Name: Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-14T14:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: Aprenda a implantar matrices de microhilos para grabaciones electrofisiológicas de unidad única en animales despiertos. Este método permite registrar la actividad neural con alta selectividad espacial y temporal en regiones cerebrales específicas.

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Este estudio fue apoyado por el Instituto Nacional sobre el Abuso de Drogas concede DA 006886 (MOW) y DA 032270 (DJB).

El mayor cuidado se debe tomar para mantener las condiciones de asepsia (como se describe en la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio 9), mientras que la preparación y la realización del procedimiento siguiente. El siguiente protocolo se encuentra en cumplimiento de la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, y ha sido aprobado por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional de la Universidad de Rutgers. Se estima que los procedimientos subsiguientes requerirán 3-6 horas para completar. La implantación de la matriz Microwire: <ol><li> Coloque los animales bajo anestesia utilizando 50 mg / kg de pentobarbital de sodio (IP) y administrar 10 mg / kg de nitrato de atropina de metilo (IP; glicopirrolato puede estar sustituido) y 0,25 mg de penicilina (300.000 U / ml IM) para mantener la función respiratoria y prevenir la infección , respectivamente. Nota: Con la longitud 06.03 horas de esta cirugía de implantación, pentobarbital de sodio se utiliza, ya que es rentable y limita la exposición humana aanestésicos (como podría ocurrir con el uso prolongado de los anestésicos de gas) sin dejar de ofrecer la anestesia de larga duración. La sustitución de otros anestésicos es aceptable. </li><li> Verifique que la anestesia ha hecho efecto mediante la prueba de presión de la cola antes de proceder. </li><li> Según sea necesario, dar alterna inyecciones de clorhidrato de ketamina (60 mg / kg ip) y pentobarbital sódico (5-10 mg / kg IP) para mantener la anestesia durante la cirugía. </li><li> Afeitar el cuero cabelludo con una hoja de bisturí # 22. </li><li> Desinfectar el cuero cabelludo rapado con povidona yodada. </li><li> Dar inyecciones subcutáneas de bupivacaína (~ 1 mg / kg SC, repartidas en 4 puntos de inyección) para anestesiar localmente el cuero cabelludo. Permitir 5-10 minutos para que el anestésico local para entrar en vigor. </li><li> Coloque un lubricante oftálmico sobre los ojos para mantener la humedad durante la anestesia. </li><li> Asegure el animal en las barras de oído y pinza nariz de un aparato estereotáxico. </li><li> Use puntos de referencia visuales (por ejemplo, una barra horizontal en la stermarco eotaxic) para nivelar aproximadamente la cabeza del animal. Este paso sólo es para aproximadamente a nivel del cráneo. </li><li> Hacer una incisión a lo largo de la línea media del cuero cabelludo usando un hoja de bisturí # 11 montado en un soporte de escalpelo. La incisión debe extenderse desde justo detrás de las orejas a la parte posterior del hueso nasal. </li><li> Usando una espátula de disección, desactive el cráneo de todo el tejido restante hasta que se hayan alcanzado los dos cantos laterales del cráneo y el cráneo cresta posterior. </li><li> Tire hacia atrás de la piel alrededor de la incisión utilizando una serie de pinzas hemostáticas (6x). </li><li> Limpie el cráneo de sangre y deje que se seque. Si se produce un sangrado restante, terminar el sangrado residual con una pequeña herramienta de cauterización. Asegurar que el cráneo se mantiene limpio y seco permite que el acrílico dental utilizado en las etapas posteriores para unirse al cráneo de forma permanente. </li><li> Marcar bregma y lambda (Figura 2D) mediante la interpolación de la intersección de las suturas del cráneo. Un micrófono de disecciónroscope es necesario marcar con exactitud estas posiciones. </li><li> Coloque un pequeño objeto puntiagudo (por ejemplo, un alfiler o broca dental) a un brazo estereotáxica y bajarla para determinar el dorsal / ventral (DV) de coordenadas de bregma y lambda. </li><li> Ajustar la pinza de nariz hasta que el DV coordenadas de bregma y lambda se encuentran dentro de 100 micras (0,1 mm) de cada otra. </li><li> Una vez estabilizado, registre la anterior / posterior (AP), medial / lateral (ML) y DV Coordenadas bregma junto con la posición de la pinza de nariz. Doble Vea las coordenadas de precisión, como el resto de la cirugía depende de la precisión de estas coordenadas. </li><li> Utilice las coordenadas medidas para calcular el ML y AP coordenadas de las cuatro esquinas de la &quot;ventana de cráneo&quot; en relación a bregma (es decir, la craneotomía, Figura 1). La ventana de cráneo es un rectángulo situado precisamente a través del cual pasará la matriz micro-hilo. </li><li> Utilice las coordenadas calculadas para marcar elventana cráneo coordina en el cráneo usando un accesorio estereotáxica en punta y la tinta de la pluma estilográfica. Para obtener marcas precisas, aplicar sólo una pequeña cantidad de tinta a la punta de la herramienta de marcado usando un aplicador de algodón. </li><li> Taladrar la ventana cráneo mediante la eliminación de la médula en una serie de pequeñas capas. <ol><li> Comience por la perforación de los marcados esquinas de la ventana donde se han colocado las marcas. </li><li> A continuación, conecte las esquinas y delinear la ventana. </li><li> Finalmente, limpiar el área dentro de la línea abajo a la profundidad de la duramadre. El orificio debe ser más ancha (es decir, biselado) por debajo de las capas superficiales del cráneo para asegurarse de que la ventana mantiene una anchura apropiada de arriba a abajo. </li></ol></li><li> Utilice microforceps para quitar cuidadosamente las virutas cualquier hueso restante, escombros, o duramadre dentro de la ventana de cráneo. Este paso es muy importante, ya que estos trozos de material pueden comprometer la integridad de la matriz durante el descenso. Una vez aprobado, se debe tener the ventana húmeda con solución salina bacteriostática para el resto de la cirugía. </li><li> Coloque las marcas en el cráneo durante 5 tornillos de cráneo y 1 cable de tierra (Figura 1). Estas posiciones pueden variar dependiendo de la región del cerebro específica. El headstage será más segura si un tornillo se coloca en cada uno de los 5 huesos del cráneo. Coloque los dos tornillos de cráneo y el cable de tierra en lugares que no interfieran con la colocación de matriz micro-hilo. </li><li> Perforar agujeros para los tornillos del cráneo y asegurar los tornillos en su lugar. Los tornillos deben reducirse hasta sólo 3-4 hilos están mostrando (o, si se utiliza tornillos que no sean los recomendados, lo suficientemente profundo como para atravesar el grosor del cráneo para promover la estabilidad matriz, pero no muy profundo con el fin de dañar la corteza). Limpie las roscas de los tornillos después de la colocación. </li><li> Haga un agujero para el cable de tierra. Baje el hilo lentamente (durante 1-2 minutos) a la toma DV objetivo coordinar y fijar el cable en su lugar usando el acrílico dental. </li><li> Añadir acrílico alrededor de las roscasde los tornillos del cráneo. Antes de que se seque el acrílico, eliminar el exceso de cemento que fluye lejos del cable de tierra o los tornillos del cráneo. Permita 15 minutos para el acrílico dental para secar / endurecen. </li><li> Fije el conjunto al brazo estereotáxica. Nivel la matriz y orientarla de modo que será en ángulo recto pasar a través de los límites de la ventana de cráneo. </li><li> Coloque la solución salina en la ventana del cráneo para que esté al nivel del cráneo. Baje la matriz hasta que se crea un hoyuelo en la solución salina. Esta cota se utiliza como nivel de cráneo para la matriz. Utilice este valor para calcular el DV última coordenada de la matriz. </li><li> Baje el conjunto lentamente hasta que alcanza su DV cota final. Parar cada 1 mm de bajada y esperar varios minutos con el fin de permitir que el tejido cerebral se recupere de formación de hoyuelos y para disolver la parte inferior del glicol de polietileno (PEG) en la matriz (PEG se utiliza para mantener temporalmente los cables en su conformación al tiempo que reduce , y se disuelve lentamente en solución salina). </li><li> Cuando la matriz es de 1 mmlejos de la meta, lo baja más lentamente hasta que se alcance el objetivo final. La reducción en 0,1 hasta 0,2 mm a la vez antes de permitir que el tejido para descansar por un período de 5 min se destina a preservar el tejido en el lugar de destino, así como las conexiones sinápticas proximales. Si el equipo está disponible, precisión descenso de la matriz puede ser asistido mediante un manipulador motorizado. </li><li> Disolver el resto PEG y utilizar acrílico dental para cimentar los microhilos en su lugar. Añadir múltiples capas de cemento para asegurar que los cables son seguras y luego permitir 15-20 minutos para que el cemento se endurece antes de continuar. Esto asegura que los cables no se empujaban de su colocación final. </li><li> Construir el resto de headstage del animal usando el acrílico dental. Utilice el acrílico para envolver los tornillos cráneo, cable de tierra, y un conector para los microhilos. Deje que el sombrero de acrílico se endurezca lo suficiente antes de continuar. </li><li> La sutura de la incisión del cuero cabelludo usando suturas absorbibles y administrar 2 ml of salina bacteriostática (sc) para restaurar la hidratación de la cirugía. </li><li> Retire el animal de los bares del oído y coloque el objeto en un lugar limpio. Observar el animal con frecuencia durante la recuperación post-operatoria hasta la termorregulación y la locomoción se han recuperado. Después de la recuperación de la anestesia, mover al animal en el alojamiento individual por el resto de la recuperación post-quirúrgica. </li><li> Ofrecer a los animales monitoreo postoperatorio diaria y el cuidado en los días posteriores al procedimiento. La recuperación de este procedimiento es óptimo cuando siete o más días son permitidos. </li><li> Ofrecer a los animales inyecciones de Carprofeno (5mg/kg) y enrofloxacina (5-10 mg / kg) o sus equivalentes durante la recuperación por el programa recomendado por el veterinario a cargo. </li></ol>

<ol><li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarter%2C+M+%22Electrophysiology+In%3A+Guide+to+research+techniques+in+neuroscience%22">Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAston-Jones%2C+G+%22Electrophysiology.+In%3A+Psychopharmacology%3A+The+Fourth+Generation+of+Progress%22">Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress</a>. Kupfer, D., Bloom, F. E. , Raven Press. (1995).</li>
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<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((National+Research+Council%5BTitle%5D)+AND+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%3A+Eighth+Edition%22%5BJournal%5D)">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration%3A+tonic+firing+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li>
<li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 Forthcoming.</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (1997).</li>
</ol>

Los autores no tienen intereses financieros en competencia a revelar.

Registros extracelulares representan una técnica experimental de gran alcance que puede incorporarse en casi cualquier preparación experimental en la neurociencia. Cables que han sido implantados en matrices organizados pueden ser rastreados como sus ejes pasan a través del cerebro y en su región diana (Figura 5A). Cuando se crea una lesión pequeña, post-experimental en la punta no aislada microhilo para crear un pequeño depósito de hierro del alambre de acero inoxidable, se puede marcar con precisión l...

Los registros electrofisiológicos permiten a los científicos para examinar las propiedades eléctricas de las células biológicas. En el sistema nervioso central, donde los impulsos eléctricos sirven como un mecanismo de señalización, estas grabaciones son de particular importancia para la comprensión de la función neural 1-2. Durante las grabaciones de una sola unidad de comportarse animales, un microelectrodo que se ha insertado en el cerebro es capaz de registrar los cambios en la generación de una neurona de potenciales de acción en el tiempo. Mientras que muchas técnicas permiten una para registrar la actividad cerebral, de una sola unidad de electrofisiología es uno de los métodos más precisos, permitiendo la resolución a nivel de la neurona individual. Cuando se desea un alto grado de especificidad espacial, microhilos se pueden utilizar para apuntar a los sub-conjuntos de núcleos o células dentro de la Brain3 discretas. Grabaciones de una sola unidad también se benefician de una alta resolución temporal como grabaciones son exactas a nivel de microsegundos. Y, in vivo unagrabaciones vigilia permiten interacciones circuitos intactos, con el medio natural de aferentes y eferentes proyecciones, química sistémica y las influencias hormonales, y los parámetros fisiológicos. Las señales nerviosas se derivan de la entrada sensorial, comportamientos motores, el procesamiento cognitivo, la neuroquímica / farmacología, o alguna combinación. En consecuencia, la segregación de los motores, cognitivos, sensoriales y químicas influencias requiere experimentos bien diseñados con riesgos y controles efectivos que permitan la evaluación de cada una de las influencias mencionadas. Con todo, las grabaciones en comportarse animales permiten experimentadores para observar la integración de múltiples fuentes de información dentro de un circuito de funcionamiento y para derivar un modelo más completo de la función del circuito. Grabaciones de una sola unidad también sufren de un número de desventajas de las cuales cualquier experimentador debe ser consciente. En primer lugar, las grabaciones pueden ser difíciles de llevar a cabo. De hecho, las propiedades de thamplificadores headstage e y los microhilos implantados que permiten la especificidad espacial y temporal en estas grabaciones también hace grabaciones susceptibles a la influencia de las señales eléctricas extraños (es decir, &quot;de ruido&quot; eléctrica). En consecuencia, la capacidad de solucionar problemas en un sistema electrofisiológico requiere una comprensión técnica bien desarrollada de principios y aparatos electrofisiológicos. También es importante tener en cuenta que, bajo ciertas circunstancias, las señales eléctricas registradas en grabaciones extracelulares pueden representar la suma de múltiples señales neuronales. Además, la generalización de la actividad de una sola unidad de actividad de la población dentro de una región objetivo a menudo puede ser limitado por el grado de heterogeneidad celular dentro de la región de destino (pero ver Cardin 4). Por ejemplo, los electrodos pueden estar sesgados hacia la grabación de las neuronas de salida de alta amplitud en lugar de otras células. La interpretación de las grabaciones de una sola unidad se incrementamediante la combinación de grabaciones con otras técnicas, incluyendo, pero no limitado a, eléctrica (ortodrómica o antidrómica), estimulación química (por ejemplo, iontoforética o receptor de diseñador) o optogenético 4, inactivaciones neuronales temporales, exámenes sensoriomotoras 5, procedimientos de desconexión, o inmunohistoquímica 3. En el protocolo que sigue vamos a enumerar los materiales y los pasos necesarios para implantar una matriz microhilo organizada en la rata (aunque el protocolo puede ser adaptado para su uso en otras especies). El procedimiento y el estilo de arreglos fijos utilizados en nuestro laboratorio han demostrado ser fiable para grabaciones longitudinal y pueden sostener grabaciones de la misma neurona durante más tiempo con un mes de 6-8. Esto hace que este procedimiento ideal para examinar las respuestas fásicas a los estímulos experimentales, cambios plásticos en las respuestas neuronales o mecanismos de aprendizaje y motivación.

<table><tbody><tr><td><fuerte>Tabla 1. Lista de Materiales Quirúrgicos.</Gasa></td><td></td><td></td><td></td>fuerte</tr> <tr><td></td><td>Fisher (MooreBrand)</td><td>19-898-144</td><td></td></tr><tr><td>Hisopos de algodón</td><td>Fisher (Puritan)</td><td>S304659</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal (Pentobarbital)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Atropina Nitrato de Metilo</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A0382</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (Enrofloxacina)</td><td>Butler Shein ( Bayer)</td><td>1040007</td><td></td></tr><tr><td>Clorhidrato de ketamina</td><td>Butler</td><td>Shein SKU# 023061</td><td></td></tr><tr><td>Betadine (Povidona-Yodo)</td><td>Fisher (Perdue)</td><td>19-066452</td><td></td></tr><tr><td>Stereotax</td><td>Kopf</td><td>Modelo 900</td><td></td></tr><tr><td>Herramienta de cauterización</td><td>Stoelting</td><td>59017</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de disección</td><td>Nikon</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>taladro dental</td><td>Buffalo</td><td>37800</td><td></td></tr><tr><td>solución salina bacteriostática</td><td>bulter Schein</td><td>8973</td><td></td></tr><tr><td>Jewlers Tornillos</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array</td><td>Microsondas</td><td>Custom (Flexible)</td><td></td></tr><tr><td>Ground Wire</td><td>Omnetics</td><td>Custom Plug</td><td></td></tr><tr><td>Dental Acrylic Fisher</td><td>(BAS)</td><td>50-854-402</td><td></td></tr><tr><td>Suturas absorbibles</td><td>Fisher (Ethicon)</td><td>NC0258473</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (ungüento/lubricante oftalámico)</td><td>Fisher (Henry Schein)</td><td>008897</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Tabla 2. Lista de Instrumentos Quirúrgicos.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2x Microfórceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-57</td><td>Multiusos (por ejemplo, limpieza de escombros en la ventana del cráneo)</td></tr><tr><td>2x Pinzas</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-93</td><td>Multiusos (por ejemplo, suturas de unión)</td></tr><tr><td>6x Hemostáticos</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1125</td><td>Pinza e incisión abierta</td></tr><tr><td>1x Tijeras pequeñas</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-411</td><td>Cortar suturas después de atar</td></tr><tr><td>1x Pinzas de tejido</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-222</td><td>Sujetar el tejido mientras se sutura</td></tr><tr><td>1x Portaagujas</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1259</td><td>Aguja de sutura de sujeción</td></tr><tr><td>1x Soporte de bisturí (con hoja #11)</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-80 (con hoja #105-71)</td><td>Haciendo incisión</td></tr> en <tr><td>el cráneo 1x #22 Hoja de bisturí George</td><td>Tiemann Co.</td><td>#160-381</td><td>Afeitado del cuero cabelludo</td></tr><tr><td>1x Espátula quirúrgica</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-718</td><td>Raspado del cráneo para limpiar el tejido en el cráneo</td></tr><tr><td>Tornillos de máquina/joyeros</td><td>varios</td><td>N/A</td><td>0/80 x 1/8"</td></tr><tr><td><fuerte>Tabla 3. Lista de equipos para el registro de señales electrofisiológicas.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array & Conector</td><td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td><td>N/A (Nº de pieza basado en las características de la matriz)</td><td>Implantado cranealmente en la región de grabación objetivo. Las matrices se personalizan en función del espaciado de cables deseado, la longitud, etc.</td></tr><tr><td>Arnés de Unidad-Ganancia/Headstage</td><td>M.B. Diseños llave en mano (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1200</td><td>Amplificación inicial de la señal neuronal; permite la propagación de pequeñas señales neuronales.</td></tr><tr><td>Conmutador (y giratorio de fluido opcional)</td><td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td><td>SL18C</td><td>Permite que los animales giren libremente mientras propagan la señal eléctrica al preamplificador</td></tr><tr><td></td><td>Preamplificador M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1198</td><td>Amplifica diferencialmente las señales neuronales contra un electrodo de referencia.</td></tr><tr><td>Filtro y amplificador</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1199</td><td>El paso de banda filtra y amplifica aún más la señal amplificada diferencialmente.</td></tr><tr><td>Acquisition Computer</td><td>EnGen (Phoenix, AZ)</td><td>N/A (Custom Build)Ejecuta</td> <td>software y hardware para la adquisición de datos neuronales y de comportamiento.</td></tr><tr><td>Tarjeta A/D&nbsp;</td><td>Traducción de datos (Marlboro, MA)</td><td>DT-3010</td><td>Digitaliza señales neuronales para muestreo informático.</td></tr><tr>Computación de medición <td>de tarjetas de E/S digitales</td><td>(Norton, MA)</td><td>PCI CTR-05</td><td>Adquiere entradas y salidas de comportamiento</td></tr></tbody></table>

un procedimiento para la implantación de matrices organizados de microhilos para grabaciones de una sola unidad en awake, comportarse animales

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

En vivo registros electrofisiológicos en el despierto, comportándose animales proporcionan un poderoso método para comprender la señalización neuronal a nivel de una sola célula. La técnica permite que los experimentadores para examinar temporal y regionalmente patrones de descarga específicos con el fin de correlacionar los potenciales de acción grabado con el comportamiento en curso. Además, las grabaciones de una sola unidad se pueden combinar con una plétora de otras técnicas con el fin de producir explicaciones completas de la función neural. En este artículo se describe la anestesia y la preparación para la implantación de micro-hilo. Posteriormente, enumeramos los equipos necesarios y los pasos quirúrgicos para insertar correctamente una matriz micro-hilo en una estructura de destino. Por último, se describe brevemente el equipo utilizado para grabar desde cada electrodo individual en la matriz. Las matrices Microwire fijos descritos son muy adecuadas para la implantación crónica-y permiten grabaciones longitudinales de datos neurales en casi cualquier preparati del comportamientoen. Se discute el rastreo pistas de electrodos para triangular posiciones microhilo, así como maneras de combinar la implantación de micro-hilo con técnicas inmunohistoquímicas con el fin de aumentar la especificidad anatómica de los resultados registrados.

Una lista de los equipos utilizados por este laboratorio para la grabación de señales electrofisiológicas se puede encontrar en la Tabla 3. Tras la recuperación de la cirugía, unidades únicas son registradas por el taponamiento de headstage de ganancia unitaria en el conector implantado. Este headstage está conectado a través de un cable a un conmutador, que es capaz de rotación libre sin roturas en el registro electrofisiológico a través del uso de anillos deslizantes eléctricos. El conmutador permite ...

La implantación de arreglos organizados de microhilos para su uso en una sola unidad los registros electrofisiológicos se presenta una serie de desafíos técnicos. Se describen los métodos para llevar a cabo esta técnica y el equipo necesario. Además, se discute el uso beneficioso de arrays microhilo organizados para grabar desde subregiones neuronales distintas con alta selectividad espacial.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

El objetivo general de este procedimiento es implantar con precisión matrices de microlíneas en regiones cerebrales diana. Esto se logra primero midiendo y marcando con exactitud las coordenadas sobre el cráneo para una craneotomía. El segundo paso del procedimiento consiste en retirar lentamente capas del cráneo utilizando un taladro dental para producir con precisión la craneotomía.El tercer paso consiste en posicionar el arreglo de microlíneas de modo que atraviese directamente los límites del cráneo y quede alineado con este. El paso final es bajar lentamente el arreglo hasta que alcance su objetivo. En última instancia, los resultados pueden mostrar que los arreglos de microlíneas implantados. El uso de este procedimiento puede dirigirse a subregiones discretas del cerebro y producir un rendimiento neural alto, que puede mantenerse durante grabaciones longitudinales. Los arreglos de microlíneas permiten a los neurocientíficos examinar los patrones de disparo de neuronas individuales con alta especificidad espacial y temporal, ya sea que se usen solos o en combinación con otras técnicas. Las grabaciones de unidades individuales provenientes de arreglos de microlíneas proporcion

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Research

Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

En este protocolo, se muestra cómo fabricar una serie de micro-disco de crónica registros electrofisiológicos en las ratas.

Micro-array de unidades de crónicos In vivo Grabación: Unidad de Fabricación

Este video muestra el procedimiento detallado para preparar a una rata anestesiada para registros electrofisiológicos de la actividad cerebral desde múltiples sitios. Se disecciona el cuero cabelludo para acceder al cráneo y se perforan agujeros en lugares precisos para instalar y asegurar los electrodos. A continuación, se insertan electrodos de microhilo de tungsteno en la ubicación objetivo para registrar los datos.

Registros electrofisiológicos in vivo de actividades cerebrales de múltiples sitios en ratas

El video muestra un procedimiento para implantar una unidad de electrodo multicanal bidireccional inalámbrica en el cerebro de una rata para grabar y estimular redes neuronales multicanal.

Implante de un sistema inalámbrico de microelectrodos bidireccionales en el cerebro de una rata

Este video describe un protocolo para implantar una sonda de silicio lineal de múltiples vástagos en el cerebro del ratón para medir los potenciales de campo local. El procedimiento consiste en asegurar la sonda a una unidad estereotáxica, colocarla con precisión sobre la región del cerebro objetivo, insertarla en el cerebro y asegurarla con cemento dental. Después de la implantación, el conjunto se protege con una carcasa. Después de la recuperación, la configuración permite registrar los...

Registro de la actividad eléctrica cerebral en ratones que se comportan utilizando sondas de silicio lineales de vástago múltiple

El video muestra la grabación electrofisiológica simultánea de múltiples regiones del cerebro en una rata utilizando una matriz de micro-unidades integradoras. Los electrodos de registro se colocan en el bulbo olfatorio, los electrodos de referencia en la corteza frontal y los electrodos de matriz de microaccionamiento en el hipocampo. Se permite que la rata se alimente libremente, y el registro simultáneo de todos los electrodos implantados se registra utilizando la matriz.

Un método de matriz de microunidades para el registro electrofisiológico de múltiples regiones del cerebro

Este video muestra una técnica para implantar un conjunto de electrodos en el cerebro de un ratón. El conjunto contiene electrodos bipolares para registrar la actividad del hipocampo y un electrodo de referencia para obtener la actividad basal del cerebelo. Un ratón anestesiado se coloca en un marco estereotáxico y el conjunto de electrodos se implanta en la región del cerebro objetivo. A continuación, se permite que el animal se recupere antes de realizar el registro electrofisiológico.

Implantación de un conjunto de electrodos en el cerebro de un ratón para su registro electrofisiológico

Se describe el diseño y montaje de microdrives en registros electrofisiológicos in vivo de las señales del cerebro del ratón. Uniendo paquetes de microelectrodos a los transportistas accionables resistentes, estas técnicas permiten grabaciones neuronales a largo plazo y estable. El diseño ligero permite un rendimiento conductual sin restricciones por el animal después de la implantación en coche.

Construcción de Matrices Microdrive para grabaciones neuronales crónicas en Awake Ratones Behaving

Se introduce un inalámbrico, sistema bidireccional de nervios grabaciones de canales múltiples y la estimulación en comportarse libremente las ratas. El sistema es ligero y compacto, teniendo así un impacto mínimo en el repertorio conductual de la animal´s. Por otra parte, este sistema bidireccional proporciona una sofisticada herramienta para evaluar las relaciones causales entre patrones de activación cerebral y el comportamiento.

Un inalámbrico, interfaz bidireccional para la grabación en Vivo y estimulación de la actividad Neural en comportarse libremente las ratas

Este trabajo presenta un protocolo para realizar una implantación estereoquirúrgica y neuroquirúrgica de matrices de microelectrodos en el marmoset común. Este método permite específicamente grabaciones electrofisiológicas en animales que se comportan libremente, pero se puede adaptar fácilmente a cualquier otra intervención neuroquirúrgica similar en esta especie (por ejemplo, cánula para administración de fármacos o electrodos para estimulación cerebral).

Cirugía estereotaxia para la implantación de matrices de microelectrodos en el Marmoset común (Jacchus Callithrix)

Aquí describimos un método para fabricar matrices de microelectrodos Ti3C2 MXene y utilizarlas para la grabación neuronal in vivo.

Fabricación de ti3C2 Matrizs de Microelectrodos MXene para Grabación Neuronal In Vivo

Este protocolo presenta una caja de comportamiento basada en un microcontrolador para evaluar la inhibición de prepulso (PPI) mediante la recopilación de datos de aceleración de un sensor debajo de la caja. Estos datos evalúan los déficits de activación sensorial en ratas socialmente aisladas, con un método adicional para sincronizar los datos con la actividad neuronal para avanzar en los estudios de neurofisiología sobre los trastornos del comportamiento.

Desarrollo de una caja conductual para evaluar la inhibición previa al pulso y la actividad neuronal en modelos animales psiquiátricos

Aprenda a implantar matrices de microhilos para grabaciones electrofisiológicas de unidad única en animales despiertos. Este método permite registrar la actividad neural con alta selectividad espacial y temporal en regiones cerebrales específicas.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales (Video) | JoVE Journal

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

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