Name: Visualización de Desarrollo Craneofacial en los SOX10: Kaede pez cebra transgénico Línea Usando Time-lapse microscopía confocal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 35 s
Description: Aprende a visualizar la migración de células de cresta neural en Danio rerio mediante microscopía confocal y fotoconversión de kaede. Este método permite estudiar el desarrollo craneofacial en tiempo real.

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Los autores agradecen a Robert Kelsh por compartir amablemente el reactivo de pez cebra promotor SOX10.

1. Embrión Collection para Fotoconversión <ol><li> Establecer un mínimo de diez pares de SOX10: pez cebra transgénico Kaede entre el 5 y 6 de la tarde. </li><li> A la mañana siguiente, tire divisores y recoger los huevos alrededor del mediodía. Transferirlos a placas de Petri y ponerlas en 28,5 ° C incubadora. </li><li> Alrededor de las 24 h después de la fecundación, limpie las placas de Petri eliminando embriones muertos. Compruebe el estado de desarrollo de los embriones de 13 utilizando microscopía de campo de luz y el microscopio de fluorescencia con mayor proteína verde fluorescente (EGFP) de filtro. Kaede será visible a través de este filtro. </li><li> Cuando los embriones llegan a 60 HPF transferencia de cinco embriones fluorescentes brillantes en una placa de Petri y dechorionate separada si es necesario. </li></ol> 2. El montaje de los embriones para Fotoconversión <ol><li> Montar el embrión utilizando un microscopio fluorescente normal. Montaje de los embriones en el microscopio confocal es extremadamente difícil. </li><li> Utilice soporteagua ard E3 o preparar E3 fresca con la siguiente receta: Agregue la siguiente por un litro de agua destilada dH 2 O añadir lo siguiente para hacer 1x E3L: 0,292 g de NaCl 5,0 mM 0.013 g KCl 0,17 mm 0,044 g de CaCl 2 0,33 mm (desecante, 96%, reactivo ACS) 0,081 g 0,33 mM de MgSO4 (anhidra) Opcional: añadir 200 l de 0,05% de azul de metileno para 1X E3 como fungicida y revuelva. Medio mantiene a temperatura ambiente durante 1 semana. </li><li> Utilice tricaína estándar o preparar tricaína usando siguiente receta: Para 5 L de 0,2% tricaína mezclar los siguientes ingredientes: 45 ml de Tris-Cl (1M pH 9,5) 5 LH 2 O 10 g tricaína </li><li> Preparar &#39;jugo de película&#39; (50 ml E3, solución tricaína 0,015%), mediante la adición de 3,75 ml de 0,2% de tricaína a 46,25 ml de E3. </li><li> Preparar agarosa mezclando 46,25 ml de agua E3 con 46,35 mg de bajo punto de fusión (LMP) de agarosa en un matraz de vidrio de 50 ml y disolver las partículas sólidas en el microondas. A continuación, agregue3,73 ml 0,2% tricaína a agarosa y poner matraz de vidrio con agarosa en 50 ° C baño de agua hasta que el uso. </li></ol> 3. Preparación y montaje de Embriones <ol><li> Anestesie embriones con solución tricaína E3/0.015% hecho en el paso 1.1.2 y la transferencia de embriones a la diapositiva cámara. </li><li> Disfrute todo el exceso de E3 con un pañuelo de papel y la opción de venta de agarosa en embrión. </li><li> Posición embrión dorsal perfectamente con consejos Microloader. Asegúrese de que todo el embrión no flota en la parte superior de la agarosa, pero empujar todo el cuerpo hacia abajo. A continuación, vierta la solución tricaína E3/0.015% sobre embrión agarosa incrustada hasta la cámara está totalmente llena de líquido. </li></ol> 4. Ajuste de la configuración de software en Microscopio Confocal <ol><li> Utilice 20X objetivo aire sumergible (apertura numérica 0.75, el tamaño del agujero de alfiler 20) para enfocar el embrión. A continuación, pulse el botón de luz L100 en el microscopio y seleccionar los canales de software. Controls/A1settings abrir la vista de iconos / adquisición y click el botón de configuración confocal. Siguiente, haga clic en &#39;auto&#39; y seleccionar los canales siguientes antes de cerrar la ventana de nuevo: Ch1: DAPI canal 403.4 nm (longitud de onda entre 350-410 nm se pueden utilizar) Ch2: 488,0 nm Ch3: 561,9 nm </li></ol> 5. Fotoconversión <ol><li> Apague Ch1 y 3 y encienda Ch2 antes de pulsar el botón de eliminación de bloqueo y escaneo. </li><li> Centrarse en las células de interés para fotoconversión, que es mejor hacerlo partiendo de tensión 1frame/sec y alto (HV) 200 y luego subir en el cuadros / seg y bajar el HV en consecuencia hasta llegar a 1/32 imágenes / seg y HV alrededor 100-120, dependiendo del ruido de fondo. </li><li> Cuando el embrión está en el foco, mira en el borde derecho de la pantalla, tome el borde verde y reducir su tamaño para que quepa en el área de interés para fotoconversión y haga clic derecho con el ratón. Más pequeño es mejor porque el fotoconversión es irreversible. </li><li> Gire cuadros / seg a 1 y HV a 200 y pulseescanear. Una imagen ampliada en el área de fotoconversión es ahora visible. </li><li> Células Photoconvert girando sobre Ch1 (403,4 nm). La exposicion al láser photoconverting cualquier lugar 5-60 segundos, dependiendo del tamaño de la región hasta Kaede verde como se ve a través del canal de GFP está casi ausente. </li><li> Cuando la señal de Kaede verde es casi ausente, gire Ch1 apagado. Gire Ch2 y 3 en. Luego, haga clic a la derecha en la ventana en A1 campo de área de exploración y pulsa &#39;retorno a tamaño original&#39; para comprobar si se photoconverted células deseadas. </li></ol> 6. Haciendo una pila Z <ol><li> Busque el icono &quot;captura de la serie Z &#39;en la barra de menú y ajuste los límites superior e inferior de la Z-stack antes de iniciarlo. Establecer LUT. </li></ol> 7. Software-Configuración de Time-lapse <ol><li> Ir a la caja A1Simple GUI y marque siguientes ajustes: 1/32 cuadros / seg tamaño de 1024 promedio de 4 u 8 veces, dependiendo del número de Z-pilas que tiene que ser tomada en un bucle </li><li> Ir a:controles de la vista / adquisición / ND adquisición secuencia y marco de tiempo establecido (8-30min), haga clic en continuo y haga clic en Z-stack. Establecer fronteras como probado antes y comenzar la película. </li><li> Mantenga la adición E3/0.015% solución tricaína diapositiva cámara durante todo el día. Por la noche, se llenan la cámara completamente. Que durará hasta la mañana siguiente. </li><li> A la mañana siguiente, vuelva a llenar solución tricaína E3/0.015% y comprobar si el embrión está todavía vivo. La pérdida de fluorescencia indica la muerte. Continuar recambios y controles durante el día. </li><li> Cuando la estructura se ha terminado la formación o el embrión ha muerto, terminar la película. </li></ol> 8. Procesamiento post-producción <ol><li> Haga clic en &quot;mostrar proyección máxima intensidad&quot; en la barra de herramientas, a continuación, haga clic derecho sobre la imagen y crear nuevo documento. El vídeo se puede ver en la mejor calidad posible. Vamos a eliminar los marcos que no son necesarios y ajustar LUT. Finalmente guardar como. Avi. Este formato estará bien para Windows. Para Mac software de descarga to convertir. mov o. wmv. </li></ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+at+Birth+of+Cleft+Lip+With+or+Without+Cleft+Palate%3A+Data+From+the+International+Perinatal+Database+of+Typical+Oral+Clefts+%28IPDTOC%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cleft+Palate+Craniofac.+J%22%5BJournal%5D)">Prevalence at Birth of Cleft Lip With or Without Cleft Palate: Data From the International Perinatal Database of Typical Oral Clefts (IPDTOC).</a> Cleft Palate Craniofac. J. 48 (1), 66-81 (2011).</li>
<li>Dixon, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleft+lip+and+palate%3A+understanding+genetic+and+environmental+influences%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Cleft lip and palate: understanding genetic and environmental influences.</a> Nat. Rev. Genet. 12 (3), 167-178 (2011).</li>
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<li>Wada, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+signaling+is+required+for+cranial+neural+crest+morphogenesis+and+chondrogenesis+at+the+midline+in+the+zebrafish+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Hedgehog signaling is required for cranial neural crest morphogenesis and chondrogenesis at the midline in the zebrafish skull.</a> Development. 132 (17), 3977-3988 (2005).</li>
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<li>Ando, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optical+marker+based+on+the+UV-induced+green-to-red+photoconversion+of+a+fluorescent+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U+S+A%22%5BJournal%5D)">An optical marker based on the UV-induced green-to-red photoconversion of a fluorescent protein.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 99 (20), 12651-12656 (2002).</li>
<li>Kimmel, C. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203 (3), 253-310 (1993).</li>
<li>Kawakami, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish-secreted+matrix+protein+you%2Fscube2+is+implicated+in+long-range+regulation+of+hedgehog+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">The zebrafish-secreted matrix protein you/scube2 is implicated in long-range regulation of hedgehog signaling.</a> Curr. Biol. 15 (5), 480-488 (2005).</li>
<li>Lombardo, V. A., Sporbert, A., Abdelilah-Seyfried, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+tracking+using+photoconvertible+proteins+during+zebrafish+development%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Cell tracking using photoconvertible proteins during zebrafish development.</a> J. Vis. Exp. (67), e4350(2012).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Aquí se muestra un nuevo método para la visualización del desarrollo craneofacial en el modelo de pez cebra. Los SOX10: Kaede línea de pez cebra transgénico se ha utilizado con éxito para describir el patrón migratorio de CNCC en detalle se utiliza como un organismo modelo 5. Estudios previos han utilizado puntos de referencia brutos como el ojo a las células diana y se han basado en la inyección de ARNm Kaede, ensayos fotoconversión o dextrano fluoresceína enjaulado para fotoconv...

Hendiduras orofaciales representan la deformidad craneofacial más frecuente, con 1/700-1, 000 entregas afectadas 1. La interrupción del desarrollo temprano embriológico craneofacial puede conducir a la formación de labio leporino y paladar hendido (CL / P). Si bien las causas de hendidura sindrómica se ha demostrado en gran parte, aún deben ser descubiertos 2-4 las bases genéticas y epigenéticas de las formas no sindrómicas de hendidura orofacial. Con el fin de entender la etiología y la patogénesis de estas malformaciones, es necesario aclarar el desarrollo de estructuras craneofaciales sobre una base celular. En todas las especies de vertebrados células de la cresta neural craneal (CNCC) migran desde el tubo neural dorsal para rellenar los arcos faríngeos, lo que contribuirá a la formación de las estructuras orofaciales. La interrupción del desarrollo temprano de la cresta neural embrionaria puede conducir a la formación de las malformaciones craneofaciales, incluyendo CL / P 5-7. En anunciocondición a las similitudes estructurales entre el pez cebra y el desarrollo craneofacial mamíferos (CNCCs residen en regiones homólogas), la red de regulación de genes es altamente conservada. También se ha demostrado que CNCCs desarrollar de la misma manera entre las especies amniote y pez cebra 8, haciendo que el pez cebra un organismo de gran alcance para el estudio de la base del desarrollo y genética de CL / P. Tiene muchas ventajas, incluyendo tamaño pequeño, rápido y ex utero desarrollo embrionario, y las altas tasas de reproducción. Por otra parte, el embrión es ópticamente transparente, por lo que es susceptible a la observación de eventos de desarrollo complejos bajo el microscopio 9. Es un modelo animal ideal para el estudio de la migración y la diferenciación de células de la cresta neural craneal. Ampliando previamente publicado trabajos 8, 10, 11, el patrón migratorio de CNCC se describió en detalle el uso de los SOX10: Kaede modelo transgénico 5. Kaede es una proteína de la foto convertible que turns de verde a rojo después de la activación de fotos y hace que sea posible rastrear CNCCs precisión. Durante esta transformación la cadena principal del péptido se escinde, lo que sugiere que la conversión es estable, es decir, las células pueden ser rastreados a su destino final 12. Las líneas transgénicas marcados con Kaede bajo el control transcripcional de SOX10 mostraron que el paladar amniota y la placa etmoidal de pez cebra se forman de manera homóloga por la fusión de las prominencias maxilares bilaterales (MXP) con la prominencia frontonasal (FNP) y que la costura de fusión en forma de Y es análoga entre especies. Entre otras aplicaciones, los SOX10: Kaede modelo de pez cebra transgénico se utilizó para generar videos de embriones de pez cebra en diferentes etapas de desarrollo para mostrar la formación de estructuras craneofaciales normales y anormales. Fotoconversión de grupos específicos de células hace posible el seguimiento de su desarrollo. Con este método, un enfoque para crear imágenes en vivo del desarrollo de craniofacestructuras ial en el pez cebra se introduce, por lo que es fácil de demostrar visualmente este complejo proceso de desarrollo. Este protocolo tiene como objetivo compartir la experiencia de la generación de estos vídeos con el desarrollo normal de la placa etmoidal en SOX10: pez cebra transgénico Kaede como ejemplo. Este protocolo adicional se puede aplicar a la realización de vídeos time-lapse de cualquier estructura derivada de células de la cresta neural craneal en el pez cebra.

<table><tbody><tr><td>Sox10:línea de pez cebra transgénico kaede </td><td>MGH</td><td></td><td>Disponible a través del laboratorio Liao</td></tr><tr><td>Placas de Petri BD Falcon 351029 100x15 mm</td><td></td><td></td> BD Falcon 351008 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrapure Bajo punto de fusión (LMP) Agarose</td><td>Invitrogen</td><td>15517022</td><td></td></tr><tr><td>Lab Tek 2 Chamber SlideSystem </td><td>LabTek</td><td>154453</td><td></td></tr><tr><td>Microcargadores 200/pk</td><td>Fisher</td><td>E5242956003</td><td></td></tr><tr><td>Nikon A1R Si Confocal Ti series</td><td>Nikon</td><td>Sin número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>NIS Elements Software AR3.2 64-bit</td><td>Nikon</td><td>Sin número</td><td></td> de catálogo</tr></tbody></table>

visualización de desarrollo craneofacial en los sox10: kaede pez cebra transgénico línea usando time-lapse microscopía confocal

Visualization of Craniofacial Development in the sox10: kaede Transgenic Zebrafish Line Using Time-lapse Confocal Microscopy

Palatogénesis vertebrado es un proceso de desarrollo altamente coreografía y complejo, que implica la migración de la cresta neural craneal (CNC) las células, la convergencia y la extensión de prominencias faciales, y la maduración del esqueleto craneofacial. Para estudiar la contribución de la cresta neural craneal a regiones específicas del paladar pez cebra un SOX10: Línea de pez cebra transgénico Kaede se generó. Sox10 proporciona restricción linaje de la proteína indicadora Kaede a la cresta neural, con lo que la célula etiquetado de un proceso más preciso que el tinte tradicional o reportero de la inyección de ARNm. Kaede es una proteína de la foto convertible que cambia de verde a rojo después de la activación de la foto y hace posible seguir con precisión las células. Los SOX10: Línea transgénica Kaede se utilizó para realizar el análisis de linaje para delinear las poblaciones de células CNC que dan lugar a maxilar contra elementos mandibulares e ilustran la homología de las prominencias faciales para amniotas. Este protocolo describe el pasos para generar un video time-lapse en vivo de un SOX10: embrión de pez cebra Kaede. Desarrollo de la placa etmoidal servirá como un ejemplo práctico. Este protocolo se puede aplicar a realizar una grabación confocal de lapso de tiempo de cualquier Kaede o proteína reportera fotoconvertible similar en el pez cebra transgénico. Además, puede ser utilizado para capturar no sólo normal, pero también anormal desarrollo de estructuras craneofaciales en los mutantes de pez cebra.

En el SOX10: CNCCs línea transgénica Kaede, migratorias y post migratorios están etiquetados con fluorescencia verde. Las células CNCC marcados con Kaede verde fluorescente recapitular endógena mRNA SOX10 expresión 5. Entre otras aplicaciones, se utilizó este modelo animal para visualizar mejor el desarrollo de las estructuras craneofaciales dependientes CNCC. El desarrollo normal de las estructuras específicas y también el desarrollo patológico de las malformaciones craneofaciale...

La visualización de los datos experimentales se ha convertido en un elemento clave en la presentación de resultados a la comunidad científica. Generación de grabación a intervalos regulares en vivo de embriones en crecimiento contribuye a la mejor presentación y la comprensión de los procesos de desarrollo complejos. Este protocolo es una guía paso a paso para el etiquetado de células a través de la proteína fotoconversión Kaede en el pez cebra.

Visualización de Desarrollo Craneofacial en los SOX10: Kaede pez cebra transgénico Línea Usando Time-lapse microscopía confocal

Vertebrate palatogenesis is a highly choreographed and complex developmental process, which involves migration of cranial neural crest (CNC) cells, ...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en generar una grabación en lapso de tiempo real de la migración de las células de la cresta neural para mostrar la formación de las estructuras faciales craneales en desarrollo. Esto se logra primero montando un pez cebra transgénico SOX10 KD anestesiado en agarosa con el fin de minimizar el movimiento durante todo el experimento. A continuación, bajo un microscopio confocal, se realiza la fotoactivación con luz ultravioleta para convertir la señal de verde a rojo en las células de la cresta neural.Luego, centrándose en las células de la cresta neural fotoconvertidas. Se genera un Zack de la estructura en desarrollo antes de grabar un video con lapso de tiempo. Se obtienen resultados que muestran el desarrollo de las células de la cresta neural craneal en el paladar primario del pez cebra en un embrión transgénico de pez cebra SOX 10 KD.La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes, como la imagen estática, es que procesos complejos de desarrollo, tales como la migración celular, pueden visualizarse en tiempo real. Esto hace que los resultados sean más accesibles para la comunidad científica. Este método

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Investigación

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En este vídeo, que muestran un método para analizar el cerebro de los vertebrados en desarrollo en embriones de pez cebra en vivo con una resolución única célula mediante microscopía confocal. Esto incluye el método por el cual se inyecta el embrión del pez cebra de una sola célula y, posteriormente, montar y obtener imágenes del cerebro en desarrollo.

Imágenes en vivo del cerebro del embrión de pez cebra mediante microscopía confocal

Imagen confocal Time-lapse es una técnica de gran alcance útil para caracterizar el desarrollo embrionario. Aquí se describe la metodología y caracterizamos la morfogénesis craneofacial de tipo salvaje, así como PDGFRA, Smad5 y smo embriones mutantes.

Analizando Craneofacial en la morfogénesis de pez cebra Utilizando 4D Microscopía Confocal

Organización celular de los huesos craneofaciales mucho tiempo se ha planteado la hipótesis pero nunca visualizada directamente. Etiquetado de células multi-espectral y en vivo vivo   imágenes permite visualizar el comportamiento celular dinámico en el maxilar inferior del pez cebra. Aquí, detallamos el protocolo que manipulamos Zebrabow peces transgénicos y observamos directamente intercalación celular y los cambios morfológicos de los condrocitos en el cartílago de Meckel.

Visualización de condrocitos Intercalación y direccional proliferación a través de análisis celular clonal Zebrabow en el cartílago de la embrionaria Meckel

El método aquí descrito permite realizar un análisis cronológico del desarrollo de órganos en embriones de pez cebra mediante el uso de un microscopio de fluorescencia de disección capaces de realizar seccionamiento óptico y estrategias simples de reajuste para corregir la deriva focal y plana.

Análisis para el Desarrollo de riñón de pez cebra con time-lapse de uso de un microscopio de disección equipado para seccionamiento óptico

Aquí, presentamos un método de montaje versátil que permite la obtención de imágenes a largo plazo del desarrollo posterior del cuerpo de embriones vivos de pez cebra sin perturbar el desarrollo normal.

Un método de montaje versátil para largo plazo de imágenes de Desarrollo de pez cebra

Se implementó una combinación de las técnicas de microscopía con largo excitación de fluorescencia de varios fotones de longitud de onda del láser ópticas avanzadas para capturar imágenes de alta resolución, tridimensionales en tiempo real de la migración de la cresta neural en Tg (sox10:EGFP) y los embriones de pez cebra de Tg (foxd3:GFP).

La proyección de imagen de lapso tiempo multi-Photon para visualizar el desarrollo en tiempo real: visualización de la migración de las células de cresta Neural en embriones de pez cebra

Aquí, presentamos una serie estandarizada de protocolos para observar el surco ocular superior, una estructura recientemente identificadas, conservadas evolutivamente en el ojo vertebrado. Con larvas de pez cebra, demostramos técnicas necesarias para identificar los factores que contribuyen a la formación y cierre del surco ocular superior.

Visualización del surco Ocular Superior durante la embriogénesis de Danio rerio

Este artículo describe un método para montar embriones frágiles de pez cebra para microscopía confocal de lapso de tiempo extendido. Este método de bajo costo es fácil de realizar utilizando platos regulares de microscopía de fondo de vidrio para obtener imágenes en cualquier microscopio invertido. El montaje se realiza en capas de agarosa a diferentes concentraciones.

Un método de montaje en capas para la microscopía confocal de lapso de tiempo extendido de embriones enteros de pez cebra

La imagen in vivo es una poderosa herramienta que se puede utilizar para investigar los mecanismos celulares subyacentes al desarrollo del sistema nervioso. Aquí describimos una técnica para el uso de la microscopía confocal de lapso de tiempo para visualizar un gran número de células etiquetadas en Brainbow multicolor en tiempo real dentro del sistema nervioso de pez cebra en desarrollo.

Visualización del cerebro en desarrollo en el pez cebra vivo mediante imágenes confocales de barco iris y lapso de tiempo

Este protocolo describe un enfoque para el etiquetado in toto y la imagen multidimensional del desarrollo temprano del ojo del pez cebra. Describimos el etiquetado, la incrustación y las imágenes de cuatro dimensiones (4D) utilizando microscopía confocal de barrido láser, y las consideraciones para optimizar la adquisición de conjuntos de datos para diseccionar los mecanismos de la morfogénesis de la copa óptica.

Imágenes en 4 dimensiones de la morfogénesis de la copa óptica del pez cebra

Aquí, se proporciona un protocolo para imágenes de lapso de tiempo de la morfogénesis ocular utilizando un microscopio de hoja de luz disponible comercialmente y una estación de trabajo de procesamiento de imágenes para analizar los datos resultantes. Este protocolo detalla los procedimientos para la anestesia embrionaria, la incrustación en agarosa a baja temperatura de fusión, la suspensión en la cámara de imágenes, la configuración de los parámetros de imagen y, finalmente, el análisis de...

Visualización de la morfogénesis ocular mediante microscopía de hoja de luz utilizando rx3:GFP Transgenic Zebrafish

Aprende a visualizar la migración de células de cresta neural en Danio rerio mediante microscopía confocal y fotoconversión de kaede. Este método permite estudiar el desarrollo craneofacial en tiempo real.

Visualización de Desarrollo Craneofacial en los SOX10: Kaede pez cebra transgénico Línea Usando Time-lapse microscopía confocal

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