Lo </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4. Fuerza muscular tetánica </td><td> Ajuste la tensión de reposo en Lo </td><td> 50, 80, 100, 120, 150 y 200 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Deje que el músculo se relaje durante 1 minuto entre cada estímulo. Determinar la frecuencia que generan la fuerza tetánica máxima absoluta (Po). </td></tr><tr><td> 5. La contracción excéntrica </td><td> Ajuste la tensión de reposo en Lo </td><td> Utilizar la frecuencia que genera la máxima fuerza tetánica (Po) </td><td> 0,2 </td><td> 700 </td><td> 10% Lo </td><td> últimos 200 m de la duración de la estimulación </td><td> 0.5 Lo / seg </td><td> Repita la contracción excéntrica durante 10 ciclos con 2 minutos de descanso entre ciclos. </td></tr><tr><td> 6. CSA del músculo EDL </td&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (masa muscular (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,44)]. 1,06 g / cm 3 es la densidad del músculo y 0,44 es la longitud de la fibra del músculo EDL relación a Lo. </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.2 Medición de las propiedades pasivas del músculo EDL </td></tr><tr><td> 1. Seis-etapa de estiramiento protocolo </td><td> Ajuste la tensión de reposo en Lo </td><td></td><td></td><td></td><td> 10% Lo </td><td></td><td> 2 cm / sec </td><td> Repita el protocolo de estiramiento con un incremento de 10% hasta 160 Helo Mín% se alcanza. ALOW 1,5 segundos entre los ciclos de estiramiento. </td></tr><tr><td> 2. SRR </td><td> Ajuste la tensión de reposo en Lo </td><td></td><td></td><td></td><td> 10% Lo </td><td></td><td> 2 cm / sec </td><td> SSR se calcula dividiendo la diferencia en la tensión con el time transcurrido entre dos puntos de tiempo en un marco de tiempo. </td></tr><tr><td colspan="9"> 2,3 Medición de las propiedades contráctiles del músculo TA </td></tr><tr><td> 1. Calentar </td><td> 4.0 </td><td> 150 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Apoye el músculo durante 60 segundos entre cada estímulo. </td></tr><tr><td> 2. La longitud muscular óptimo (Lo) </td><td> 3,0, 4,0, 5,0, 6,0 y 7,0 </td><td> 1 </td><td> 0,2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Deje que el músculo se relaje durante 30 segundos entre cada estímulo. Mida la longitud muscular óptima utilizando un calibrador digital. </td></tr><tr><td> 3. CSA del músculo TA </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (masa muscular (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,6)]. 0,6 es la longitud de la fibra del músculo TA para Mín ratio. </td></tr></tbody></table> Tabla 2. Parámetros para la evaluación de las propiedades mecánicas de los músculos EDL y TA. <table border="1"><tbody><tr><td> Tensión </td><td> Edad (meses) </td><td> Peso corporal (g) </td><td> EDL peso (mg) </td><td> EDL Lo (mm) </td><td> EDL CSA (mm 2) </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32,03 ± 0,57 </td><td> 13,90 ± 0,77 </td><td> 14,09 ± 0,04 </td><td> 2,12 ± 0,12 </td></tr><tr><td> mdx </td><td> 6 </td><td> 35,44 ± 0,42 * </td><td> 16,73 ± 0,42 * </td><td> 13,93 ± 0,05 * </td><td> 2,57 ± 0,07 * </td></tr></tbody></table> Tabla 3. Propiedades morfométricas del músculo EDL. *, El valor en mdratones x es significativamente diferente de la de la misma edad BL10 ratones. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="Figura 1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> Figura 1. Un diagrama esquemático del tablero del ratón a medida disección. La junta disección se realiza a partir de un espesor de ½ pulgada de plexiglass y fue fabricado en la tienda institucional. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Figura 2. Una serie de imágenes digitales que muestran las etapas de un nudo cuadrado doble seguida por un nudo de bucle en la MTJ. Asterisco, laEDL muscular; Flecha, el tendón distal del músculo EDL. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="Figura 3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; Figura 3. Un diagrama esquemático de la plataforma a medida para en ensayo de la función del músculo TA situ. La plataforma de plexiglás animal y el soporte de rodilla de acero inoxidable fueron diseñados para montarse en el aparato 809B en ratón in situ. *, Varilla de acero inoxidable (Cat # MPR-2.0 , Siskiyou, Grants Pass, Oregón), #, porta-electrodos Universal (Cat # MXB, Siskiyou, Grants Pass, Oregón); §, varilla de electrodo adjunto (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Grants Pass, Oregón); ** Sylgard bloque. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="Figura 4" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Figura 4. Los resultados representativos de las propiedades contráctiles y pasivo del músculo EDL. Las propiedades contráctiles del músculo EDL se caracterizan por la fuerza de contracción específica (A), la fuerza tetánica específico (B), el tiempo para la tensión máxima (C) y el tiempo de relajación medio (D). Las propiedades pasivo del músculo EDL son evaluados por el perfil de tensión-deformación (E) y la SSR. *, Ratones mdx son significativamente diferentes de la misma edad BL10 ratones.

Los cambios en las extremidades mecánicas propiedades contráctiles del músculo y pasiva son importantes biomarcadores para enfermedades musculares. Este manuscrito describe ensayos fisiológicos para medir estas propiedades en el extensor largo común de los dedos y tibial murino músculos anteriores.

Evaluación de la función muscular del músculo extensor largo digitorum<em&gt; Ex vivo</em&gt; Y tibial anterior del músculo<em&gt; In situ</em&gt; En ratones

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

El objetivo general de este procedimiento es determinar con precisión las propiedades mecánicas de los músculos de las extremidades de los ratones. Esto se logra midiendo las propiedades contráctiles y pasivas del músculo extensor largo de los dedos ex evo, o midiendo las propiedades contráctiles del músculo tibial anterior in situ, finalmente se pueden obtener resultados que permiten una mejor comprensión de los cambios fisiológicos en diversas enfermedades musculares y si las intervenciones experimentales mejoran la función muscular. Este método proporciona una evaluación completa de la propiedad contráctil y pasiva del músculo esquelético, que son dos aspectos inseparables de la función mecánica del músculo esquelético necesarios para el movimiento del cuerpo.Por lo tanto, la demostración visual del procedimiento de disección muscular es fundamental porque requiere muchas habilidades y manipulación. Además, la principal ventaja de la evaluación NC 2 de la propiedad contráctil de los músculos grandes sobre los métodos existentes como el SA in vitro, es que el enfoque de instituto no altera el flujo sanguíneo normal y la oxigenación. Una de las principales preocupaciones en el estudio de la fisiología muscular es la oxigenación del músculo objetivo.En una AS in vitro para músculos grandes, como el músculo TA, es posible que la difusión de oxígeno no llegue al centro del músculo. Las implicaciones de esta técnica se extienden a la terapia de las enfermedades musculares, ya que la medición precisa de la función mecánica del músculo esquelético también puede utilizarse para evaluar la progresión de las enfermedades musculares y determinar la eficacia terapéutica de nuevas intervenciones génicas, celulares y farmacológicas. Todos los procedimientos con animales presentados aquí han sido aprobados por el comité institucional de cuidado de animales.Se trata de una cirugía de no supervivencia para establecer el sistema de prueba muscular para los experimentos ex vivo. Comience ensamblando el baño de tejido asegurando el tubo de oxigeno al baño de tejido de la camisa de agua. Conecte el baño ensamblado al aparato de montaje muscular y coloque la válvula de aguja en el drenaje del baño.Conecte la línea de gas y las líneas de circulación de agua al baño. Permita que 30 grados centígrados de agua circule en la cámara de la camisa y que cinco PSI de gas fluyan a través del tubo de oxigeno. Llene el baño con tampón de timbre y equilibre con un flujo de gas constante.Encienda los instrumentos y cargue el software DMC para diseccionar el músculo EDL, anestesiar y colocar el mouse en una almohadilla térmica. Afeita la extremidad trasera y comprueba si hay sedación realizando un pellizco en el dedo del pie. Coloque el ratón en la tabla de disección y retire la piel de la pierna.Use dos alfileres de modista para asegurar la extremidad trasera en el pie y en el músculo gracilis. Coloque una lámpara de calentamiento sobre el mouse para mantener la temperatura corporal central a 37 grados centígrados y superfusione continuamente todos los músculos expuestos con un tampón de timbre caliente bajo un microscopio estereoscópico, diseccione la piel para exponer el tendón TA distal y el ligamento extensor, y retire suavemente la fascia que cubre el músculo TA. Cortar el ligamento extensor para liberar el tendón TA distal.Corta el tendón TA distal y úsalo para eliminar el músculo TA con un trozo fino de algodón empapado en tampón de ringer. Detener la hemorragia causada por la ruptura de la vasculatura del músculo TA. A continuación, con una sutura de seda de pan, haga un nudo cuadrado doble seguido de un nudo de bucle en la unión distal del músculo tendinoso del músculo EDL.A continuación, haga una incisión en el músculo bíceps femenino para exponer el tendón proximal y hacer el mismo conjunto de nudos en la unión del músculo proximal y el tendón. Usa la misma línea de sutura para hacer un nudo cuadrado doble. Para asegurar el brazo de palanca, gancho a los nudos proximales o distales.Para diseccionar suavemente el músculo EDL de la extremidad posterior. Primero, corte el tendón proximal superior a los nudos de sutura y corte la vasculatura debajo del músculo. A continuación, corte el tendón distal inferior al nudo de sutura.Cubra la extremidad trasera expuesta con un trozo de algodón empapado en timbres. Finalmente, coloque el gancho en el brazo de la palanca y alinee los músculos verticalmente entre los electrodos. Asegure la línea de sutura distal al poste fijo.Sumerge el músculo en el tampón del timbre y ajusta la tensión de reposo a 1,0 gramos. Permita que el músculo se equilibre durante al menos 10 minutos. Para medir las propiedades contráctiles del músculo EDL, establezca los parámetros para cada uno de los siguientes protocolos en el software DMC como se presenta aquí.Para el primer protocolo, estabilice el músculo EDL estimulándolo tres veces a 150 hercios con un descanso de 62 entre estimulaciones. Para el segundo protocolo, permita que los músculos se relajen durante dos minutos y luego determine la longitud óptima o LN estimulando el músculo EDL a diferentes tensiones en reposo. Utilice el calibrador digital para medir la longitud óptima del músculo entre los nudos distal y proximal.Deja que el músculo se relaje durante dos minutos. Para el protocolo tres, ajuste la tensión en reposo a L nada y mida la fuerza muscular en la estimulación de una sola contracción. Determine la tensión de contracción o pt, el tiempo hasta la tensión máxima o TPT y el tiempo de relajación medio del pt.Deja que el músculo se relaje durante dos minutos. Para llevar a cabo el cuarto protocolo, ajuste la tensión en reposo a LN y mida la fuerza del músculo testicular generada a diferentes frecuencias de estimulación. Mida el P NAUGH donde la fuerza muscular alcanza la fuerza titánica máxima.Mida el tiempo hasta el pico de tensión y la mitad del tiempo de relajación para el p. Comience el protocolo cinco permitiendo que el músculo se relaje durante cinco minutos, ajuste la tensión en reposo a L Naugh y aplique 10 ciclos de contracciones excéntricas con dos minutos de descanso entre ciclos. Calcule la pérdida de fuerza relativa de la PN después de cada ciclo de contracción excéntrica.Finalmente, separe el músculo EDL del aparato y corte los tendones en el sitio de sutura. Determine el peso muscular húmedo y calcule el área de la sección transversal del músculo. Para medir las propiedades pasivas del músculo EDL, diseccione el músculo EDL contralateral y conéctelo al aparato como se demostró anteriormente.En este video, someta el músculo a un protocolo de estiramiento de seis pasos en el que el músculo se tensa al 160% en incrementos del 10%. Analice el perfil de deformación por estrés para evaluar la propiedad viscosa del músculo EDL, estire y mantenga el músculo al 10%L cero y mida la tasa de relajación del estrés en los siguientes períodos de tiempo. Comience calentando la etapa animal termocontrolada a 37 grados centígrados con agua circulatoria.Encienda y cargue el software DMC. Después de exponer el músculo TA en la extremidad trasera del ratón anestesiado, use una sutura de seda de pan para hacer un nudo cuadrado doble alrededor del ligamento rotuliano. A continuación, haga un nudo cuadrado doble seguido de un nudo en bucle en la unión músculo-tendinosa o MTJ del tendón ta distal.Utiliza la misma sutura para hacer un bucle aproximado de 10 milímetros. Coloque al animal boca abajo y exponga el músculo bíceps femenino. Exponga el nervio ciático y haga un nudo cuadrado doble alrededor de su extremo proximal.Corta el nervio superior al nudo y disecciona cuidadosamente alrededor de cinco milímetros de su longitud hacia la rodilla. No estire ni dañe el nervio. Prepare el músculo ta contralateral como se demostró anteriormente en este video y cubra una de las extremidades traseras con un trozo de algodón empapado en tampón de timbre.A continuación, coloque al animal boca abajo en la plataforma del animal y use las líneas de sutura del ligamento rotuliano alrededor de la rodillera para hacer un nudo cuadrado doble para asegurar la rodilla. Luego, después de sujetar las patas en el bloque de protección SIL, asegure la plataforma del animal en la plataforma termocontrolada y coloque la lámpara de calor para mantener la temperatura corporal central del animal a 37 grados centígrados. Después de colocar el electrodo en la plataforma, conecte el nervio ciático al electrodo, luego corte el tendón TA de la extremidad posterior descubierta distal al nudo distal y fije el lazo de sutura al gancho del brazo de palanca.Cubra el músculo expuesto de la extremidad posterior con timbres tibios, tampón de algodón empapado para registrar las medidas contráctiles del músculo TA. Utilice los parámetros y el protocolo del software DMC que se ha demostrado anteriormente en este vídeo para el músculo EDL y utilice el software para analizar los datos. Después de tomar medidas del músculo TA, separe el asa distal de sutura del tendón TA del gancho del brazo de palanca y mida las propiedades contráctiles del músculo TA contralateral como se demuestra Después de sacrificar al animal, retire los músculos TA y determine su peso húmedo.Para calcular el área de la sección transversal, esta tabla muestra las propiedades morfométricas del músculo EDL en ratones negros normales 10 y deficientes en distrofina o MDX a los cuatro a seis meses de edad. Aquí se muestran las propiedades contráctiles y pasivas representativas del músculo EDL de ratones negros 10 y MDX, incluyendo el tiempo de fuerza titánica máxima específica de la fuerza de contracción hasta la tensión máxima y el tiempo de relajación medio de la fuerza titánica máxima absoluta. El tiempo hasta la tensión máxima y el tiempo de relajación media también se pueden calcular a partir de la fuerza de contracción absoluta.El perfil de deformación por estrés y la tasa de relajación por estrés se utilizan para describir las propiedades pasivas del músculo EDL. La ausencia de distrofina tiene un impacto significativo en las propiedades contráctiles y pasivas del músculo EDL. Las fuerzas específicas de Twitch y Titanic se reducen significativamente en el músculo M-D-X-E-D-L.Por ejemplo, el tiempo hasta la tensión máxima es significativamente más rápido, mientras que el tiempo de relajación media es significativamente más lento en el músculo M-D-X-E-D-L. Además, el perfil de deformación por estrés sugiere que la rigidez aumenta significativamente en el músculo M-D-X-E-D-L. El músculo M-D-X-E-D-L también produce una fuerza de resistencia significativamente mayor antes de alcanzar el pico de estrés, mientras que el estrés posterior al pico disminuye mucho más rápido.Además, la tasa de relajación del estrés fue significativamente mayor en el músculo M-D-X-E-D-L en comparación con la del músculo negro 10 EDL. Una vez dominado el procedimiento de disección, el análisis ex vivo de la propiedad contráctil y pasiva del músculo EDL se puede realizar en 40 minutos. Y la evaluación in situ de la propiedad contráctil de ambos músculos TA se puede realizar en 60 minutos después de su desarrollo.Esta técnica allanó el camino para que los investigadores evaluaran las propiedades contráctiles y pasivas del músculo esquelético en el campo de la enfermedad muscular para ayudar a determinar la eficiencia del tratamiento después de este procedimiento. Se pueden realizar otros métodos, como el análisis histopatológico del músculo esquelético para responder a preguntas adicionales. Por ejemplo, el efecto del tratamiento experimental sobre la histopatología del músculo esquelético.

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Investigación

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Biología

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Describimos un protocolo in vivo para medir la dorsiflexión del pie tras la estimulación del nervio peroneo y la contracción del compartimento crural anterior de la extremidad posterior de la rata. Estas mediciones son una herramienta traslacional indispensable para evaluar la patología del músculo esquelético y los enfoques de ingeniería de tejidos para la reparación y regeneración muscular.

Aplicaciones de la<em&gt; En Vivo</em&gt; Pruebas funcionales de la rata tibial anterior para la evaluación de la ingeniería tisular de reparación del músculo esquelético

Medición de la función contráctil del músculo esquelético roedor es una útil herramienta que puede utilizarse para seguir la progresión de la enfermedad, así como eficacia de la intervención terapéutica. Describimos aquí la evaluación no invasiva, de en vivo de los músculos dorsiflexores que puede repetirse en el tiempo en el mismo ratón.

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Medición de la absorción de glucosa estimulada por insulina y contracción en músculo esquelético maduro aislado e incubado de ratones

La cuantificación de la fuerza máxima extensora de la rodilla es imprescindible para comprender las adaptaciones funcionales al envejecimiento, la enfermedad, las lesiones y la rehabilitación. Presentamos un método novedoso para medir repetidamente el par tetánico máximo isométrico de extensión de rodilla in vivo.

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"Avatar", un experimento modificado de bucle de trabajo ex vivo utilizando cepa y activación in vivo

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Fibras musculares esqueléticas cortas, intermedias y largas intactas obtenidas por disociación enzimática de seis músculos de las extremidades posteriores de ratones: más allá del flexor corto de los dedos

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