Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

El objetivo general de este procedimiento es trasplantar un corazón desde un donante hasta un ratón receptor. Esto se logra primero extrayendo el corazón de la cavidad torácica del donante y almacenándolo en solución salina fría. Los siguientes pasos consisten en trasplantar el corazón al abdomen del receptor y luego monitorear los latidos del corazón trasplantado.

Finalmente, el rechazo del trasplante se confirma mediante inspección visual y análisis patológico. En última instancia, los resultados muestran que los corazones trasplantados entre cepas no relacionadas de ratones son rechazados, mientras que los corazones trasplantados entre la misma cepa son aceptados. La demostración en video a largo plazo de esta medición es fundamental, ya que los pasos microquirúrgicos son difíciles de aprender debido al tamaño muy pequeño de los animales donantes y receptores.

El complicado procedimiento quirúrgico implicado y la necesidad de aumentar la precisión y la velocidad al realizar las operaciones en los receptores hacen que siempre sea fundamental asegurarse de que todos los instrumentos se limpien y esterilicen completamente en un baño de etanol al 80 %. Es muy recomendable el uso de equipos estériles desechables. Después de anestesiar al ratón donante en una cámara de isoflurano, colóquelo en posición supina sobre la mesa de operaciones.

Luego conecte rápidamente el cono nasal, administrando el anestésico. Asegúrese de probar la calidad de la anestesia con una compresión en la pata trasera. Si no hay respuesta de retirada, comience a afeitar la piel utilizando una hoja quirúrgica.

Luego, esterilice la piel con tres pasadas alternas de clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70% durante toda la cirugía. Monitoree visualmente la respiración y el latido cardíaco del animal. Ajuste la administración de isoflurano en consecuencia.

Comience realizando una toracotomía para exponer el corazón y los vasos, abriendo el tórax por ambos lados de la caja torácica. Corte desde el borde de las costillas hacia la axila y en sentido transversal al nivel del esternón xifoides. Esto crea un colgajo de la pared torácica.

Fije el colgajo abierto al tablero de operaciones cerca de la cabeza. Luego, retire el pericardio alrededor del corazón. Levante la vena cava inferior con pinzas y administre un mililitro de solución salina fría heparinizada a la VCI próxima al corazón.

Luego, sujete una pinza arterial pequeña a la VCI para evitar que la solución fluya de regreso a través del orificio de la aguja con gasa y un aplicador de algodón. Mueva el corazón hacia abajo para exponer la aorta y la arteria pulmonar. El seno transverso es el canal situado posterior al haz de la aorta y la arteria pulmonar.

A continuación, corte la aorta y la arteria pulmonar lo más distal posible para maximizar la longitud de los vasos para la anastomosis. Ahora divida la vena cava inferior, la vena cava superior derecha, la vena cava superior izquierda y las venas pulmonares. Cada una debe ligarse por separado utilizando hilo de seda 6.0.

Primero, ligue la VCI y la VCS derecha. Luego, ligue la VCS izquierda y las venas pulmonares. Ahora, retire el corazón cortando todos los vasos distales a los ligamentos.

Guarde el corazón en solución salina fría y estéril a cuatro grados Celsius hasta el trasplante. Después de preparar el animal para la cirugía como se describió para el donante, comience realizando una laparotomía. Corte a lo largo de la línea media desde el pubis hasta el esternón xifoides.

Utilizando clips doblados en forma de retráctores. Abrir el abdomen, envolver las vísceras en gasa empapada con solución salina tibia y retraerlas hacia la parte superior derecha del abdomen. A continuación, exponer la aorta infrarrenal y la vena cava inferior (IVC) entre la bifurcación ilíaca y la arteria y vena renales izquierdas.

Suelte el segmento empacado de aorta y VCI. Luego, seccione la aorta y la VCI de los vasos lumbares con un dispositivo de cauterización calibrado. Aplique pequeños pinzas atraumáticas a los extremos proximal y distal del segmento de aorta y VCI liberado.

Con una aguja de calibre 30, haga un orificio en la pared anterior de la aorta desde el corte vertical, creando un orificio del tamaño de la aorta del donante. Aproveche esta oportunidad para eliminar cualquier coágulo sanguíneo del lumen de la aorta mediante un enjuague con solución salina heparinizada. Ahora introduzca el corazón del donante en solución salina fría.

Coloque el corazón donante junto a la incisión en la aorta del receptor. Coloque la arteria pulmonar donante junto a la VCI del receptor utilizando suturas de nylon continuas de 10 oh. Anastomose las aortas de extremo a lado.

Comience en la esquina proximal y sutúre a lo largo del lado izquierdo hasta la esquina distal. Luego, gire al animal 180 grados. A continuación, mueva el corazón hacia un lado y continúe con las suturas a través del lado derecho de la pared aórtica, de distal a proximal.

Antes de cerrar la anastomosis, enjuague suavemente la luz con solución salina con heparina para eliminar coágulos y aire. Luego, termine la sutura. A continuación, realice una incisión vertical en la pared anterior de la VCI donde se realizará la anastomosis con la arteria pulmonar.

En segundo lugar, utilice 10 puntos continuos para la anastomosis. Comience los vasos en el extremo distal de la pared izquierda dentro de la luz de la VCI en el extremo proximal. Continúe a lo largo de la pared frontal derecha y sutúre hasta el extremo distal nuevamente.

Dé un buen lavado al lumen antes de completar la anastomosis. A continuación, coloque trozos de espuma de gel alrededor de la anastomosis. La hemostasia se logra mediante presión suave con aplicadores de algodón.

Para revascularizar al receptor. Libere primero el clamp distal y luego el clamp proximal. Durante la operación del receptor, es fundamental optimizar la precisión y la velocidad de la cirugía.

Por lo tanto, el tiempo de pinzamiento cruzado debe ser idealmente inferior a 30 minutos. Para favorecer la recuperación, aplique solución salina tibia a 37 grados Celsius en el sitio del injerto. La fibrilación debe ser inmediata y revertir espontáneamente al ritmo sinusal en cuestión de minutos.

Antes de cerrar el sitio quirúrgico, se debe administrar una inyección de buprenorfina por vía intramuscular. Finalice la operación cerrando la herida con un punto continuo absorbible cinco cero para todas las capas del tejido. Después de cerrar la herida quirúrgica, inyecte al animal receptor ampicilina y una inyección subcutánea de 0,6 mililitros de solución salina.

Para ayudar a la hidratación, coloque el animal sobre una placa calefactora ajustada a 37 grados Celsius hasta que recupere la conciencia. La mayoría de los animales beben e incluso comen dentro de las tres horas posteriores a la cirugía. Si después de ocho horas el ratón aún muestra signos de malestar, administre inyecciones de buprenorfina cada 12 horas hasta que los síntomas desaparezcan.

Si el ratón permanece en estado de malestar durante más de 48 horas, comuníquese con un veterinario durante los primeros 10 días posteriores a la cirugía. Monitoree directamente el latido del injerto mediante palpación abdominal. Registre diariamente la intensidad del latido, desde cuatro más para un injerto saludable hasta uno más para un latido débil debido a un rechazo avanzado.

Registre un injerto sin latidos como negativo debido al rechazo completo del injerto después de 10 días. Continúe monitoreando el pulso del corazón injertado tres veces por semana. Tras 227 trasplantes heterotópicos de corazón, el 90,3 % tuvieron éxito durante 24 horas y el 86,8 % tuvieron éxito durante 48 horas. El fracaso incluyó parálisis de las extremidades posteriores, un corazón sin latidos debido al injerto, lesión isquémica y/o trombosis; los sobrevivientes del injerto fueron catalogados.

La causa del fracaso del trasplante cardíaco se estableció mediante patología. El análisis del corazón trasplantado, marcado aquí con una flecha, indicó que la trombosis y la infarto del tejido cardíaco fueron la causa del fracaso de este corazón injertado en la combinación de cepas C57 Black Six como donante y receptor; en este caso, ningún corazón fue rechazado y los corazones trasplantados sobrevivieron más de 100 días. En este caso, el corazón se había reducido ligeramente de tamaño debido a la atrofia muscular secundaria a su estado no sostenible para la vida.

En contraste, en la combinación de cepas con rechazo de donante DBA dos a receptor C 57 Black seis, este corazón trasplantado había dejado de latir para el día siete y mostraba evidencia de rechazo a los 100 días. El mismo corazón estaba completamente fibrotizado y encogido una vez analizado. Esta técnica puede realizarse en 90 millones o menos si se lleva a cabo adecuadamente, y no olvide que trabajar con gas de óxido nitroso puede ser extremadamente peligroso.

El uso de un sistema de captación de gases anestésicos está ampliamente disponible.