Name: Un modelo in vitro para estudiar las respuestas inmunitarias de las células mononucleares de sangre periférica humana a la infección por el virus respiratorio sincitial humano (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-10T21:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Aprende a estudiar las respuestas inmunitarias de células mononucleares de sangre periférica humana frente a la infección por el virus respiratorio sincitial utilizando un modelo in vitro reproducible.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

RSV A2 fue amablemente proporcionado por el Dr. R. de Swart (Erasmus MC, Rotterdam, Países Bajos). MV y GF cuentan con el apoyo del consorcio Virgo, financiado por el proyecto número FES0908 del gobierno holandés, y por el proyecto número 050-060-452 de la Iniciativa Genómica de los Países Bajos (NGI). Los financiadores no tuvieron ningún papel en el diseño del estudio, la recopilación y el análisis de datos, la decisión de publicar o la preparación del manuscrito.

Nota:
Los experimentos con HRSV deben realizarse en una cabina de seguridad biológica dentro de un laboratorio de nivel de seguridad biológica 2. Recolecte todos los desechos virales y materiales que hayan estado en contacto con el virus para su eliminación adecuada debido a los riesgos biológicos.
Se deben tomar precauciones especiales al utilizar sangre humana que potencialmente esté infectada.
Es fundamental utilizar reactivos libres de endotoxinas en todos los protocolos.
1. Cultivo del HRSV A2
<ol>
	<li>Cultivar células HeLa o HEp-2 en medio DMEM + 10 % de suero de ternero fetal (STF) + 1 % de penicilina/estreptomicina (P/E) en un matraz de 175 cm²2 matraz de cultivo hasta que alcancen aproximadamente un 50 % de confluencia.</li>
	<li>Lavar las células tres veces con solución salina tamponada con fosfato a temperatura ambiente (PBS).</li>
	<li>Descongele un vial con el virus de la cepa inicial de HRSV a 37 °C en un baño de agua. Diluya el stock de virus de modo que la MOI sea 0,1 o inferior. Esto evitará la generación de partículas defectivas interferentes (DIPs). Diluya el stock de virus en 4 ml/frasco de medio de infección (DMEM + 1 % P/S) y añádalo a las células HeLa o HEp-2. Mantenga este volumen lo más bajo posible sin que las células se sequen. Cuanto menor sea el volumen, mayor será la tasa de infección.</li>
	<li>Incubar 2-4 h a 37 °C, 5% CO₂2Agite suavemente el matraz cada 15 minutos para redistribuir el medio.</li>
	<li>Retire el inóculo y lave una vez con PBS.</li>
	<li>Añada 15 ml de medio de cultivo (DMEM + 10% FCS + 1% P/S) e incube durante 3-5 días a 37 °C, 5% CO₂2. Observe las células mediante microscopía de campo claro normal para detectar cambios citopatológicos inducidos por el virus, por ejemplo formación de sincitios y muerte y células en suspensión</li>
	<li>Cuando aparezca citopatología, recolecte el HRSV raspando las células y reúna la suspensión viral en un tubo estéril de 50 ml. Vortexee la suspensión celular. El raspado y el vortexeo de las células liberan más partículas virales.</li>
	<li>Centrifugar la suspensión viral durante 10 min a temperatura ambiente a 1.800 x g para sedimentar los restos celulares. El HRSV en el sobrenadante no se sedimenta a esta velocidad y el sobrenadante puede utilizarse directamente para infectar múltiples matraces de 175 cm2 matraces o puede almacenarse a -80 °C como stock de siembra en alícuotas de 1 ml para uso futuro. Siempre congele rápidamente el HRSV en nitrógeno líquido para evitar la pérdida de partículas virales infecciosas.</li>
	<li>Como se indicó anteriormente, el inóculo preparado con el protocolo anterior se utiliza para infectar múltiples matraces de 175 cm2 frascos de cultivo. Repita el protocolo exacto para producir más virus para la purificación. Purifique hasta 180 ml de suspensión viral en un solo ciclo de ultracentrifugación.</li>
	<li>Cuando aparezca citopatología, coseche el HRSV raspando las células y recolecte el sobrenadante. Vortexe la suspensión viral. Centrifugue durante 10 min a temperatura ambiente a 1.800 x g para sedimentar los restos celulares. El HRSV presente en el sobrenadante no sedimenta a esta velocidad, por lo que el sobrenadante se alícuota en 15 ml por tubo de 50 ml. Congele rápidamente y almacene a -80 °C hasta la purificación.</li>
</ol>
2. Purificación de HRSV
Nota: Antes de usar un ultracentrífugo, tenga en cuenta que es un equipo potencialmente peligroso. Lea los manuales y realice la primera centrifugación ultracentrífuga bajo la supervisión de una persona con experiencia.
<ol>
	<li>Limpie los cubos de ultracentrífuga con etanol al 70 % y déjelos secar en una cabina de seguridad biológica.</li>
	<li>Coloque un tubo de centrífuga estéril en cada cubo.</li>
	<li>Prepare una solución de sacarosa al 30 % (p/v) en solución de PBS, esterilice por filtración (filtro de 0,2 μm) y añada 5 ml en el fondo de cada tubo de centrífuga. Para un protocolo más rápido, los tubos con la solución de sacarosa pueden congelarse. Asegúrese de mantenerlos estériles.</li>
	<li>Si la solución de sacarosa no fue congelada, añada cuidadosamente 30 ml de la solución de HRSV encima de la solución de sacarosa. Pipete lentamente para evitar perturbar la solución de sacarosa. Mantenga una clara delimitación. Si los tubos fueron congelados, vierta la suspensión viral encima de la solución de sacarosa congelada y luego déjela descongelar.</li>
	<li>Equilibre cuidadosamente los seis cubos de ultracentrífuga con PBS estéril. Coloque la balanza dentro de una cabina de flujo para mantener todo estéril. Llene los tubos hasta 3-5 mm por debajo del borde, de lo contrario los tubos de centrífuga podrían colapsar. Equilibre los cubos con una precisión de 0,1 g e incluya la tapa roscada, por si acaso las tapas no coinciden perfectamente.</li>
	<li>Centrifugue en la ultracentrífuga durante 1,5 h a 4 °C y 20.000 rcf.</li>
	<li>Retire cuidadosamente el tubo de centrífuga del cubo usando pinzas estériles. Las partículas virales habrán atravesado la capa de sacarosa y formarán un sedimento. Por el contrario, los factores solubles secretados por las células (por ejemplo, citocinas) permanecerán en solución. Incline el tubo de centrífuga para drenar todo el líquido. Déjelo boca abajo sobre una superficie estéril, por ejemplo, una placa de cultivo, para que se seque, pero sin dejar que el sedimento se seque completamente.</li>
	<li>Añada cuidadosamente 1 ml de solución salina equilibrada de Hank (HBSS) al sedimento e incline el tubo de centrífuga para drenar el HBSS. Vuelva a dejar secar el tubo boca abajo sobre una superficie estéril. No permita que el sedimento se seque completamente.</li>
	<li>Reconstituya el sedimento en 1 ml de HBSS pipeteando hacia arriba y hacia abajo 40 veces. Trate de evitar la formación de burbujas de aire, ya que esto podría destruir el virus.</li>
	<li>Aliquote el virus, congélelo rápidamente en nitrógeno líquido y almacénelo a -80 °C hasta su uso posterior. Utilice un nuevo alícuota de virus para cada experimento, ya que los ciclos repetidos de congelación-descongelación reducirán el título infeccioso. Al descongelar, siempre hágalo a 37 °C, ya que el HRSV es menos estable entre -20 y 15 °C.</li>
</ol>
3. Cuantificación del HRSV
Nota: Para garantizar datos reproducibles, repita la cuantificación al menos 3 veces por duplicado.
3.1. Infección de células A549
<ol>
	<li>Cultivar células A549 en una placa de 24 pocillos hasta alcanzar confluencia.</li>
	<li>Lavar las células A549 dos veces con 1 ml de PBS a temperatura ambiente.</li>
	<li>Preparar diluciones seriadas 5 veces de HRSV en medio con suero reducido. Añadir 100 μl del virus diluido a ambos pocillos. Realizar un mínimo de 4 diluciones (por ejemplo: 4, 20, 100 y 500 veces). Incluir dos pocillos adicionales infectados con la mayor dosis de virus (que se utilizarán para el control de isotipo) e incluir dos pocillos mock infectados.</li>
	<li>Incubar las células durante 2 h a 5 % de CO2 y 37 °C. Agitar suavemente la placa de 24 pocillos cada 15 min para evitar que se seque.</li>
	<li>Eliminar la suspensión de virus y lavar las células una vez con 1 ml de PBS a temperatura ambiente.</li>
	<li>Preparar albúmina sérica bovina (BSA) al 4 % (p/v) en medio con suero reducido. Filtrar y esterilizar (filtro de 0,2 μm) y añadir 500 μl a cada pocillo.</li>
	<li>Incubar a 5 % de CO2 y 37 °C durante 22 h.</li>
</ol>
3.2. Preparación para FACS
<ol>
	<li>Retire el medio y lave las células una vez con 1 ml de PBS a temperatura ambiente.</li>
	<li>Añada 200 μl de tripsina precalentada (37 °C) a cada pocillo e incube durante 10 min a 37 °C, 5 % CO2.</li>
	<li>Revise las células bajo el microscopio para verificar su desprendimiento. Si las células están desprendidas, añada 800 μl de DMEM + 10 % FCS + 1 % P/S para neutralizar la tripsina. Re_suspenda las células.</li>
	<li>Transfiera las células a una placa de 96 pocillos cónica, no tratada para cultivo de tejidos. Centrifugue durante 5 min a 400 x g a temperatura ambiente. Re_suspenda los sedimentos en 200 μl de PBS frío.</li>
	<li>Centrifugue durante 5 min a 400 x g a 4 °C. Deseche el sobrenadante y re_suspenda en 200 μl de PBS frío.</li>
	<li>Centrifugue durante 5 min a 400 x g a 4 °C. Deseche el sobrenadante y re_suspenda en 150 μl de acetona al 80 %, enfriada con hielo.</li>
	<li>Fije las células a temperatura ambiente durante 15 min.</li>
	<li>Centrifugue durante 5 min a 400 x g a 4 °C. Deseche el sobrenadante y re_suspenda en 200 μl de PBS frío + 0,1 % BSA.</li>
	<li>Centrifugue durante 5 min a 400 x g a 4 °C. Deseche el sobrenadante y re_suspenda en 50 μl de anti-NP-RSV-FITC (diluido 1:50 en PBS + 1 % BSA) o en 50 μl de IgG2 anti ratón-FITC (este es un control de isotipo; por lo tanto, use la misma concentración de anticuerpo).</li>
	<li>Para el resto del protocolo, mantenga los tubos en la oscuridad. Incube al menos 1 h a 4 °C, aunque puede prolongarse hasta toda la noche.</li>
	<li>Añada 150 μl de PBS frío + 0,1 % BSA.</li>
	<li>Centrifugue durante 5 min a 400 x g a 4 °C. Deseche el sobrenadante y re_suspenda en 200 μl de PBS frío + 0,1 % BSA.</li>
	<li>Centrifugue durante 5 min a 400 x g a 4 °C. Deseche el sobrenadante y re_suspenda en 200 μl de PBS frío + 0,1 % BSA. Mantenga la placa sobre hielo y en la oscuridad hasta la medición por citometría de flujo (FACS).</li>
	<li>Mida las células infectadas en un citómetro de flujo.</li>
</ol>
3.3. Cálculo de FITC-50
<ol>
	<li>Utilice un programa de análisis de citometría de flujo para establecer el punto de corte usando el control negativo (control de isotipo). Utilice el tipo de gráfico Pseudocolor. Dibuje una puerta cuadrante, donde las células positivas se encuentren en el cuadrante Q3. El porcentaje de falsos positivos debe ser inferior al 0,2 % en ambos controles de isotipo.</li>
	<li>Exporte los datos a un programa de hojas de cálculo y prepare una tabla con el porcentaje de células FITC+ para cada dilución. Reste el valor promedio de falsos positivos (determinado mediante el control de isotipo) a cada valor correspondiente a cada experimento.</li>
	<li>Abra un nuevo archivo (dispersión XY, una columna X y múltiples columnas Y) en un programa estadístico. Copie los datos a este programa: X = dilución, Y = % de células infectadas, n = 3; utilice el promedio de dos mediciones para cada dilución. Realice una regresión no lineal con análisis estadístico de decaimiento exponencial de una fase. Verifique si la curva se ajusta a los puntos de datos; si no es así, elija un análisis estadístico diferente.</li>
	<li>Copie la ecuación de la curva y los valores correspondientes a la ecuación en un programa de hojas de cálculo. Calcule el valor de X cuando Y = 50 %. Determine entonces el valor FITC-50 calculando las Partículas Infecciosas Detectadas por FITC/ml (FIP/ml) en la dilución en la que se presenta una infección del 50 %, utilizando la siguiente ecuación: 
	<img alt="Fórmula de cálculo de FITC50; diagrama que ilustra la ecuación de medición de intensidad de fluorescencia." fo:src="/files/ftp_upload/50766/50766eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50766/50766eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Ecuación 1"> 
	A = número promedio de células A549 por pocillo 
	B = μl de virus por pocillo utilizados para la infección 
	C = dilución en la que se presenta el 50 % de infección</li>
</ol>
4. Aislamiento de células mononucleares de sangre periférica (PBMC) a partir de sangre de voluntarios sanos
<ol>
	<li>Extraiga sangre venosa en tubos de 10 ml con EDTA de voluntarios sanos tras obtener su consentimiento informado. Un volumen de 10 ml de sangre producirá aproximadamente 107 PBMCs.</li>
	<li>A partir de ahora, trabaje de forma estéril en una cabina de flujo laminar.</li>
	<li>Diluya la sangre 2 veces con PBS a temperatura ambiente en un tubo de 50 ml. Por cada tubo de 50 ml, se puede usar un volumen total máximo de 35 ml de sangre diluida.</li>
	<li>Tome una jeringa estéril de 50 ml y coloque una aguja Luer lock esterilizada. Aspire medio de gradiente de densidad en la jeringa. Coloque la aguja en el fondo de un tubo con sangre diluida y pipetee cuidadosamente 15 ml de medio de gradiente de densidad debajo de la sangre diluida. Mantenga una delimitación clara entre el medio de gradiente de densidad y la sangre.</li>
	<li>Centrifugue a 800 x g durante 20 min a temperatura ambiente, con aceleración en 9 (máxima) y sin freno. Después del uso, configure la temperatura de la centrífuga a 4 °C.</li>
	<li>La centrifugación en gradiente de densidad dará como resultado múltiples capas. En el fondo se encuentra un sedimento con eritrocitos, con una capa plateada encima que contiene los neutrófilos. La capa clara por encima de este sedimento contiene el medio de gradiente de densidad. Una capa delgada entre el medio de gradiente de densidad y la capa superior de plasma sanguíneo contiene los PBMCs.</li>
	<li>Recopile cuidadosamente los PBMCs con una pipeta de Pasteur y transfiera las células a un tubo nuevo de 50 ml. A partir de ahora, mantenga los PBMCs sobre hielo y use PBS frío con hielo. Añada PBS frío con hielo hasta un volumen de 50 ml y centrifugue a 400 x g durante 10 min a 4 °C (con el freno ajustado en 9).</li>
	<li>Deseche el sobrenadante por aspiración, resuspenda el sedimento en 50 ml de PBS frío con hielo y centrifugue a 400 x g durante 10 min a 4 °C; repita el proceso 2 veces.</li>
	<li>Tras desechar el sobrenadante, añada 1 ml de medio frío con hielo (RPMI + 1% P/S) y cuente las células utilizando una cámara de recuento.</li>
	<li>Ajuste la concentración celular a 5 x 106 PBMCs/ml.</li>
</ol>
5. Estimulación de PBMC con HRSV vivo
<ol>
	<li>Prepare un montaje del experimento; incluya réplicas experimentales para cada condición.</li>
	<li>Diluya todos los estímulos necesarios en medio (RPMI + 1% P/S). Tenga en cuenta que el volumen final por pocillo será de 200 μl. Se añadirán 50 μl de estímulos, por lo que debe preparar soluciones madre de estimulación 4 veces más concentradas.</li>
	<li>Añada 100 μl de la suspensión celular mencionada anteriormente a cada pocillo de una placa de 96 pocillos de fondo redondo (5 x 105 PBMC/pocillo).</li>
	<li>Añada 50 μl de los estímulos diluidos a cada pocillo. Es posible añadir dos estímulos diferentes, lo que da un volumen total de 200 μl. Si solo se necesita un estímulo, ajuste el volumen a 200 μl con medio.</li>
	<li>Incube la placa de 96 pocillos durante el período de incubación requerido a 37 °C en una incubadora con 5% de CO2. Para la mayoría de las citocinas, un periodo de incubación de 24 horas será suficiente.</li>
</ol>
6. Lectura de la estimulación
<ol>
	<li>Después del período de incubación, centrifugar la placa de 96 pocillos durante 5 min a temperatura ambiente a 450 x g para recoger las células en el fondo.</li>
	<li>Recoger el sobrenadante (tomar un volumen máximo de 180 μl) y almacenarlo para el análisis posterior de citocinas (-20 °C) o para la producción de virus (-80 °C).</li>
	<li>Los PBMC estimulados que están presentes en el sedimento pueden analizarse mediante qPCR o blot de Western añadiendo tampón de lisis, o alternativamente, los PBMC pueden teñirse para el análisis por citometría de flujo.</li>
</ol>

<ol><li>Nair, H., Nokes, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+burden+of+acute+lower+respiratory+infections+due+to+respiratory+syncytial+virus+in+young+children%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Global burden of acute lower respiratory infections due to respiratory syncytial virus in young children: a systematic review and meta-analysis.</a> Lancet. 375, 1545-1555 (2010).</li>
<li>Falsey, A. R., Hennessey, P. A., Formica, M. A., Cox, C., Walsh, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+syncytial+virus+infection+in+elderly+and+high-risk+adults%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Eng.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Respiratory syncytial virus infection in elderly and high-risk adults.</a> N. Eng. J. Med. , 352-1749 (2005).</li>
<li>Openshaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antiviral+Immune+Responses+and+Lung+Inflammation+after+Respiratory+Syncytial+Virus+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Am.+Thorac.+Soc%22%5BJournal%5D)">Antiviral Immune Responses and Lung Inflammation after Respiratory Syncytial Virus Infection.</a> Proc. Am. Thorac. Soc. 2 (2), 121-125 (2005).</li>
<li>Openshaw, P. J., Tregoning, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immune+responses+and+disease+enhancement+during+respiratory+syncytial+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Microbio.+Rev%22%5BJournal%5D)">Immune responses and disease enhancement during respiratory syncytial virus infection.</a> Clin. Microbio. Rev. 18 (3), 541-555 (2005).</li>
<li>Villenave, R., Thavagnanam, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+modeling+of+respiratory+syncytial+virus+infection+of+pediatric+bronchial+epithelium%2C+the+primary+target+of+infection+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">In vitro modeling of respiratory syncytial virus infection of pediatric bronchial epithelium, the primary target of infection in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109 (13), 5040-5045 (2012).</li>
<li>Tulic, M. K., Hurrelbrink, R. J., Prêle, C. M., Laing, I. A., Upham, J. W., Le Souef, P., Sly, P. D., Holt, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TLR4+polymorphisms+mediate+impaired+responses+to+respiratory+syncytial+virus+and+lipopolysaccharide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">TLR4 polymorphisms mediate impaired responses to respiratory syncytial virus and lipopolysaccharide.</a> J. Immunol. 179 (1), 132-140 (2007).</li>
<li>Vissers, M., Remijn, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+syncytial+virus+infection+augments+NOD2+signaling+in+an+IFN-%CE%B2-dependent+manner+in+human+primary+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Respiratory syncytial virus infection augments NOD2 signaling in an IFN-β-dependent manner in human primary cells.</a> Eur. J. Immunol. 42 (10), 2727-2735 (2012).</li>
<li>Cherukuri, A., Patton, K., Gasser, R. A. Jr, Zuo, F., Woo, J., Esser, M. T., Tang, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adults+65+years+old+and+older+have+reduced+number+of+functional+memory+T+cells+to+respiratory+syncytial+virus+fusion+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Vacc.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Adults 65 years old and older have reduced number of functional memory T cells to respiratory syncytial virus fusion protein.</a> Clin. Vacc. Immunol. 20 (2), 239-247 (2013).</li>
<li>Shafique, M., Wilschut, J., de Haan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+mucosal+and+systemic+immunity+against+respiratory+syncytial+virus+by+inactivated+virus+supplemented+with+TLR9+and+NOD2+ligands%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Induction of mucosal and systemic immunity against respiratory syncytial virus by inactivated virus supplemented with TLR9 and NOD2 ligands.</a> Vaccine. 30, 597-606 (2012).</li>
<li>Kwilas, S., Liesman, R. M., Zhang, L., Walsh, E., Pickles, R. J., Peeples, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+syncytial+virus+grown+in+Vero+cells+contains+a+truncated+attachment+protein+that+alters+its+infectivity+and+dependence+on+glycosaminoglycans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Respiratory syncytial virus grown in Vero cells contains a truncated attachment protein that alters its infectivity and dependence on glycosaminoglycans.</a> J. Virol. 83 (20), 10710-10718 (2009).</li>
<li>Treuhaft, M. W., Beem, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+interfering+particles+of+respiratory+syncytial+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">Defective interfering particles of respiratory syncytial virus.</a> Infect. Immun. 37 (2), 439-444 (1982).</li>
<li>Korns Johnson, D., Homann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+and+improved+quantification+of+lymphocytic+choriomeningitis+virus+%28LCMV%29+titers+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Accelerated and improved quantification of lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV) titers by flow cytometry.</a> PLoS One. 7 (5), e37337(2012).</li>
<li>Wurfel, M. M., Park, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+high+and+low+responders+to+lipopolysaccharide+in+normal+subjects%3A+an+unbiased+approach+to+identify+modulators+of+innate+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Identification of high and low responders to lipopolysaccharide in normal subjects: an unbiased approach to identify modulators of innate immunity.</a> J. Immunol. 175 (4), 2570-2578 (2005).</li>
<li>Kimpen, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+syncytial+virus+and+asthma.+The+role+of+monocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Respiratory syncytial virus and asthma. The role of monocytes.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 163, 7-9 (2001).</li>
<li>Wang, S. Z., Forsyth, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interaction+of+neutrophils+with+respiratory+epithelial+cells+in+viral+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Respirology%22%5BJournal%5D)">The interaction of neutrophils with respiratory epithelial cells in viral infection.</a> Respirology. 5 (1), 1-10 (2000).</li>
<li>San-Juan-Vergara, H., Sampayo-Escobar, V., Reyes, N., Cha, B., Pacheco-Lugo, L., Wong, T., Peeples, M. E., Collins, P. L., Castano, M. E., Mohapatra, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholesterol-rich+microdomains+as+docking+platforms+for+respiratory+syncytial+virus+in+normal+human+bronchial+epithelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Cholesterol-rich microdomains as docking platforms for respiratory syncytial virus in normal human bronchial epithelial cells.</a> J. Virol. 86 (3), 1832-1843 (2012).</li>
<li>Davidson, D., Zaytseva, A., Miskolci, V., Castro-Alcaraz, S., Vancurova, I., Patel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profile+of+endotoxin-stimulated+leukocytes+of+term+new+born%3A+control+of+cytokine+gene+expression+by+interleukin-10%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Gene expression profile of endotoxin-stimulated leukocytes of term new born: control of cytokine gene expression by interleukin-10.</a> Plos One. 8 (1), e53641(2013).</li>
</ol>

No tenemos nada que revelar.

En este estudio, demostramos que la infección de PBMC con HRSV es un sistema modelo rápido y confiable en el que se pueden estudiar las vías inflamatorias. Para estimular las PBMC, se debe preparar y cuantificar una acción de HRSV.
Múltiples líneas celulares son susceptibles a la infección por HRSV. Las líneas celulares más utilizadas para el cultivo de HRSV son las células HEp-2, HeLa y Vero. Sin embargo, no recomendaríamos el uso de células Vero para el cultivo del HRSV porque se ha demostra...

El Virus Respiratorio Sincitial Humano (HRSV) es la causa más común de infecciones del tracto respiratorio inferior en niños. Cada año, más de 33 millones de niños menores de cinco años se infectan con el virus del virus de la influenza humana, lo que provoca más de tres millones de hospitalizaciones y casi 200.000muertes. Un creciente cuerpo de evidencia sugiere que el HRSV también representa una amenaza significativa para los ancianos y adultos con enfermedades crónicas subyacentes2.
La mayoría de las infecciones por HRSV en niños pequeños se presentan con síntomas leves, comparables a los del resfriado común, y no requieren intervención clínica. Sin embargo, una pequeña proporción de pacientes requieren hospitalización y ventilación mecánica debido a una bronquiolitis grave.
Parte de la patogenia de la enfermedad por HRSV es la respuesta inmune excesivamente exuberante e inadecuada del huésped a la infección3,4. Esto se ilustra con varias observaciones. El período de máxima enfermedad suele estar precedido por el pico de infección viral y coincide mejor con la infiltración celular de los tejidos infectados y la liberación de citocinas inflamatorias3. Otra línea de evidencia proviene de los ensayos de HRSV INACTIVADO CON FORMALINA (FI-RSV) en la década de 1960. En lugar de inducir protección en los lactantes pequeños, la vacuna dio lugar a una respuesta inmunitaria exagerada que dio lugar a una mayor enfermedad respiratoria y a una mayor morbilidad y mortalidad.
Se han desarrollado varios modelos para estudiar la patogénesis de las infecciones por HRSV. Las líneas celulares continuas, como HEp-2 y A549, se han utilizado ampliamente para estudiar la infección por HRSV in vitro. Las células epiteliales son los principales objetivos de la infección por HRSV5, por lo que se ha prestado mucha atención a estos tipos de células. Sin embargo, la situación in vivo es mucho más compleja y no se limita a un tipo de célula. Con el fin de examinar estas complejas interacciones, se han desarrollado varios modelos de infección animal para estudiar la patogénesis del HRSV. Hasta ahora, se han empleado dos estrategias diferentes, centrándose en modelos heterólogos (no humanos) y en modelos de neumovirus del huésped afines. Ejemplos de modelos heterólogos para el HRSV incluyen chimpancés, ovejas, ratas de algodón y ratones. La infección por VRS en su huésped natural se ha estudiado en bovinos y ratones, utilizando VRS bovino y neumovirus, respectivamente.
Si bien cada uno de estos modelos ha proporcionado información importante sobre la patogénesis de la enfermedad, el HRSV está altamente adaptado a los humanos. Por lo tanto, como complemento a las líneas celulares y modelos animales utilizados actualmente, proponemos utilizar PBMCs primarias humanas como modelo para la estimulación con HRSV. Las PBMC humanas se pueden obtener de una variedad de individuos para abordar preguntas de investigación específicas, incluidos niños pequeños6, personas inmunodeprimidas, así como adultos sanos7 o personas ancianas8. Las PBMC se pueden utilizar para estudiar los aspectos innatos de la infección, así como la respuesta adaptativa al virus. Las vías inflamatorias activadas importantes para la patogénesis de la enfermedad por HRSV pueden estudiarse a nivel de ARNm y proteínas. Además, la infección viral de (subconjuntos de) células inmunitarias se puede determinar mediante citometría de flujo. Hemos utilizado este modelo previamente para identificar los efectos sinérgicos de la infección por HRSV junto con el ligando bacteriano dipéptido de muramilo (MDP) en la inducción de citocinas proinflamatorias7. Proponemos utilizar la estimulación del HRSV de las PBMC primarias humanas como un modelo in vitro robusto, fácil y rápido para estudiar las vías inflamatorias implicadas en la patogénesis de la enfermedad por HRSV.

<table><tbody><tr><td colspan="4"><fuerte>Reactivo</fuerte></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Lonza</td><td>BE17-516F</td><td>PBS sin Ca2+ Mg2+ o rojo fenol</td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Invitrogen</td><td>14025-100</td><td>HBSS, Calcio, Magnesio, sin Fenol Rojo</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>31966-047</td><td>DMEM, Alto Glucosa, GlutaMAX, Piruvato</td></tr><tr><td>RPMI</td><td>Invitrogen</td><td>72400054</td><td>RPMI 1640 Medium, GlutaMAX, HEPES</td></tr><tr><td>Reduced Serum Medium (Opti-MEM)</td><td>Invitrogen</td><td>51985-026</td><td>Opti-MEM I Reduced Serum Medium, GlutaMAX</td></tr><tr><td>FCS</td><td>Greiner Bio-one</td><td></td><td>FBS (Fetal Bovine Serum)</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7030</td><td>Albúmina de suero bovino</td></tr><tr><td>P/S</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td>Penicilina-Estreptomicina,</td></tr><tr><td>tripsina</td> líquida <td>Invitrogen</td><td>25300-054</td><td>0.05% Tripsina-EDTA (1x), Fenol Rojo</td></tr><tr><td>Células HeLa</td><td>Células ATCC</td><td>CCL-2</td><td></td></tr><tr><td>A549</td><td>ATCC</td><td>CCL-185</td><td></td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7903</td><td>Sacarosa BioXtra, &ge; 99,5%</td></tr><tr><td>IgG2 anti-ratón-FITC</td><td>BD Pharmingen</td><td>555057</td><td>Ms IgG2b K Control de isotipos FITC</td></tr><tr><td>Anti-NP-RSV-FITC</td><td>Abcam</td><td>ab25849</td><td>Anticuerpo anti-virus respiratorio sincitial [671] (FITC)</td></tr><tr><td>Medio de gradiente de densidad (Lymphoprep)</td><td>Tubos de</td><td>1114545</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Axis-Shield BD Biosciences</td><td>367525</td><td></td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Merck Millipore</td><td>1000141000</td><td>Acetona para análisis</td></tr><tr><td colspan="4"><fuerte>Material </fuerte></td></tr><tr><td>Tubos centrífugos</td><td>Beckman Coulter</td><td>326823</td><td>Pared fina, Polialómero, 38,5 ml, 25 mm x 89 mm</td></tr><tr><td>Rotor SureSpin 630 con cubos de 36 ml</td><td>Sorvall</td><td>79368</td><td>Cuchara oscilante rotor de titanio</td></tr><tr><td>Sorvall WX80 Ultracentrífuga Sorvall</td><td></td><td>46900</td><td></td></tr><tr><td>CB 150l CO2</td><td>Aglutinante</td><td></td><td></td> de incubadora</tr></tbody></table>

un modelo in vitro para estudiar las respuestas inmunitarias de las células mononucleares de sangre periférica humana a la infección por el virus respiratorio sincitial humano

An In vitro Model to Study Immune Responses of Human Peripheral Blood Mononuclear Cells to Human Respiratory Syncytial Virus Infection

Las infecciones por el virus respiratorio sincitial humano (HRSV) presentan un amplio espectro de gravedad de la enfermedad, que va desde infecciones leves hasta bronquiolitis potencialmente mortal. Una parte importante de la patogénesis de la enfermedad grave es una respuesta inmunitaria mejorada que conduce a la inmunopatología.	Aquí, describimos un protocolo utilizado para investigar la respuesta inmunitaria de las células inmunitarias humanas a una infección por HRSV. En primer lugar, describimos los métodos utilizados para el cultivo, la purificación y la cuantificación del HRSV. Posteriormente, describimos un modelo humano in vitro en el que se estimulan células mononucleares de sangre periférica (PBMCs) con HRSV vivo. Este sistema modelo se puede utilizar para estudiar múltiples parámetros que pueden contribuir a la gravedad de la enfermedad, incluida la respuesta inmunitaria innata y adaptativa. Estas respuestas se pueden medir a nivel transcripcional y traslacional. Además, la infección viral de las células se puede medir fácilmente mediante citometría de flujo. En conjunto, la estimulación de PBMC con HRSV vivo proporciona un sistema modelo rápido y reproducible para examinar los mecanismos implicados en la enfermedad inducida por HRSV.

El método de cultivo y purificación de HRSV A2 descrito aquí proporcionará un rendimiento entre 2 x 107 y 2 x 108 partículas virales infecciosas cuantificadas por FITC-50/ml. Los resultados del análisis microscópico, en el que se contaron células infectadas teñidas con FITC (resultados no mostrados), se compararon con los resultados de la cuantificación mediante FACS (Figura 1). Ambos métodos arrojaron títulos similares, aunque el método de FACS presentó una desviación estándar much...

El virus respiratorio sincitial humano (HRSV) puede causar bronquiolitis grave en lactantes pequeños. Parte de la patogenia de la enfermedad grave por HRSV es causada por la respuesta inmunitaria del huésped. La estimulación de las células inmunitarias humanas primarias con HRSV proporciona un sistema modelo rápido y reproducible para estudiar la activación de las vías inflamatorias y la infección.

Un modelo in vitro para estudiar las respuestas inmunitarias de las células mononucleares de sangre periférica humana a la infección por el virus respiratorio sincitial humano

Human respiratory syncytial  virus (HRSV) infections present a broad spectrum of disease severity, ranging  from mild infections to life-threatening ...

El objetivo general de este procedimiento es estudiar la respuesta de las células inmunitarias humanas a la infección por el virus respiratorio sincitial o VRS. Esto se logra primero cultivando una cepa infecciosa del VRS en células HEp-2. En el segundo paso, la cepa cultivada del VRS se purifica mediante ultracentrifugación.A continuación, las células inmunitarias sanguíneas primarias humanas se aíslan mediante centrifugación por densidad. En la etapa final, las células inmunitarias aisladas se estimulan con el virus. En última instancia, la respuesta inmunitaria celular frente a la infección por VSR se puede evaluar mediante ELIZA QPCR o citometría de flujo.Esta técnica constituye un valioso aporte para el estudio de infecciones virales del sistema respiratorio en sitio. El VSR es altamente adaptativo a los seres humanos. Por lo tanto, es importante utilizar células inmunitarias humanas para estudiar las vías inflamatorias implicadas en la patogénesis del virus.Aunque el virus utilizado en este video es el VSR, este método también se puede adaptar fácilmente para estudiar otros virus, como el virus de la influenza o el rinovirus. Comience calentando un vial del stock de siembra de VSR humano en un baño de agua a 37 grados Celsius. Una vez que el virus se haya descongelado, diluya el stock en alícuotas de cuatro mililitros de medio de infección por frasco.Manteniendo la MOI en 0,1 o inferior, agregue el virus a las células Heli con el menor volumen total posible sin que las células se sequen. Luego, incube los cultivos durante dos a cuatro horas a 37 grados Celsius y 5 %CO2, agitando suavemente el frasco cada 15 minutos para redistribuir el medio. A continuación, retire el inóculo y lave las células una vez con PBS.Luego, agregue 15 mililitros de medio de cultivo a los frascos e incúbelos durante tres a cinco días bajo las mismas condiciones de cultivo. Observe las células una vez al día, todos los días, mediante microscopía de campo brillante normal para detectar cambios citopatológicos inducidos por el virus. Cuando se observen estos cambios, raspe las células para recolectar el VSR y luego recopile la suspensión en un tubo estéril de 50 mililitros, cortexe las células y centrifúguelas durante 10 minutos a 1800 Gs y temperatura ambiente para obtener un sedimento de los restos celulares.El VSR no forma un precipitado a esta velocidad, por lo tanto, el sobrenadante se puede almacenar a menos 80 grados Celsius como stock de siembra en un mililitro. Los alícuotas para uso futuro siempre deben congelarse rápidamente en nitrógeno líquido para prevenir la pérdida de partículas virales infecciosas. Para purificar el VSR, comience colocando un tubo de centrífuga estéril en cada cubeta de una ultracentrífuga.Luego, agregue cinco mililitros de solución de sacarosa recién preparada y filtrada estérilmente en la parte inferior de cada tubo. A continuación, agregue muy lentamente 30 mililitros de la solución de VSR encima de la solución de sacarosa, teniendo cuidado de no perturbar la solución de sacarosa y de mantener las capas bien definidas. Luego, en una cabina de flujo laminar para mantener la esterilidad, equilibre cuidadosamente los seis cubos de ultracentrifugación con PBS estéril hasta que su peso sea igual con una diferencia máxima de 0,1 gramos entre ellos, incluyendo las tapas. Centrifugue el virus durante 1,5 horas a 20.000 RCF y 4 grados Celsius.Luego, cuando finalice la centrifugación, utilice una pinza estéril para retirar cuidadosamente los tubos de centrifuga de los portamuestras. Las partículas virales habrán atravesado la capa de sacarosa para formar un precipitado. Incline los tubos de centrifuga sobre un frasco para residuos virales y deje que el tubo escurra boca abajo sobre una superficie estéril.No permita que el pellet se seque por completo. A continuación, deje cuidadosamente que un mililitro de HPSS pase sobre el pellet e incline nuevamente el tubo de centrífuga para drenar el HPSS. Luego, gire el tubo boca abajo nuevamente, teniendo cuidado de evitar que el pellet se seque.Ahora, resuspenda el precipitado 40 veces en otro mililitro de HBSS, teniendo cuidado de evitar la formación de burbujas, ya que estas pueden destruir el virus. Luego, congele rápidamente alícuotas del virus en nitrógeno líquido. Almacene el virus a menos 80 grados Celsius hasta su cuantificación y uso posterior. Después de obtener sangre en tubos de 10 mililitros con EDTA de voluntarios sanos, diluya la sangre con PBS a temperatura ambiente hasta dos veces, con un máximo de 35 mililitros de sangre diluida en un tubo de 50 mililitros.A continuación, coloque una aguja estéril con bloqueo de cebo en una jeringa estéril de 50 mililitros y aspire luego el medio de gradiente de densidad hacia la jeringa. Coloque la aguja en el fondo del tubo de sangre diluida e introduzca cuidadosamente 15 mililitros de medio de gradiente de densidad por debajo de la sangre, manteniendo una delimitación nítida entre el gradiente de densidad y la sangre. Ahora, separe las células durante 20 minutos a 800 GS a temperatura ambiente, con aceleración máxima y sin frenado. Tras la separación, los eritrocitos se encuentran en el sedimento en el fondo del tubo, con una capa plateada de neutrófilos encima.La capa clara sobre el sedimento contiene el medio de gradiente de densidad y la capa delgada entre el medio de gradiente de densidad y la capa superior de plasma sanguíneo contiene los pbmc. Utilice una pipeta Pasteur para recolectar cuidadosamente los pbmc, luego transfiera las células a un nuevo tubo de 50 mililitros sobre hielo. Añada PBS frío con hielo hasta un volumen de 50 mililitros y sediméntese las células cuando finalice la centrifugación.Aspire el sobrenadante y lave el sedimento con 50 mililitros de PBS frío dos veces; después del segundo lavado, agregue un mililitro de medio frío al sedimento, cuente las células y ajuste la concentración celular a cinco por 10 a la seis pbmc por mililitro. Para estimular los pbmc con RSV vivo primero, agregue 100 microlitros de pbmc a cada pocillo de una placa de fondo redondo de 96 pocillos. Luego agregue 50 microlitros de dos estímulos recién diluidos a cada uno.Incube bien la placa durante 24 horas a 37 grados Celsius y 5 %CO2, luego centrifugue la placa y recoja el sobrenadante para su análisis posterior mediante ELISA. Las PBMC estimuladas en el sedimento pueden analizarse mediante QPCR o teñirse para citometría de flujo. Al realizar el experimento de estimulación A-P-B-M-C, se recomienda el método de fraccionamiento de estímulos junto con este procedimiento.Las condiciones se dividen en condiciones de estímulos estándar, como RPMI o VSR humano, y condiciones con fracciones de prueba, como mial, dipéptido o LPS. Es importante destacar que en cada experimento siempre se incluye un control negativo, como RPMI solo, y un control positivo, como LPS. Tras 24 horas de estimulación con VSR, diferentes poblaciones de PBMC muestran una tasa de infección dependiente de la dosis y una diferencia en la eficiencia de infección por VSR. Tras 24 horas de estimulación con el virus, el análisis por qPCR de los PBMC para la expresión de TNF alfa o interferón gamma demuestra que el VSR induce una marcada sobreexpresión en la transcripción de estas dos citocinas inflamatorias. Por el contrario, la estimulación con miam, dipéptido o LPS resulta únicamente en una expresión débil de ARNm.Cuando los BMC de p se estimulan con RSV y el dipéptido MIAL juntos, se observa una potente regulación positiva sinérgica. Los pbmc estimulados también se analizaron en cuanto a su producción de TNF alfa o interferón gamma mediante ELIZA. En contraste con las observaciones a nivel transcripcional, RSV es un pobre inductor de la secreción de proteínas de TNF alfa e interferón gamma; la estimulación con el dipéptido MIAM induce la producción de pequeñas cantidades de TNF alfa y ninguna de interferón gamma.De forma similar a los análisis transcripcionales, tanto el TNF alfa como el interferón gamma muestran una regulación positiva sinérgica cuando se estimulan conjuntamente con RSV y el dipéptido MIAM como control para determinar si la inducción de citocinas depende de la replicación del RSV. Los PBMC se estimularon con RSV vivo o inactivado con beta-propiolactona, tal como se ilustra en las gráficas; tanto el RSV vivo como el inactivado indujeron la producción de citocinas proinflamatorias. No olvide que los experimentos con RSV deben realizarse dentro de una cabina de seguridad biológica en un laboratorio de nivel de seguridad biológica 2.Además, es fundamental recordar, al intentar este método, utilizar reactivos y materiales libres de endotoxinas durante todo el procedimiento. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo estimular los PBMC humanos con el VSR y de varios ensayos que pueden utilizarse para analizar la respuesta inmunitaria.

an-vitro-model-to-study-immune-responses-human-peripheral-blood

Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Un modelo in vitro para estudiar las respuestas inmunes de las células mononucleares de sangre periférica humana a la infección por el virus sincitial respiratorio humano

Este método permite la caracterización de bacterias extendido co-cultivo con EpiAirways, principal tejido humano respiratorias epiteliales cultivadas en la interfase aire-líquido, un biológicamente...

Utilización del modelo de EpiAirway para la caracterización de largo plazo Interacciones Huésped-Patógeno

Este video muestra una técnica in vitro para estimular linfocitos a través de Haemophilus influenzae (NTHi) no tipificable y para evaluar la respuesta inmune. La incubación de células mononucleares aisladas de sangre periférica (PBMC) con NTHi hace que las células bacterianas estimulen los linfocitos T, lo que conduce a la producción de citocinas. Al inhibir la secreción de citocinas, se realiza una tinción de inmunofluorescencia para detectar las citocinas intracelulares acumuladas en los...

Una técnica in vitro para estimular linfocitos a través de bacterias patógenas

Este video muestra la infección ex vivo del tejido de la mucosa uterina humana con el virus de la inmunodeficiencia humana tipo 1, VIH-1, y su mantenimiento en la parte superior de esponjas de gelatina en la interfaz aire-líquido. Este método permite monitorear la replicación y patogénesis del VIH-1 dentro de los tejidos humanos.

Un modelo de infección de la mucosa cervical humana para estudiar la patogénesis del VIH en condiciones ex vivo

Este video muestra un ensayo para medir anticuerpos neutralizantes contra el virus respiratorio sincitial (VRS). La preincubación con suero que contiene anticuerpos neutralizantes del VRS neutraliza las partículas del virus, reduciendo la infección celular y la formación de placa. A continuación, las células infectadas por el virus se someten a fijación y bloqueo y marcaje de anticuerpos conjugados con fluoróforos para la visualización de la placa. Este proceso permite la identificación de la...

Ensayo para medir el título de anticuerpos neutralizantes específico para el virus respiratorio sincitial

Este video muestra una técnica in vitro para identificar células inmunitarias que residen en pulmones murinos. Después de aislar las células inmunitarias diana del tejido pulmonar murino, se marcan en la superficie utilizando un cóctel de anticuerpos marcados con fluoróforos contra marcadores específicos en las células inmunitarias innatas y adaptativas. Además, los monocitos, macrófagos y células dendríticas se marcan mediante un marcador intracelular. A continuación, se identifican los...

Un método in vitro para identificar células inmunitarias innatas y adaptativas que residen en pulmones murinos

Hay una falta general de conocimiento sobre cómo funcionan las vacunas. Aquí proponemos el uso combinado de genética inversa y ratones quiméricos de médula ósea para obtener información sobre las respuestas inmunitarias tempranas del huésped a las vacunas, con un enfoque especial en las células dendríticas y la inmunidad de las células T.

Administración intranasal de vacunas contra la influenza recombinante en modelos de ratón quimérico para el Estudio de la mucosa Inmunidad

La coinfección humana es difícil de replicar in vitro. Sin embargo, los parásitos de la malaria humana pueden cultivarse fácilmente in vitro, al igual que las células mononucleares de sangre periférica humana recién aisladas infectadas naturalmente con el VIH. Esto proporciona un modelo excelente para estudiar las respuestas inmunitarias tempranas a los parásitos de la malaria en el contexto de la coinfección por el VIH.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo para medir la respuesta inmune a la malaria en el contexto del VIH Co-infección

Este estudio describe un alto rendimiento, basado en la proyección de imagen de neutralización micro ensayo para determinar el título de anticuerpos neutralizantes específicos para virus sincicial respiratorio (VSR). Este formato de ensayo ha sido probado en tipos diferentes de la muestra.

Un ensayo de Micro-neutralización de Virus sincitial respiratorio (VSR) mejorado y alto rendimiento

Se describe un método para generar y amplificar genéticamente modificados virus sincitiales respiratorios (RSVs) y un ensayo de placa optimizada para RSVs. Ilustramos este protocolo mediante la creación de dos virus recombinantes que respectivamente permiten cuantificación de replicación RSV y análisis de cuerpos de inclusión de RSV y gránulos asociada a cuerpos de inclusión dinámica en vivo.

Generación, amplificación y titulación de virus sincitiales respiratorios recombinantes

Este protocolo detalla una investigación de las interacciones tempranas entre las células epiteliales nasales infectadas viralmente y la activación de células innatas. Los subconjuntos individuales de células inmunes se pueden distinguir en función de su activación en respuesta a infecciones virales. Luego se pueden investigar más a fondo para determinar sus efectos sobre las respuestas antivirales tempranas.

Modelo de cocultivo sin contacto para el estudio de la activación de células inmunes innatas durante la infección por virus respiratorios

Este protocolo proporciona instrucciones para la administración intranasal de IAV y el análisis posterior del daño pulmonar del ratón y los cambios transcripcionales asociados a los tipos de células pulmonares.

Modelado de la reparación alveolar pulmonar displásica y funcional después de la infección por influenza

Aprende a estudiar las respuestas inmunitarias de células mononucleares de sangre periférica humana frente a la infección por el virus respiratorio sincitial utilizando un modelo in vitro reproducible.

Un modelo in vitro para estudiar las respuestas inmunitarias de las células mononucleares de sangre periférica humana a la infección por el virus respiratorio sincitial humano (Video) | JoVE Journal

Un modelo in vitro para estudiar las respuestas inmunitarias de las células mononucleares de sangre periférica humana a la infección por el virus respiratorio sincitial humano

Explorar más videos