Name: Citotóxica eficacia de la terapia fotodinámica en células de osteosarcoma In Vitro (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-18T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Aprende a evaluar la eficacia citotóxica de la terapia fotodinámica en células de osteosarcoma usando el fotosensibilizador M-T-H-P-C y ensayo WST-1. Este método permite medir la viabilidad celular tras activación con láser.

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Los autores desean agradecer a biolitec Research GmbH (Jena, Alemania) por la amabilidad de darnos la formulación liposomal mTHPC, con un agradecimiento especial a Susanna Gräfe y Arno Wiehe por su ayuda y conocimientos técnicos. También nos gustaría dar las gracias a Kerstin Reidy, que genera una gran parte de los resultados y fue corresponsable de su publicación 11. Este trabajo fue apoyado por becas de la Schweizerischer Verein Balgrist, la Universidad de Zurich, el Krebsliga Zurich, así como por una beca de la Walter L. y Johanna Fundación Wolf, Zurich, Suiza, y una beca de EuroNanoMed ERA-NET / SNF suizo Fundación Nacional para la Ciencia 31NM30-131004/1. Este trabajo también fue apoyado por el programa (de Alta Especialidad de Medicina) para musculoesqueléticos Oncología del Cantón de Zurich HSM.

1. La comparación de la captación de mTHPC en los respectivos baja y altamente metastásico HOS y Líneas Celulares 143B OS <ol><li> Preparar el medio de cultivo celular que contenía DMEM, Jamón F12, y suero fetal inactivado por calor ternera en un 4.5:4.5:1 relación. Nota: La formulación liposomal de la PS mTHPC se disolvió en agua a una concentración final de 1,5 mg / ml mTHPC. </li><li> Plate 0,2 x 10 6 células HOS y 143B / pocillo en placas de 6 pocillos (triplica para cada condición) y dejar que las células se adhieran durante la noche. Nota: el número tiene que ser ajustado a las líneas de células individuales. Una confluencia de 80-90% es el más adecuado en el momento del experimento. </li><li> Al día siguiente, incubar las células con una concentración fija de mTHPC para diferentes períodos de tiempo (de absorción dependiente del tiempo), o con concentraciones crecientes de mTHPC durante un período de tiempo fijo (dosis dependiente de la captación). </li><li> Se incuban las células con mTHPC de tiempo específico para points o concentraciones de mTHPC. Nota: En este estudio, tanto el HOS y líneas de células 143B se incubaron con 0,6 g / ml mTHPC de 0, 2,5, 5, o 10 horas, o con 0, 0,6, 2,5, y 10 g / ml mTHPC durante 5 h. Los períodos de tiempo y las dosis aplicadas pueden variar dependiendo de la línea celular que se utiliza. </li><li> Recuerde que debe trabajar siempre en la oscuridad o en condiciones de luz tenue para evitar exposición a la luz directa de las células. </li><li> Después de la incubación de las células en las condiciones indicadas, aspirar el medio y lavar las células tres veces con PBS. A continuación, separar las células con 0,5 ml de tripsina / EDTA y contar las células. </li><li> Después de la separación, centrifugar las células a 400 xg durante 5 min, aspirar el medio y volver a suspender las células en PBS a una densidad final de 200.000 células / ml. </li><li> Pipetear 100 l de la suspensión celular obtenida (es decir, 20.000 células) en una placa de 96 pocillos y medir la fluorescencia de estas células en un espectrofotómetro de fluorescencia. El ajustes para mediciones de fluorescencia mTHPC son: 417 nm para la excitación y 652 nm para la emisión. </li><li> Con el fin de calcular la cantidad de mTHPC internalizada por célula, normalizar la unidad de fluorescencia relativa (RFU) para el número de células y el volumen celular de la siguiente manera: </li><li> Preparar una curva estándar utilizando diferentes concentraciones de mTHPC en PBS de 0-4 g / ml (medidas uso por triplicado). Pipetear 100 l de cada dilución en una placa de 96 pocillos y medir la fluorescencia de los pozos utilizando los ajustes que se describen en el paso 1.6. </li><li> Divida la RFU (obtenido de 20.000 células) por la pendiente de la curva estándar lineal de mTHPC, que muestra la concentración de mTHPC (en g / ml) en el pozo. </li><li> Divida esta concentración mTHPC por 10 para obtener la cantidad total de mTHPC en un pocillo (en microgramos, lo que representa 100 l de suspensión celular) y dividir este valor por el volumen de 20.000 células. </li><li> Calcular el volumen con la fórmula para una esfera: (4/3 x π) xr 3. Obtener el radio r midiendo el diámetro de 20 células tratadas con tripsina bajo un microscopio, y dividiendo este valor por 2. </li><li> Finalmente, normalizar todos los valores a los obtenidos para las células HOS después de 10 horas de incubación (dosis absorción dependiente) o tratados con 10 mg / ml mTHPC (absorción dependiente del tiempo), que se establece en 100%. </li></ol> 2. Medición de la fototoxicidad in vitro de PS <ol><li> Seed 3000 células / pocillo en una placa de 96 pocillos (por triplicado para cada concentración de mTHPC utilizados) y dejar que ellos se adhieran noche a la mañana. Del mismo modo preparar una placa de 96 pozos adicionales y tratar las células como se describe a continuación, pero a continuación, poner a un lado para obtener imágenes de contraste de fase. Nota: el número tiene que ser ajustado para cada línea celular individual. Una confluencia del 50-60% en el momento del experimento es ideal. <ol><li> Tenga en cuenta que añadir el correspondiente control de toxicidad en la oscuridad de las células de cada una de las concentraciones mTHPC. LaSE son células que se incubaron en ausencia o presencia de concentraciones seleccionadas de mTHPC, pero no se ilumina. </li></ol></li><li> Al día siguiente, incubar las células con diferentes concentraciones de mTHPC (0, 0,0001, 0,001, 0,01, 0,03, 0,075, 0,15, 0,3, 0,6, 1,25, 2,5, 5, y 10 g / ml) en función de las líneas celulares y mantenerlos en la oscuridad durante 5 horas. <ol><li> Consulte la Sección 1.3.2 Nota: El tiempo de incubación antes de la iluminación depende de la línea celular y en la PS se utiliza, por lo tanto, es aconsejable para probar diferentes concentraciones y diferentes puntos de tiempo en experimentos separados. </li></ol></li><li> Después de la incubación para el período de tiempo indicado, se lavan las células dos veces con PBS y añadir medio fresco sin mTHPC. </li><li> Iluminar las células con un láser de diodo de 652 nm, específico para el espectro de absorción mTHPC (véase la Figura 1). <ol><li> Ajuste el láser para 21.88 mW / cm Potencia de 2 a una altura de 13,5 cm distaNCE de las células, con el fin de obtener una dosis de energía de 5 J / cm 2. Ilumine las células durante 230 seg. No iluminar las células de control de toxicidad oscuros (con y sin mTHPC). Nota: Siempre use gafas para proteger los ojos de la luz láser que se utiliza para la excitación del PS. </li></ol></li><li> Después de la iluminación, mantener las células en la oscuridad a 37 º C durante 24 horas. Posteriormente, se añade agua tetrazolio soluble (WST-1) reactivo (10 μl/100 l de medio). </li><li> Tres horas después de la adición del reactivo WST-1, medir la absorbancia de los pocillos individuales de la placa de 96 pocillos a 415 nm. </li><li> Con el fin de calcular el porcentaje de células supervivientes, establecer la media de los valores obtenidos para las células no tratadas mTHPC para cada condición a 100% (es decir, sistema de iluminación, sin mTHPC y nonilluminated, sin mTHPC). </li></ol> 3. Estimación del número de células por Recuento celular <ol><li> Se siembran las células 20000 / nosotrosll en una placa de 24 pocillos y dejar que ellos se adhieran noche a la mañana. </li><li> Se incuban las células durante 5 h con mTHPC (0,001, 0,003, 0,15, 0,6, y 1,25 g / ml) e iluminar ellos como se describe anteriormente. </li><li> Recoger el medio, se lavan las células una vez con PBS, trypsinize ellos y recogerlas por centrifugación a 400 xg durante 5 min. </li><li> Después de la centrifugación, aspirar el medio y volver a suspender las células en 200 l de medio fresco. </li><li> Contar las células en una cámara de Neubauer. </li></ol>

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<li>Triesscheijn, M., Baas, P., Schellens, J. H., Stewart, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photodynamic+therapy+in+oncology%5BTitle%5D)+AND+%22Oncologist%22%5BJournal%5D)">Photodynamic therapy in oncology.</a> Oncologist. 11, 1034-1044 (2006).</li>
<li>Burch, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+canine+osseous+tumors+with+photodynamic+therapy%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Orthop.+Relat.+Res%22%5BJournal%5D)">Treatment of canine osseous tumors with photodynamic therapy: a pilot study.</a> Clin. Orthop. Relat. Res. 467, 1028-1034 (2009).</li>
</ol>

Los autores declaran no tener intereses financieros en competencia o conflictos de intereses.

Para lograr citotoxicidad óptimo en respuesta a PDT, es fundamental para elegir los ajustes de luz láser adecuados y los tiempos de incubación. Los procedimientos aquí descritos son consistentes y eficientes para determinar la absorción de PS y cuantificar la citotoxicidad inducida por la TFD in vitro. El uso de las longitudes de onda de absorción específica de la PS mTHPC, la absorción de PS celular se puede determinar de una manera directa, y la PS se puede activar para generar especies de oxígeno reactivas c...

Estado actual del tratamiento del arte del osteosarcoma (OS), un tumor óseo primario, abarca una combinación de quimioterapia adyuvante neo y la cirugía. Este régimen de tratamiento reveló un aumento en la tasa de supervivencia de los pacientes con enfermedad localizada de aproximadamente 20% antes del uso de la quimioterapia, a actualmente entre 60-70% 3, 4. Sin embargo, en las últimas dos décadas, la supervivencia global de los pacientes OS con enfermedad local se ha estancado 4, 5. Por otra parte, el 30-40% de los pacientes recae dentro de 3 años después del diagnóstico y los pacientes con enfermedad metastásica siguen teniendo una baja supervivencia de 20-30% 4, 6, 7. Para mejorar el resultado de estos pacientes, las nuevas estrategias terapéuticas deben ser desarrollados. Terapia fotodinámica (PDT), en lugar de una nueva terapia contra el cáncer, utiliza la luz de una longitud de onda específica para la excitación de un fotosensibleTizer (PS), que se acumula en las células tumorales después de su inyección en el torrente sanguíneo. La luz del láser de excitación de la PS genera radicales de oxígeno en la presencia de oxígeno, que inducen reacción citotóxica en las células tumorales y la muerte celular. Además de este mecanismo primaria, dos adicionales PDT evocados procesos biológicos contribuyen al crecimiento del tumor reducida: PDT causa vasoconstricción y la formación de trombos de la microvasculatura del tumor y, por consiguiente, la hipoxia local y la anoxia el interior del tumor, lo que lleva a un infarto del tumor. Por último, PDT lesiona y mueren las células tumorales activan una respuesta inmune local, una característica muy especial de la TFD. Esto implica el sistema del complemento y la activación de células presentadoras de antígeno dendríticas 8. Por lo tanto, se crean condiciones para la presentación de antígenos tumorales con la posterior activación de las células linfoides, que conduce a la inmunidad específica de tumor. Hasta ahora, la TFD se ha usado para tratar varios tipos de tumores de tejidos blandos y hyperplasia de, como queratosis actínica, el esófago de Barrett, los tumores endobronquiales, cáncer de vejiga, carcinomas de células basales y el tratamiento paliativo del cáncer de cabeza y cuello 2. El tratamiento se sabe que inducen, la necrosis local a gran escala con sólo pocos efectos secundarios, y por lo tanto tiene el potencial para erradicar selectivamente el tejido tumoral. A pesar de estas ventajas, la aplicación de la TFD sigue siendo técnicamente más exigente que la administración de fármacos quimioterapéuticos. Con el fin de lograr la máxima eficacia, la concentración de PS, el tiempo de exposición a la luz y la transferencia total de energía de la luz necesita ser optimizado. Esto se puede hacer en experimentos in vivo, pero, debido a la gran número relativo de parámetros que necesitan ser optimizados, es más eficiente para determinar inicialmente las condiciones óptimas in vitro. En los experimentos que se describen a continuación, hemos probado la eficacia in vitro de la TFD con una EP 5,10,15,20-tetrakis (meta-hidroxifenil) chlorin, abreviado mTHPC (Figura 1A). mTHPC es la sustancia activa en el producto medicinal Foscan, que se utiliza actualmente en la clínica para el tratamiento paliativo del cáncer de cabeza y cuello. Es uno de los PS más potente, la inducción de daño celular masiva ya a bajas concentraciones, y se demostró que es superior a otra PS en términos de penetración en el tejido 9, 10. Su espectro de absorción de la luz (Figura 1B) muestra dos picos prominentes, uno a 417 nm y un segundo a 652 nm, que se utilizan para la localización de tejido de acumulación de PS y para PDT de inducción, respectivamente. En la actualidad, una formulación liposomal de mTHPC está en desarrollo. A continuación, describimos los procedimientos para cuantificar la absorción de esta formulación liposomal, y para llevar a cabo la TFD en dos líneas celulares humanas OS, el bajo HOS metastásico y las células metastásicas 143B altos. Algunos de los datos que aquí se presentan han sido reportados anteriormente 11. Thenfoque E descrito aquí nos permite estudiar el efecto de un fenotipo metastásico en la eficacia de la TFD. 143B células ortotópicamente, inyectados en las extremidades traseras de los ratones SCID inmunodeficientes causan intratibial tumores primarios en metástasis, un modelo que imita estrechamente la enfermedad metástasis humana. Por lo tanto, los experimentos in vitro propuestas son perfectamente adecuados para evaluar los ajustes óptimos PDT que se utilizarán posteriormente en experimentos in vivo.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>PAA GmbH, Friburgo, Alemania</td><td>E15-883</td><td></td></tr><tr><td>HAM F12</td><td>PAA GmbH, Friburgo, Alemania</td><td>E15-817</td><td></td></tr><tr><td>Suero fetal de ternera inactivado por calor</td><td>GIBCO, Basilea, Suiza</td><td>10500-064</td><td></td></tr><tr><td>mTHPC</td><td>biolitec Research GmbH, Jena, Alemania</td><td></td><td>Como esta formulación liposomal se origina a partir de R& D no hay número de catálogo disponible en este momento. Existencia: 1,5 mg/ml; suministrado en una mezcla 9:1 de dipalmitoilfosfatidilcolina (DPPC) y dipalmitoilfosfatidilglicerol (DPPG; >99% de pureza)</td></tr><tr><td>Lector de placas Spectramax Gemini XS</td><td>Molecular Devices, Sunnyvale, CA</td><td>ID# 861</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Zeiss Observer.Z1</td><td>Axio Observer, Axio Vision Release 4.6.3 SP1, Jena Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ceralas PDT 652 nm Láser</td><td>biolitec AG, Jena, Alemania</td><td>LD652nm2W400u</td><td></td></tr><tr><td>Reactivo de tetrazolio (WST) soluble en agua</td><td>Roche Diagnostics AG, Rotkreuz, Suiza</td><td>1644807</td><td></td></tr></tbody></table>

citotóxica eficacia de la terapia fotodinámica en células de osteosarcoma<em&gt; in vitro</em

Cytotoxic Efficacy of Photodynamic Therapy in Osteosarcoma Cells In Vitro

En los últimos años, ha sido la dificultad en la búsqueda de terapias más eficaces contra el cáncer con menos efectos secundarios sistémicos. Por lo tanto la terapia fotodinámica es un nuevo enfoque para el tratamiento selectivo del tumor más. Terapia fotodinámica (PDT) que hace uso de un fotosensibilizador no tóxico (PS), que, tras la activación con luz de una longitud de onda específica en la presencia de oxígeno, genera radicales de oxígeno que provocan una respuesta citotóxica 1. A pesar de su aprobación hace casi veinte años por la FDA, PDT es hoy en día sólo se utiliza para tratar un número limitado de tipos de cáncer (de piel, de la vejiga) y las enfermedades no oncológico (psoriasis, queratosis actínica) 2. La principal ventaja de la utilización de la PDT es la capacidad de realizar un tratamiento local, lo que evita efectos secundarios sistémicos. Además, permite el tratamiento de tumores en sitios delicados (por ejemplo, alrededor de los nervios o vasos sanguíneos). Aquí, un intraoperative aplicación de la TFD se considera en el osteosarcoma (OS), un tumor de la médula, para apuntar los satélites de tumor primario queda atrás en el tumor de tejido circundante después de la resección quirúrgica del tumor. El tratamiento tiene como objetivo disminuir el número de recurrencias y a reducir el riesgo de (postoperatoria) la metástasis. En el presente estudio, se presentan en los procedimientos in vitro PDT para establecer la configuración de PDT óptimas para el tratamiento eficaz de las líneas celulares usadas ampliamente OS que se utilizan para reproducir la enfermedad humana en modelos de ratón OS intratibial bien establecidos. La absorción de la PS mTHPC se examinó con un espectrofotómetro y fototoxicidad se provocaron con la luz láser de excitación de mTHPC a 652 nm para inducir la muerte celular evaluada con un ensayo de WST-1 y por el recuento de células supervivientes. Las técnicas establecidas nos permiten definir los ajustes óptimos PDT para futuros estudios en modelos animales. Son una herramienta fácil y rápida para la evaluación de la eficacia de la terapia fotodinámica <em&gt; In vitro antes de una aplicación in vivo.

Con las técnicas aquí reportados, se investigó PDT basada en mTHPC en OS células humanas. En primer lugar, el tiempo y la dosis de absorción depende de mTHPC se investigó en la baja HOS metastásico y en las líneas de células 143B OS altamente metastásicas. mTHPC absorción se puede evaluar mediante la medición de la fluorescencia de mTHPC con un espectrofotómetro de fluorescencia (Figura 2, reproducido con permiso de Reidy et al. 11). Figura 2A ilustra la captación de...

El protocolo informado aquí permite la evaluación de la eficacia de la terapia fotodinámica (PDT) en líneas de células y la optimización de la configuración de PDT antes de aplicar la terapia en modelos animales.

Citotóxica eficacia de la terapia fotodinámica en células de osteosarcoma<em&gt; In Vitro</em

In recent years, there has been the difficulty in finding more effective therapies against cancer with less systemic side effects. Therefore Photodynamic ...

El objetivo general del siguiente experimento es demostrar la eficacia citotóxica de la terapia fotodinámica en células de osteosarcoma. Esto se logra midiendo primero la absorción intracelular del fotosensibilizador M-T-H-P-C por parte de las células de osteosarcoma. En el segundo paso, se aplica luz láser a las células para activar el M-T-H-P-C y producir radicales de oxígeno citotóxicos.Por último, el metabolismo celular y el número de células se miden mediante un ensayo de tetra oleum soluble en agua uno o WST uno. En última instancia, el ensayo WST, así como el recuento celular directo, se pueden utilizar para medir la citotoxicidad de la terapia fotodinámica en las células de osteosarcoma. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia el tratamiento del osteosarcoma, ya que permite medir la eficacia de la terapia fotodinámica in vitro y se asemeja a la técnica utilizada actualmente en los pacientes.Para comparar la absorción de M-T-H-P-C entre líneas celulares de osteosarcoma, comience por la siembra de 0,2 veces 10 al sexto Hoss y 143 células B por pocillo. Por triplicado en placas de seis pocillos, deje que las células se adhieran durante la noche a una fluidez del 80 al 90%, y luego, al día siguiente, incube las células con una concentración fija de M-T-H-P-C durante diferentes períodos de tiempo en la oscuridad para evaluar la absorción dependiente del tiempo del fotosensibilizador por parte de las células. Después de las incubaciones, aspire el medio y lave las células tres veces con PBS, luego separe las células con 0,5 mililitros de tripin EDTA y cuéntelas.A continuación, gire las células durante cinco minutos a 400 veces G y temperatura ambiente. Aspire el medio y vuelva a suspender el pellet en PBS hasta una densidad final de dos veces 10 por la quinta celda por mililitro. Pipetee 100 microlitros de la suspensión celular en cada pocillo de un 96.Cubra y mida la fluorescencia de las células en un espectrofotómetro de fluorescencia configurado a 417 nanómetros de excitación y 652 nanómetros de emisión. A continuación, prepare una curva estándar colocando 100 microlitros de cero a cuatro miligramos por mililitro de concentraciones de M-T-H-P-C por triplicado. En una placa de 96 pocillos y mida la fluorescencia como se acaba de demostrar para generar una curva estándar para calcular la unidad de fluorescencia relativa de cada célula que contiene pocillo a partir de la placa medida anteriormente.Para medir la fototoxicidad del fotosensibilizador, primero siembre 3000 células por pocillo por triplicado por cada concentración de M-T-H-P-C en una placa de 96 pocillos, incluidas las celdas de control de toxicidad oscura para cada concentración de fotosensibilizador. Deje que las células se adhieran durante la noche a una fluidez del 50 al 60% al día siguiente. Incubar las células con un rango de concentraciones de M-T-H-P-C en la oscuridad durante cinco horas después de la incubación.Aspire el medio y lave las células dos veces con PBS y agregue medios nuevos sin M-T-H-P-C luego específicos para el espectro de absorción M-T-H-P-C, usando la protección ocular adecuada. Ajuste un láser de diodo de 652 nanómetros a una potencia de 21,88 milivatios por centímetro cuadrado a una altura de 13,5 centímetros. Distancia de las células para obtener una dosis energética de cinco julios por centímetro cuadrado.A continuación, ilumine las células, excepto las células de control de toxicidad oscuras, durante 230 segundos después de la iluminación. Mantenga las celdas en la oscuridad a 37 grados centígrados durante 24 horas. Posteriormente, agregue 10 microlitros de wst, un reactivo por cada 100 microlitros de medio, tres horas después de la adición del wst, un reactivo mida la absorbancia de los pocillos individuales a 415 nanómetros.Por último, calcule el número de células supervivientes además del ensayo WST. El recuento directo de las células es un segundo método para medir la toxicidad celular. Para calcular el porcentaje de células viables, siembre dos veces 10 a la cuarta celda por pocillo en 2 placas de 24 pocillos y deje que se adhieran durante la noche.Al día siguiente incubar las células durante cinco horas en la oscuridad con M-T-H-P-C e iluminarlas como se acaba de demostrar. Mantenga las celdas de control oscuras en la oscuridad después de 24 horas, recoja el sobrenadante, lave las células una vez con PBS y ojos de tripsina, finalmente gire las células y vuelva a suspender el pellet en 200 microlitros de medio fresco para contar. Los resultados ilustrados en este gráfico muestran en el panel superior la absorción de M-T-H-P-C de una manera dependiente del tiempo con una intensidad de fluorescencia de la suspensión celular que representa los niveles intracelulares de M-T-H-P-C.En el panel inferior. La absorción de M-T-H-P-C dependiente de la dosis se puede evaluar midiendo la fluorescencia de M-T-H-P-C con un espectrofotómetro de fluorescencia. Este gráfico ilustra la absorción de una concentración fija de M-T-H-P-C de una manera dependiente del tiempo con la intensidad de fluorescencia de la suspensión celular que representa los niveles intracelulares de M-T-H-P-C.En este gráfico, se muestra la absorción de M-T-H-P-C dependiente de la dosis en Haass y 143 células B después de una incubación de cinco horas. La absorción en la línea celular 143 B de alta metástasis fue significativamente mayor que en la línea de células huésped parentales de baja metástasis. Se demuestra la toxicidad oscura dependiente de la dosis de las células del osteosarcoma.Se trataron 143 células B con diferentes dosis de M-T-H-P-C y se compararon con las células no tratadas, y se observó una disminución dependiente de la dosis de la actividad metabólica y del número de células medido por un ensayo de WST. Se reconoció una disminución de la viabilidad celular a una concentración de M-T-H-P-C igual y superior a 2,5 microgramos por mililitro. En el gráfico inferior, se ilustra la toxicidad dependiente de la dosis de M-T-H-P-C.Las células fueron tratadas con diferentes dosis de M-T-H-P-C y posterior iluminación a cinco julios por centímetro cuadrado. Se observó una disminución consecuente en la actividad metabólica celular, así como una disminución en el número de células. El desarrollo de esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la biología del cáncer aplicaran estos métodos a modelos in vivo de osteosarcoma, así como para otras investigaciones preclínicas.

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Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

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Aquí, la monitorización en tiempo real del metabolismo de las células tumorales, combinada con un modelo de metástasis de membrana corioalantoidea (CAM) de embrión de pollo in vivo, se utiliza para evaluar nuevos objetivos/agentes anticancerígenos por su capacidad para sensibilizar las células tumorales a los quimioterapéuticos que dañan el ADN.

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La terapia fotodinámica (TFD) es una opción alternativa para el tratamiento del cáncer de pulmón. Para aumentar el efecto terapéutico de la TFD, se desarrollaron nanopartículas dirigidas al cáncer de pulmón combinadas con quimioterapia. Se evaluaron las eficacias anticancerígenas tanto in vitro como in vivo de la TFD con nanopartículas preparadas.

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Terapia fotodinámica (TFD) es un procedimiento médico que involucra la incubación de un fotosensibilizador exógeno aplicado (PS) seguido por fotoactivación luz visible para inducir apoptosis. Presentamos un protocolo en vitro PDT diseñado para simular el PDT que puede utilizarse para estudiar las diferencias en incubación de PS y parámetros de tratamiento de la luz.

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