La evaluación de cambios en la volátil Anestésico general La sensibilidad de los ratones después de la intervención farmacológica local o sistémica

El objetivo general de este procedimiento es evaluar los cambios en la sensibilidad anestésica después de una intervención farmacológica. Esto se logra primero revisando cuidadosamente las cámaras de exposición para garantizar un flujo de gas y una temperatura uniformes. El segundo paso es habituar a los animales a las cámaras.

A continuación, se realiza la intervención farmacológica de interés. El paso final es evaluar los cambios en la sensibilidad anestésica mediante la evaluación del reflejo de escritura del animal en respuesta a la exposición al anestésico. En última instancia, los ensayos de reflejos de escritura se utilizan para mostrar diferencias en la sensibilidad anestésica causada por intervenciones farmacológicas de acción prolongada o corta.

Aunque este sistema puede proporcionar información sobre los cambios en la sensibilidad anestésica en ratones, también se puede utilizar en una variedad de especies para estudiar los efectos de cualquier tratamiento inhalado. El aparato de prueba consta de 24 cámaras cilíndricas de acrílico transparente, de 10 centímetros de largo y cinco centímetros de diámetro. Este tamaño es apropiado para un ratón adulto típico de 25 gramos.

Cada cámara tiene un puerto en cada extremo para la entrada y salida de gas. El extremo de salida está sellado con juntas de goma para que sea fácil de quitar. Para la inserción de los animales, monte cada cámara en un estante que se encuentra dentro de un baño de agua.

Coloque la rejilla de modo que solo quede sumergida la parte inferior de las cámaras. Un soporte en el extremo posterior de la cámara proporciona estabilidad y mantiene las cámaras horizontales, asegurando un contacto uniforme de cada cámara con el baño. Después de conectar un tanque de oxígeno a un vaporizador y un medidor de flujo con tubería de polietileno, divida la tubería en 25 resistencias de diámetro pequeño de igual longitud.

Esto garantiza que se suministre un flujo uniforme a cada cámara cuando se conecta. A continuación, conecte las líneas de vacío que salen de cada cámara en el extremo opuesto de la entrada de gas. Las líneas de vacío se combinan en un colector para conectarse a una línea de succión interna.

Una válvula de escape a lo largo de la línea de vacío principal garantiza las condiciones de presión atmosférica dentro de cada cámara. Una vez que todo esté conectado, llene el baño con suficiente agua para entrar en contacto completamente con el fondo de cada cámara. Encienda la bomba para hacer circular el agua y mantener una temperatura constante de 37 grados centígrados.

Antes de continuar con las pruebas, se examinan las cámaras en busca de fugas y un flujo de aire adecuado. Primero, ajuste el oxígeno a una tasa de cinco litros por minuto. Sumerja cada cámara bajo el agua y busque burbujas o entrada de agua, las cuales son indicativas de fugas.

Reemplace las cámaras con fugas antes de comenzar el experimento. Para cada cámara, conecte un medidor de flujo de 500 mililitros por minuto en línea antes de la cámara para asegurarse de que los flujos estén equilibrados en cada línea. Cualquier cámara que no reciba el flujo esperado debe hacer que su tubería sea revisada en busca de obstrucciones.

Por último, calibre el analizador de agentes para garantizar una lectura de 0,0% de flúor cuando fluye un 100% de oxígeno una semana antes de la habituación. Los transpondedores se implantan para rastrear la temperatura corporal durante las pruebas. Después de lograr la profundidad adecuada de anestesia, esterilice el área dorsal del cuello con Betadine.

A continuación, utilice una aguja estéril para inyectar los transpondedores de temperatura por vía subcutánea entre los omóplatos. Monitoree el sitio de inyección diariamente para detectar infecciones y migración del transpondedor. Cuatro días antes de la primera evaluación, todos los animales de experimentación se habitúan a las cámaras para reducir los efectos del estrés debido a un nuevo entorno.

Para hacer esto, coloque un animal en cada cámara con un flujo de oxígeno del 100% durante dos horas. Repita esta exposición diariamente hasta la prueba. Después de cuatro días de habitabilidad, comienza el día de prueba con la exposición a la intervención farmacológica de interés.

Esta intervención puede ser una inyección estereotáxica en una región específica del cerebro, una inyección intravenosa o una inyección intraperitoneal para las intervenciones farmacológicas. Con una acción de larga duración, se realiza una determinación escalonada de la sensibilidad anestésica. Comience la prueba colocando a cada animal en cámaras individuales con un flujo de oxígeno del 100% una vez que todos los animales estén en su lugar.

Ajuste la concentración de flúor al 0,4% durante 15 minutos. Durante los últimos dos minutos de este período, evalúe el reflejo de escritura de cada animal haciendo rodar suavemente la cámara hasta que el ratón se coloque boca arriba. Se considera que el reflejo de escritura está intacto si el ratón es capaz de devolver todas sus patas al suelo de la cámara.

En dos minutos, registre el estado de los reflejos de escritura de cada ratón y escanee cada ratón en busca de datos de temperatura. A continuación, aumente la concentración de isof flúor en aproximadamente un 0,05% durante 15 minutos y evalúe el reflejo de escritura como se demostró anteriormente. Continúe aumentando la concentración de anestésico hasta que todos los animales hayan perdido su reflejo de escritura.

Opcionalmente, la emergencia anestésica puede medirse repitiendo la evaluación del reflejo de escritura escalonada, ya que la concentración anestésica se ajusta hacia abajo. Para finalizar el experimento, apague el isof de flúor y enjuague todo el sistema con oxígeno al 100% durante 15 minutos para intervenciones de menor duración. Se realiza la prueba de tiempo hasta la emergencia.

Después de colocar a cada animal en cámaras individuales con un flujo de oxígeno del 100%, ajuste la concentración de flúor al 1,2%Después de varios minutos de exposición al anestésico, haga rodar suavemente cada cámara hasta que cada ratón permanezca boca arriba. Confirmando la pérdida del reflejo de escritura, mantener la concentración de isof flúor al 1,2% durante 30 minutos a una hora, dependiendo de la duración esperada de la acción de la intervención aguda. Después de apagar el isde flúor, fluya 100% de oxígeno y mida el tiempo hasta que cada animal coloque las cuatro patas en el suelo.

El reflejo de escritura se considera intacto cuando el animal puede colocar las cuatro patas en el suelo tres veces consecutivas. Aquí, el reflejo de escritura se probó una semana después de que se inyectara ácido botánico I en el núcleo preoperatorio lateral ventral. Se predijo que una lesión en esta región del cerebro disminuía la sensibilidad anestésica.

Sin embargo, no se encontraron diferencias significativas en la sensibilidad anestésica escalonada ni para la inducción ni para la emergencia. En este ejemplo, la prueba de tiempo hasta la emergencia se realizó inmediatamente después de la microinyección bilateral de ácido botánico I. Cuando se inyectó en el VLPO, hubo una hipnosis marcadamente prolongada en comparación con las inyecciones, ya que el tabique medial cercano y el vehículo inyectado controlaron.

Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo evaluar la sensibilidad anestésica utilizando la prueba de inducción escalonada o la prueba de tiempo hasta la emergencia, asegurándose de que todos los animales estén expuestos a flujos de gas y temperaturas idénticos.