Name: Imágenes in vivo de la angiogénesis tumoral usando fluorescencia confocal videomicroscopia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-11T14:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 8 s
Description: Aprende a cuantificar la microcirculación tumoral mediante videomicroscopía de fluorescencia confocal con contraste dinámico. Este método evalúa la densidad capilar funcional y la permeabilidad endotelial en modelos murinos de cáncer.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Preparación del agente de contraste <ol><li> Para FITC-dextrano de 70 kDa, la dosis inyectada es de 500 mg / kg (10 mg de FITC-dextrano diluyó en 0,1 ml de solución salina para un ratón de peso 20 g). </li><li> El agente no debe exponerse demasiado tiempo a la luz. Para evitar la decoloración, se recomienda para cubrir el tubo con papel de aluminio. </li></ol> 2. Anestesia <ol><li> Los ratones fueron anestesiados mediante una inyección intraperitoneal de una mezcla de 01:04 de xilazina (Rompun 2%, Bayer, Puteaux, Francia) y ketamina (ketamina 500, Virbac, Carros, Francia), respectivamente 66 mg / kg y 264 mg / kg para un ratón de 20 g. </li></ol> 3. Preparación del Organo de Interés <ol><li> Se afeitaron los ratones en el lugar de interés (por ejemplo, más de un tumor subcutáneo). El pelo de los animales es a menudo auto-fluorescente cuando blanco. Al negro, que absorbe la luz. </li><li> La piel hacia el órgano a ser fotografiado se realizó una incisión. Es importante esperar hasta que el malditog se ha detenido antes de inyectar el agente de contraste, de lo contrario, se escapará en la sangre y contaminar la imagen. </li></ol> 4. Adquisición <ol><li> El agente de contraste se inyecta a través de ya sea de la vena yugular o la vena caudal. Hay poca o ninguna señal de fondo es en el órgano observada en ausencia de un agente de contraste fluorescente. </li><li> La sonda se colocó en frente del órgano a explorar. En nuestro estudio, este fue el tumor. </li><li> El láser se enciende para iluminar el tumor y ver la fluorescencia en los capilares. </li><li> El tumor se exploró manualmente moviendo la sonda en un movimiento muy lento durante la grabación para visualizar la red capilar. Es importante mantener una mano firme, y esta técnica requiere un poco de experiencia. En nuestro estudio, este primer paso permitió la cuantificación de la densidad capilar funcional. </li><li> El segundo paso fue la adquisición dinámico en el tiempo. Para este estudio, se utilizó un 70 kDa FITC-dextrano. No hay fugas intersticial en la mayoría de los órganos normales pero no es en tumores. Para adquirir imágenes de la misma ubicación en el tiempo (como en nuestro caso), es importante establecer un sistema para mantener la sonda en el área de interés. Esto se hizo mediante el uso de un soporte hecho a mano para sujetar la sonda, y mediante la colocación de un poco de gel de ultrasonido en la punta de la sonda. Antes de la grabación, el tiempo se pasó a estabilizar la sonda colocada en contacto con el tumor. Una vez que la posición estaba asegurada, sólo había movimiento mínimo debido a la respiración del ratón. El láser se enciende para grabar 3 imágenes cada 30 seg durante 20 min para detectar la presencia de la fuga capilar. Se apaga entre cada grabación para reducir el blanqueo de contraste. </li><li> En nuestro experimento, los ratones fueron sacrificados al final del procedimiento para el análisis histológico de los tumores. </li></ol>

<ol><li>Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundamental+concepts+of+the+angiogenic+process%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Fundamental concepts of the angiogenic process.</a> Curr Mol Med. 3 (7), 643-651 (2003).</li>
<li>Laemmel, E., Genet, M., Le Goualher, G., Perchant, A., Le Gargasson, J. F., Vicaut, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibered+confocal+fluorescence+microscopy+%28Cell-viZio%29+facilitates+extended+imaging+in+the+field+of+microcirculation.+A+comparison+with+intravital+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Res%22%5BJournal%5D)">Fibered confocal fluorescence microscopy (Cell-viZio) facilitates extended imaging in the field of microcirculation. A comparison with intravital microscopy.</a> J Vasc Res. 41 (5), 400-411 (2004).</li>
<li>Charnley, N., Donaldson, S., Price, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Imaging angiogenesis.</a> Methods Mol Biol. 467, 25-51 (2009).</li>
<li>Faye, N., Fournier, L., Balvay, D., Taillieu, F., Cuenod, C., Siauve, N., Clement, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+contrast+enhanced+optical+imaging+of+capillary+leakage%5BTitle%5D)+AND+%22Technol+Cancer+Res+Treat%22%5BJournal%5D)">Dynamic contrast enhanced optical imaging of capillary leakage.</a> Technol Cancer Res Treat. 10 (1), 49-57 (2011).</li>
<li>Kurose, I., Kubes, P., Wolf, R., Anderson, D. C., Paulson, J., Miyasaka, M., Granger, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+nitric+oxide+production.+Mechanisms+of+vascular+albumin+leakage%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Inhibition of nitric oxide production. Mechanisms of vascular albumin leakage.</a> Circ Res. 73 (1), 164-171 (1993).</li>
<li>Faye, N. F. L., Balvay, D., Thiam, R., Orliaguet, G., Clement, O., Dewachter, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macromolecular+capillary+leakage+is+involved+in+the+onset+of+anaphylactic+hypotension%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Macromolecular capillary leakage is involved in the onset of anaphylactic hypotension.</a> Anesthesiology. , (2012).</li>
<li>Faye, N., Fournier, L., Balvay, D., Thiam, R., Orliaguet, G., Clement, O., Dewachter, P. Macromolecular Capillary Leakage Is Involved in the Onset of Anaphylactic Hypotension. Anesthesiology. 117 (5), 1072-1079 (2012).</li>
<li>Tozer, G. M., Kanthou, C., Baguley, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disrupting+tumour+blood+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Disrupting tumour blood vessels.</a> Nat Rev Cancer. 5 (6), 423-435 (2005).</li>
<li>Ntziachristos, V., Schellenberger, E. A., Ripoll, J., Yessayan, D., Graves, E., Bogdanov, A., Josephson, L., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+antitumor+treatment+by+means+of+fluorescence+molecular+tomography+with+an+annexin+V-Cy5.5+conjugate%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Visualization of antitumor treatment by means of fluorescence molecular tomography with an annexin V-Cy5.5 conjugate.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (33), 12294-12299 (2004).</li>
<li>Cuccia, D. J., Bevilacqua, F., Durkin, A. J., Merritt, S., Tromberg, B. J., Gulsen, G., Yu, H., Wang, J., Nalcioglu, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+quantification+of+optical+contrast+agent+dynamics+in+rat+tumors+by+use+of+diffuse+optical+spectroscopy+with+magnetic+resonance+imaging+coregistration%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Opt%22%5BJournal%5D)">In vivo quantification of optical contrast agent dynamics in rat tumors by use of diffuse optical spectroscopy with magnetic resonance imaging coregistration.</a> Appl Opt. 42 (16), 2940-2950 (2003).</li>
</ol>

No tenemos nada que revelar.

El estudio de la microcirculación tumoral se ha convertido en esencial en la comprensión de la fisiopatología del crecimiento del tumor, diseminación y respuesta al tratamiento 1. De formación de imágenes óptico es una de las técnicas que se pueden utilizar para observar los capilares usando un agente de contraste fluorescente y para cuantificar morfológica (densidad capilar funcional) y los parámetros (índice de fuga) funcionales. La imágenes de microscopía de fluorescencia se ut...

La angiogénesis es un proceso complejo 1 que implica la formación de nuevos vasos sanguíneos a partir de vasos pre-existentes. Los cambios patológicos en la microcirculación del tejido, compuesto de las arteriolas, capilares y vénulas, están implicados en una amplia gama de enfermedades tales como el cáncer, la inflamación, o la diabetes. Por tanto, es esencial para desarrollar métodos para evaluar cuantitativamente la estructura y función de los microvasos. Imaging permite el estudio de los microvasos en un no-o de forma micro-invasivo, en tiempo real e in vivo, y medidas repetidas en el tiempo en el mismo animal 2. Actualmente, con contraste dinámico (DCE) de formación de imágenes 3 es comúnmente utilizado para evaluar la microcirculación del tejido. De formación de imágenes de contraste mejorado dinámica es una técnica que sigue a lo largo del tiempo la biodistribución de un trazador inyectado por vía intravenosa. A partir de esta adquisición, parámetros cuantitativos se pueden extraer lo que refleja la vascularización del tejido. Imágenes DCEse ha utilizado con mayor frecuencia con la TC, resonancia magnética o ecografía. Sin embargo, estas técnicas de imagen no permiten la visión directa de los microvasos, ya que su resolución, que no sea con el uso de dispositivos experimentales específicos, más a menudo permanece macroscópica. En este trabajo, nos proponemos estudiar la vascularización del tumor a escala microscópica como in vivo utilizando imágenes ópticas con contraste dinámico, con Fibered videomicroscopy confocal. Se utilizó un agente de contraste macromolecular (FITC-dextrano) que permanece exclusivamente dentro de los vasos o las fugas a través de la barrera endotelial en el intersticio, de acuerdo con su peso molecular y las características del endotelio del tejido estudiaron 4. Esto permitió que el estudio de la estructura tanto de los microvasos, delineando correctamente los vasos, y la permeabilidad capilar, filtrando y acumulando en el intersticio.

<table><tbody><tr><td>Insulina serynge Myjector 1ml 29G</td><td>Terumo Europe</td><td>BS-05M2913</td><td></td></tr><tr><td>Isotiocianato de fluoresceína-dextrano 70 kDa </td><td>Sigma-Aldrich</td><td>01619HH</td><td>100 mg/mL diluido en solución salina</td></tr><tr><td>Videomicroscopía confocal con fibra</td><td>Cellvizio - MaunaKea Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kit de calibración y limpieza para LEICAFCM1000</td><td>Leica Microsystems</td><td>LSU-488</td><td>Tienda a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>ProFlexTM Z</td><td>MaunaKea Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>software de mosaico</td><td>MaunaKea Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>software de detección de recipientes</td><td>MaunaKea Technologies</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

imágenes in vivo de la angiogénesis tumoral usando fluorescencia confocal videomicroscopia

In vivo Imaging of Tumor Angiogenesis using Fluorescence Confocal Videomicroscopy

Con fibras de fluorescencia confocal de formación de imágenes in vivo con un haz de fibra óptica utiliza el mismo principio que la microscopía confocal fluorescente. Se puede excitar fluorescencia en elementos in situ a través de las fibras ópticas, y luego grabar algunos de los fotones emitidos, a través de las mismas fibras ópticas. La fuente de luz es un láser que envía la luz de excitación a través de un elemento dentro del haz de fibras y ya que revisa sobre la muestra, recrea una imagen píxel a píxel. Como este análisis es muy rápido, al combinarlo con el software de procesamiento de imágenes dedicado, imágenes en tiempo real con una frecuencia de 12 fotogramas / seg se pueden obtener. Hemos desarrollado una técnica para caracterizar cuantitativamente la morfología y la función capilar, usando un dispositivo de videomicroscopía de fluorescencia confocal. El primer paso en nuestro experimento era grabar películas 5 segundos en los cuatro cuadrantes del tumor para visualizar la red capilar. Todas las películas fueron procesados ​​mediante el software (ImageCell, Mauna Kea Tecnología, París Francia) que realiza una segmentación automatizado de los vasos alrededor de un diámetro elegido (10 micras en nuestro caso). Por lo tanto, se podría cuantificar la &quot;densidad capilar funcional&quot;, que es la relación entre el área total del vaso y el área total de la imagen. Este parámetro fue un marcador sustituto para la densidad microvascular, por lo general medido usando herramientas de patología. El segundo paso fue grabar películas del tumor durante 20 min para cuantificar la fuga del agente de contraste macromolecular a través de la pared capilar al intersticio. Mediante la medición de la relación de intensidad de la señal en el intersticio más que en los vasos, se obtuvo un &quot;índice de fugas &#39;, que actúa como un marcador sustituto para la permeabilidad capilar.

Con los datos recogidos, podríamos analizar cuantitativamente diferentes parámetros que reflejan la microcirculación. Se estudió in vivo la red vascular periférica de un tumor de colon implantadas en ratones Balb-c usando un sistema de videomicroscopía de fluorescencia confocal fibrado (Cellvizio, Maunakea Tecnología, París, Francia 2), después de la inyección de un agente de contraste fluorescente macromolecular isotiocianato de fluoresceína-dextrano ( FITC-dextrano) con...

En este artículo se presenta un método para analizar los microvasos tumorales in vivo utilizando dinámica de fluorescencia videomicroscopy contraste. Dos parámetros cuantitativos se adquirieron: la densidad capilar funcional que refleja la vascularidad del tumor, y las fugas de índice que refleja la falta de estanqueidad de la pared endotelial.

Imágenes in vivo de la angiogénesis tumoral usando fluorescencia confocal videomicroscopia

Fibered confocal fluorescence in vivo imaging with a fiber optic bundle uses the same principle as fluorescent confocal microscopy. It can excite ...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en cuantificar la microcirculación en un modelo de tumor de colon murino mediante un sistema de microscopía confocal de video con fluorescencia. Esto se logra primero mediante la inyección intravenosa de un agente de contraste y la grabación de videos de los microvasos tumorales. Luego, se obtienen imágenes de cuatro cuadrantes del tumor, lo que permite la cuantificación de la densidad funcional de capilares.A continuación, se observa el paso del agente de contraste desde los vasos hacia el intersticio para cuantificar la fuga del índice capilar, que refleja la permeabilidad de la pared endotelial. Finalmente, pueden cuantificarse las características morfológicas y funcionales de los vasos tumorales con el fin de detectar diferencias entre modelos de tumor o tras una terapia dirigida. Esta técnica de imagen óptica dinámica con contraste permite el análisis de la microcirculación tumoral.Refleja la arquitectura y función de los vasos tumorales mediante la cuantificación de la densidad y la permeabilidad de los capilares. Aunque este método podría proporcionar información sobre la fisiología tumoral, también puede aplicarse a otros sistemas, como el shock anafiláctico, la inflamación, las enfermedades cardiovasculares y la diabetes. Comience afeitando el ratón anestesiado en la ubicación de interés.Luego, realice una incisión en la piel, orientada hacia el órgano que se va a imaginar, cuando haya cesado la hemorragia. Inyecte el agente de contraste para cuantificar la densidad capilar funcional. Coloque primero la sonda frente al órgano que se va a imaginar.A continuación, encienda el láser que ilumina el órgano. Luego, manteniendo una mano firme, mueva lentamente la sonda mientras se registra la visualización de la red capilar fluorescente.Para estabilizar la adquisición dinámica a lo largo del tiempo, coloque un poco de gel ultrasónico en la punta de la sonda y luego coloque la sonda en el soporte manual. Después de colocar la sonda en contacto con el órgano de interés, estabilice la sonda. Una vez que la posición sea segura, configure el láser para que registre tres imágenes cada 30 segundos durante 20 minutos con el fin de detectar la presencia de fuga capilar.Apagar el láser entre cada grabación para reducir el blanqueo del agente de contraste tras registrar películas de cinco segundos en cada uno de los cuatro cuadrantes del órgano de interés, con el fin de visualizar el proceso de la red capilar. Luego, mediante el software adecuado, realizar una segmentación automatizada de los vasos en las imágenes alrededor de un diámetro seleccionado para cuantificar la densidad funcional de capilares, es decir, la relación entre el área total de los vasos y el área total de la imagen. A continuación, a partir de la adquisición dinámica realizada para detectar la presencia de fugas capilares, trazar tres regiones de interés en los capilares y tres regiones de interés en el intersticio en los puntos temporales de 0, 5, 10 y 20 minutos. Finalmente, promediar las intensidades de señal dentro de los tres capilares diferentes y las áreas intersticiales contiguas, y calcular el porcentaje de índice de fuga.Según esta fórmula, donde IP es la intensidad perivascular o intersticial y II es la intensidad intravascular, el parámetro de densidad funcional de capilares es un marcador sustituto de la densidad microvascular, que generalmente se mide utilizando herramientas de patología. Aquí se muestra un ejemplo de los tipos de imágenes obtenidas y el resultado de la segmentación de vasos. En este ejemplo, la densidad funcional de capilares se midió en un 36 %. En estas imágenes, se muestra un ejemplo de fugas del agente de contraste en el intersticio con un índice de fuga de 1,47 a los 0, 5, 10 y 20 minutos posteriores a la inyección.En cada una de las imágenes, los vasos aparecen como estructuras lineales de alta señal inmediatamente después de la inyección. No se observa señal en el intersticio. Con el tiempo, sin embargo, se puede observar que el agente de contraste se filtra hacia el intersticio a través del tumor anormal.La experiencia con la barrera endotelial es necesaria para dominar este procedimiento. Sin embargo, una vez dominada, la técnica puede completarse en 30 minutos si se realiza correctamente.

in-vivo-imaging-tumor-angiogenesis-using-fluorescence-confocal

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Se presenta un nuevo enfoque para cuantificar la localización de las nanopartículas en los vasos sanguíneos de los tumores humanos transplantados con dinámica y en tiempo real de imágenes intravital en un modelo de embrión aviar.

Evaluación de la absorción de nanopartículas en los tumores en tiempo real utilizando intravital imagen

El video muestra un método de imagen de fluorescencia para la localización de anticuerpos in vivo en un modelo de xenoinjerto tumoral de ratón. Consiste en la inyección de células tumorales en un ratón para generar xenoinjertos sólidos debajo de la piel. La inyección posterior de anticuerpos fluorescentes confirma la localización específica a través de señales de fluorescencia mejoradas dentro del xenoinjerto tumoral.

Imágenes de fluorescencia in vivo para localizar anticuerpos en un modelo de xenoinjerto tumoral de ratón

Se describe un método para la formación de imágenes respuesta a tratamiento contra el...

Imágenes en directo de las respuestas de drogas en el microambiente tumoral en modelos de ratón de cáncer de mama

Una novela de alta resolución<em&gt; En vivo</em&gt; Técnica de escaneo para el Estudio de la respuesta dinámica de estructuras intracraneales al crecimiento del tumor y Terapéutica

Se describe un multi-ángulo de rotación del sistema de formación de imágenes ópticas (Maroi) para la cuantificación in vivo de un marcador fluorescente emitido por saposina C (SAPC)-dioleilfosfatidil serina (DOPS) nanovesículas. El empleo de modelos de ratón de cáncer y la artritis, demostramos cómo el análisis de la curva de la señal de Maroi se puede utilizar para la cartografía precisa y caracterización biológica de los procesos de enfermedad.

En vivo de imágenes óptico de tumores del cerebro y la artritis Usando fluorescente SAPC-DOPS nanovesículas

La matriz extracelular se somete a la remodelación sustancial durante la cicatrización de heridas, la inflamación y la tumorigénesis. Se presenta un novedoso enfoque de inmunofluorescencia microscopía intravital de visualizar la dinámica de fibrilar, así como componentes de la matriz de tipo malla con una alta resolución espacial y temporal mediante epifluorescencia o microscopía de dos fotones.

A largo plazo intravital Inmunofluorescencia imágenes de tejido Componentes de Matriz con epifluorescencia y microscopía de dos fotones

En este trabajo describimos el método de imágenes basado en microscopía fluorescente confocal fibrosa (FCFM), que proporciona un modo innovador para comprender los fenómenos fisiológicos a nivel celular y subcelular en sujetos animales.

Inducida por la quimioterapia Vascular Toxicidad - En tiempo real<em&gt; En vivo</em&gt; Imagen de Deterioro del buque

Este protocolo describe el uso de la microscopía multifotónica para realizar extendida time-lapse de las interacciones multicelulares en tiempo real, en vivo a una resolución de una sola célula.

Prolongado lapso de tiempo intravital de imágenes de tiempo real multicelular Dinámica en el microambiente tumoral

Este protocolo describe la imagen intravital de ratones transgénicos que expresaban marcadores fluorescentes específicos de la célula. La proyección de imagen intravital proporciona un método no invasivo para observaciones de alta resolución en animales vivos utilizando windows implantables a través del cual es posible la visualización microscópica de los procesos. Este método es especialmente útil para estudiar procesos longitudinales.

La microscopia intravital de la utilización de la vasculatura asociada a Tumor avanzado Dorsal cámaras de ventana pliegues cutáneos en ratones transgénicos fluorescentes

El objetivo de este método es generar un modelo in vivo de angiogénesis tumoral mediante células tumorales de mamíferos xenografting en un embrión de pez cebra que tiene vasos sanguíneos marcados fluorescentemente. Mediante la toma de imágenes del xenoinjerto y los vasos asociados, se puede obtener una medición cuantitativa de la respuesta angiogénica.

In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts

La traslación de los hallazgos de la microscopía intravital se ve desafiada por su poca profundidad de penetración en el tejido. Aquí describimos un modelo de ratón de cámara de ventana dorsal que permite el registro conjunto de la microscopía intravital y las modalidades de imagen clínicamente aplicables (p. ej., TC, RM) para la correlación espacial directa, lo que podría agilizar la traducción clínica de los hallazgos de la microscopía intravital.

Un modelo de ratón tumoral con cámara de ventana de pliegue cutáneo dorsal para la microscopía intravital combinada y la resonancia magnética en la investigación traslacional del cáncer

Aprende a cuantificar la microcirculación tumoral mediante videomicroscopía de fluorescencia confocal con contraste dinámico. Este método evalúa la densidad capilar funcional y la permeabilidad endotelial en modelos murinos de cáncer.

Imágenes in vivo de la angiogénesis tumoral usando fluorescencia confocal videomicroscopia

Explorar más videos