Name: Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-08T23:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Aprende el trasplante cardíaco heterotópico en ratones, incluyendo la recolección del corazón donante y las anastomosis arterial y venosa. Esta técnica permite evaluar la supervivencia del injerto mediante palpación diaria.

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Los autores desean agradecer al Dr. Biagio Pietra por su trabajo previo en nuestro laboratorio.

Todos los animales fueron alojados en condiciones libres de patógenos en la Universidad de Colorado Barbara Davis Center Animalario en proceso de aprobación del IACUC y atendidos de acuerdo a las directrices del NIH. La profundidad de la anestesia es juzgado por los pies pizca inicialmente y por la observancia de la tasa de respiración una vez iniciado el procedimiento. 1. Donante del corazón de la cosecha <ol><li> Se anestesia el ratón donante mediante la inyección de pentobarbital (60 mg / kg IP). </li><li> Inmovilizar el ratón por 4 vías restricciones y clip de la piel. Limpie la piel con alcohol. </li><li> Después de la disección de distancia de la piel, abrir la cavidad abdominal haciendo una incisión transversal justo por debajo del diafragma. </li><li> Cortar la parte posterior del diafragma de la inserción costal y levantar la pared anterior del tórax anterior y superiormente exponer el corazón. </li><li> Extender un espesor total cortado posterior de la cavidad torácica lateral en los lados izquierdo y derecho del pecho. </li><li> Aislar elvena cava inferior (VCI) y coloque un flojo 5-0 sutura de seda alrededor de la vena cava inferior adyacente a su inserción en la aurícula derecha. </li><li> Inyectar 1,0 cc de solución salina 4 ° C heparinizada (200 U / cc) en la vena cava inferior, entonces ligar el vaso con la sutura de seda 5-0 y se dividen. </li><li> Aislar la vena cava superior derecha (VCSD) de manera similar y se liga con sutura de seda 5-0 y se dividen. </li><li> Gire suavemente el corazón hacia el lado derecho de los animales y aislar la vena cava superior izquierda (VCSI), se liga con una sutura de seda 5-0 y dividir la exposición de la arteria pulmonar izquierda. </li><li> Asegure el corazón bajo una gasa húmeda, mientras que el timo es contundente disecado de la principal arteria pulmonar (AP) y la PA ramas izquierda y derecha y ascendiendo arco aórtico. </li><li> Blunt diseccionar el arco aórtico libre de los tejidos circundantes. Micro-tijeras se utilizan para dividir a la aorta proximal a la arteria braquial-cefálica derecha, es decir, no debe haber ramas entre el corazón y la divisiónpunto de la aorta. </li><li> Esta sección del arco aórtico forma el manguito arterial para el proceso de implante. </li><li> Reflejar el manguito aórtica inferiormente para exponer el tronco de la AP y las ramas izquierda y derecha de la AP. </li><li> Blunt diseccionar las ramas PA izquierda y derecha lejos de los tejidos que rodean la medida del corazón de lo posible. Esto permite una fácil disección del tronco de la AP de los tejidos circundantes. </li><li> Divida el tronco de la AP lo más distante posible, proximal sólo para su bifurcación. Esta sección de la arteria pulmonar forma el manguito venoso para el proceso de implante. </li><li> Coloque una sutura de seda 5-0 alrededor de la base del corazón y corbata. El corazón se corta entonces libre en la base, y se coloca en 4 ° C salina. Tiempo total de la cosecha es de aprox. 10-15 min. </li></ol> 2. Implante Corazón Técnica <ol><li> Anestesiar los ratones receptores con pentobarbital (60 mg / kg dosis inicial IP, 25 mg / kg dosis suplementaria IP si es necesario). </li><li> Clip de la piel yinmovilizar el ratón por 4 vías restricciones y preparar la piel con povidona yodada y la caída de una manera estéril. </li><li> Haga una incisión abdominal vertical de 2 cm de la línea media y entrar en la cavidad abdominal. </li><li> Retraer el intestino superior y exteriorizado en el pecho. Mantenga envuelto en una gasa húmeda estéril (solución salina estéril) durante todo el caso. </li><li> Aislar la aorta abdominal y la vena cava inferior (VCI) por debajo de los vasos renales y colocar 4-0 lazos de algodón alrededor de la aorta y vena cava inferior superior, a continuación, inferior a la sitio de la anastomosis. </li><li> Identificar los vasos lumbares dentro del campo y se liga con sutura de nylon 10-0. </li><li> Nudo de los lazos de algodón, primero el inferior seguido por el superior. De esta manera un poco de sangre se retiene en la aorta haciendo más fácil la aortotomía. </li><li> Formar la aortotomía con una aguja 30 G para entrar en el lumen de la aorta. Extender la incisión con tijeras finas micro a una longitud de aproximadamente 2 mm. Esta incisión se realiza en línea recta a lo largo del tiempotudinal eje del recipiente. </li><li> Hacer fin a anastomosis lateral de la aorta del donante a la aorta destinatario de la siguiente manera. Coloque un nylon 10-0 estancia sutura puntada en la aorta del donante y para el ángulo inferior de la incisión en la aorta destinatario y corbata. Coloque una segunda nylon 10-0 frente a la primera en la aorta del donante y de la esquina superior de la incisión en la aorta abdominal y corbata. </li><li> Hacer una línea de sutura de superior a inferior en la pared lateral de la aorta y corbata contra la permanencia de la puntada colocado previamente. Asegúrese de llevar las intimas (superficie interior del vaso) juntos mientras cose. Entonces suturar el lado medial de un modo de funcionamiento y la corbata. La primera y la última puntada en cada lado debe colocarse lo más cerca de los puntos de sutura estancia lo más posible. Entonces tratar de tener 3 puntos espaciados uniformemente entre estos dos hacen un total de 5 puntos. </li><li> Hacer fin a anastomosis lateral de la arteria pulmonar del donante al receptor IVC de la siguiente manera. Puncture la VCI con una aguja de 30 G y extender la incisión durante aprox. 2 mm con tijeras finas micro. Esta incisión se hace en una línea recta a lo largo del eje longitudinal del buque. </li><li> Ate la arteria pulmonar del donante a la esquina inferior de la incisión en la vena cava inferior con nylon 10-0. Coloque una segunda nylon 10-0 frente a la primera en la arteria del donante y de la esquina superior de la incisión en la vena cava inferior y corbata. </li><li> Hacer una línea de sutura continua entre la arteria pulmonar y la vena cava inferior y corbata. La primera y la última puntada en cada lado debe colocarse lo más cerca de los puntos de sutura estancia lo más posible. Entonces tratar de tener 5 puntos espaciados uniformemente entre estos dos hacen un total de 7 puntos de sutura. </li><li> Suelte el flujo distal 4-0 algodón empate restablecer venosa. </li><li> Una vez que se ha observado la hemostasia de la anastomosis venosa proximal 4-0 lazo de algodón se afloja gradualmente y la anastomosis arterial observó para la hemostasia. Cuando ambas anastomosis son considerados seguros, quite la cotton vincula desde el ratón. </li><li> Devuelva el intestino en el abdomen. La pared abdominal se cerró en dos capas con sutura de seda 5-0 en una manera corriente. </li><li> Administre un bolo de 1,0 ml de, caliente la solución salina normal estéril en el abdomen, como la reanimación con líquidos en el cierre, y 0,8 ml de solución salina normal se inyecta por vía subcutánea después de la operación. No se requieren otras medidas de apoyo durante la cirugía. Recuperar el animal sobre una manta térmica. Tiempo de implante total es de aprox. 90-120 min para principiantes, 45-60 min con experiencia. Administrar la analgesia con buprenorfina, 0,05 mg / kg, SC, 0,1 hasta 0,2 ml al inicio del procedimiento y cada 6-12 horas durante 72 horas después de la operación. </li></ol> 3. Evaluación de injerto <ol><li> Evaluar la función del injerto a diario por la palpación trans-abdominal. </li><li> Mantenga el ratón como si se diera una inyección intraperitoneal. </li><li> Presione suavemente la punta de un dedo en contra de la pared abdominal y determinar la str palizaength y regularidad del injerto. </li><li> Dar calidad palpación una puntuación de 4 (amplitud y frecuencia normal) a 0 (no golpiza rechazó injerto). </li></ol> NOTAS IMPORTANTES: Todos los instrumentos son esterilizados, guantes estériles se usan durante todo el procedimiento y un campo estéril se mantiene. Las cirugías de donantes y receptores se llevan a cabo con el uso de un microscopio operativo. Asegúrese de que las anastomosis son &quot;limpios&quot;. Es decir, que las paredes traseras no queden atrapados al colocar puntos de sutura. Esto hará que una constricción significativa fluya que será más que probable resultado en un injerto fallido y en casos extremos a la parálisis de las extremidades posteriores. También es de vital importancia que el espesor completo pasa incluyendo la adventicia vascular y la íntima de la aguja de sutura se consiguen. Evertion de los bordes también se asegura de que haya contacto-íntima a la íntima, que ayuda en el sellado y la cicatrización de las anastomosis. Otro hecho de vital importanciao es asegurarse de que la tensión de las líneas de sutura de la anastomosis también es óptima. Resultará demasiado flojo y no habrá fugas irreversible, demasiado apretado y estenosis a fluir. Si en el lado arterial esto se traducirá en una pobre perfusión del injerto, si en el lado venoso dará como resultado un corazón congestionado.

<ol><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li>
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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Esta técnica quirúrgica no es fácil de dominar, pero una vez dominado es una poderosa herramienta de investigación. El investigador / cirujano se ve recompensado por la consistencia de la técnica y por la atención a los detalles. Paciencia durante la fase de aprendizaje es la clave. Según lo publicado por Niimi 3, con la ayuda de una herramienta de aprendizaje de vídeo basado toma un promedio de 11 intentos para lograr el primer procedimiento exitoso y 78 intentos de lograr una tasa de éxito del 90%. Videos se han convertido en una herramienta de enseñanza importante en la cirugía 11,12. Solución de problemas Sangrado de las anastomosis se puede producir y esto es probablemente debido a la falta de cualquiera de tensión correcta en los puntos de sutura, o muy pocos puntos de sutura. Mientras que un agente inductor de la coagulación como Gelfoam puede ser útil para reducir las fugas, se recomienda que el cirujano debe contar con una buena técnica. Congestionado corazón no late es más común debido a la anastomosis que son demasiado apretados, sobre todo en el lado venoso. Un no-beatosng, injerto no perfundido es causada comúnmente por una burbuja de aire que ha viajado en una de las arterias coronarias. Es importante mantener un campo húmedo a húmedo para evitar la entrada de burbujas en los vasos. Limitaciones de la Técnica Esta técnica no es adecuada si un investigador desea investigar los efectos sobre un corazón en pleno funcionamiento. Eso requeriría una técnica de trasplante ortotópico, que hasta la fecha ha sido imposible de realizar. Significativas en relación con los métodos existentes Si se desea estudiar los efectos sobre un trasplante de órgano totalmente vascularizado, sólido en el ratón, entonces el modelo de corazón es probablemente la más sencilla de dominar. Existen modelos de ratón de cáncer de pulmón, el riñón y el trasplante de hígado, pero son mucho más difíciles de aprender y perfecto. Los pasos críticos dentro del protocolo Es de vital importancia que todo su espesor, pasnos incluyendo la adventicia vascular y la íntima de la aguja de sutura se consiguen. Evertion de los bordes también se asegura de que haya contacto-íntima a la íntima, que ayuda en el sellado y la cicatrización de las anastomosis. Otro factor muy importante es asegurarse de que la tensión de las líneas de sutura de la anastomosis también es óptima. Resultará demasiado flojo y no habrá fugas irreversible, demasiado apretado y estenosis a fluir. Si en el lado arterial esto se traducirá en una pobre perfusión del injerto, si en el lado venoso dará como resultado un corazón congestionado. Por encima de todo, la repetición, la consistencia del procedimiento y la atención continua al detalle producirá grandes resultados y los datos que puedan ser financiados y publicables.

En una era en la que es posible realizar trasplantes de riñón, pulmón, hígado y páncreas en ratones, la piedra angular de un trasplante de órgano la investigación básica y la inmunología desde 1973 1-4 sigue siendo el modelo de trasplante heterotópico de corazón en el ratón. En los años transcurridos varios trabajos se han publicado detalles de mejoras / mejoras de 5,6 a este procedimiento. Como modelo de trasplante de órganos sólidos principalmente vascularizado este procedimiento es insuperable. Una vez dominado este procedimiento se presta a la investigación de respuestas de rechazo alogénico 7, el desarrollo de vasculopatías crónicas 8 y los mecanismos de la lesión de isquemia-reperfusión 9. Las claves para el aprendizaje con éxito este procedimiento son como cualquier otra cirugía, la paciencia por parte del instructor y el alumno y la atención al detalle. Al comienzo del proceso de la nueva cirujano encontrará que Tbueno pasará muchas horas en cada trasplante. Medida que se adquiere experiencia, los tiempos quirúrgicos, y por lo tanto de isquemia, se reducirá drásticamente. Prestar atención a los detalles de cada paso, tarde o temprano llevará al éxito. Mientras que el instructor puede hacer su mejor esfuerzo para transmitir, y para anticipar, todas las posibles caídas del hoyo que se pueden encontrar durante estas cirugías, el aprendiz &quot;creativo&quot; es probable encontrar algunos de los suyos! Los fundamentos del procedimiento son los siguientes. El donante ascendente arco aórtico es de extremo a lado anastomosa a la aorta abdominal receptor y la arteria pulmonar del donante es de extremo a lado anastomosada al destinatario abdominal de la vena cava inferior (VCI). La sangre fluye desde la aorta destinatario en forma retrógrada a través de la aorta del donante a las arterias coronarias. Una vez que la sangre ha pasado a través del sistema coronario que drena en la aurícula derecha a través del seno coronario, se bombea hacia el ventrículo derecho ya continuación, a través de la arteria pulmonar en el receptor IVC. De esta manera el sistema coronario se suministra la sangre arterial y el ritmo sinusal devuelve al injerto dentro de 1-2 min de reperfusión. Desde las cámaras izquierdas del corazón son la presión esencialmente bajo-cargado la pared libre del ventrículo izquierdo se atrofia con el tiempo.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Pinza de microdisección recta #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de microdisección curva #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Pinza dentada curva</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas tijeras de microdisección, cortas</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección, rectas, afiladas, largas</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td></td><td></td> con mango de micromuelle <td>11.549.15</td></tr><tr>Pinza <td></td><td>antimosquitos recta</td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección, rectas, romas</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección, curvas, romas</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro retractor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bandeja de instrumentos, 10" x 6 y frac12; &rdquo; x y frac34; "</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sutura de seda, 5/0, bobina</td><td></td> de 22,5 m <td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>nylon</td><td></td><td></td> 10/0 <td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 seda</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Guantes</td><td></td><td>de E19A05N Biogel de Medex Supply Cortinas</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Jeringas</td><td></td><td>B-D 1 cc de insulina, #329424</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores</td><td></td><td>de algodón Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Hisopos de povidona yodada</td><td>PDI, #B40600</td><td></td>4/0 Corbadas de algodón Algodón doméstico esterilizado en autoclave con instrumentos <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murino heterotópico corazón trasplante técnica

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Ahora es de más de cuarenta años desde que esta técnica fue reportada primero por Corry, Wynn y Russell. Aunque tomó algunos años para otros laboratorios para ser competentes en y utilizan esta técnica, ahora es ampliamente utilizado por muchos laboratorios de todo el mundo. Un refinamiento importante a la técnica original fue desarrollado y reportado en 2001 por Niimi. Se describen aquí son las técnicas que se han desarrollado durante más de una década en manos de tres cirujanos (Plenter, Grazia, Pietra) en nuestro centro. Estas técnicas están siendo transmitidos a una generación más joven de cirujanos e investigadores. Basado en gran parte en la experiencia Niimi, los procedimientos utilizados han evolucionado en los pequeños detalles - detalles que haremos todo lo posible para relacionar aquí de una manera tal que otros pueden ser capaces de utilizar este modelo de gran utilidad. Como Niimi, hemos encontrado que una ayuda de video para el aprendizaje es un recurso de valor incalculable para el principiante.

<html> La utilización de esta técnica quirúrgica se abre el camino para cualquiera de los estudios de supervivencia del injerto / rechazo simples, o protocolos experimentales bastante complejas. En el estudio se describe brevemente en la siguiente figura, hemos tratado de definir la participación, en su caso, de Fas y / o perforina como mecanismos de CD4 de células T mediada por el rechazo cardíaco. Esto fue posible gracias a la extraordinaria variedad de cepas de ratones que están disponibles hoy en día. Los resultados demuestran que el rechazo frontal de los aloinjertos cardiacos de las células T efectoras CD4 requiere la contribución alternativa del injerto de la expresión de Fas y T expresión de perforina celular. Hasta donde sabemos, esta es la primera demostración de que la actividad citolítica de las células T CD4 puede desempeñar un papel obligado para el rechazo agudo del aloinjerto primaria in vivo. 1.jpg &quot;/&gt; . Figura 1 perforina y Fas Representa Obligatorios y Caminos Paralelos de CD4 T B6 mediada por células rechazo cardíaco, B6 PFPKO (perforina knock-out), y gld B6 (deficientes Fas-ligando) las células T CD4 se utilizaron para reconstituir trapo B6 - / - los destinatarios de C3H tipo salvaje o C3H Fas deficiente lpr aloinjertos cardíacos. La eliminación de solo Fas (♦, p = NS vs control de peso C3H + B6 células T CD4) de los corazones de donantes o extracción o perforina sola de las células T CD4 (■, p = NS vs control de peso C3H + B6 T CD4 células) no anulan el rechazo. Curiosamente, la eliminación de FasL a partir de las células T CD4 efectoras hizo rechazo de retardo significativamente (●, p &lt;0,02 vs células WT C3H + B6 T CD4, p &lt;0,01 vs células WT C3H + B6 PFPKO T CD4, y p &lt;0,01 vs . C3H lpr + B6 células T CD4). Sin embargo, la mayoría de los aloinjertos seguían rechazaron (4 de 5). Cabe destacar que la eliminación simultánea del donante Fas y CD4 T perforina celularrechazo completamente abrogada (○, p &lt;0,002 frente a control Wt C3H + B6 células T CD4, Peso C3H + B6 células PFPKO T CD4, y lpr C3H + B6 células T CD4). Esta abrogación fue significativamente más robusto que la eliminación individual de FasL de células T CD4 (○, p &lt;gld B6 células T CD4 de control 0.003 vs Peso C3H +). De Grazia et al 10. Reproducido con permiso.

El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón.

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

El objetivo general de este procedimiento es realizar y evaluar la salud de un trasplante cardíaco heterotópico en ratón. Esto se logra primero extrayendo cuidadosamente el corazón del donante. En el segundo paso, se prepara quirúrgicamente el sitio del injerto en el receptor para permitir un espacio suficiente para implantar el tejido donante.A continuación, se trasplanta el corazón donante mediante la formación de anastomosis arteriales y venosas. En el paso final, se verifica la hemostasia de las líneas de sutura vasculares antes de cerrar al receptor. En última instancia, la salud del injerto puede monitorizarse mediante palpación diaria para evaluar los efectos de diversos factores sobre la supervivencia del injerto donante.La demostración visual de este método es fundamental, ya que los pasos de la anastomosis son difíciles de aprender. La tensión de las suturas debe ser exacta para evitar fugas y la constricción del flujo sanguíneo. Para extraer el corazón donante, primero inmovilice el animal donante anestesiado con sujeciones en cuatro direcciones.Después de cortar el pelaje, limpie la piel con alcohol. Después de separar la piel, realice una incisión transversal justo inferior al diafragma. Para abrir la cavidad abdominal, corte el diafragma posterior a la inserción costal.Extienda una incisión de espesor completo, corte hacia arriba la cavidad torácica lateral posterior en los lados izquierdo y derecho del tórax con hielo, aísle la vena cava inferior o VCI, y luego coloque una sutura de seda 5-0 suelta alrededor de la VCI adyacente a su inserción. Inyecte un cc de solución salina SA heparinizada a cuatro grados Celsius en el atrio derecho y ligue el vaso con la sutura de seda 5-0, luego seccione.Luego, después de ligar y suturar la vena cava superior derecha de manera similar, gire suavemente el corazón hacia el lado derecho del animal e aisle y ligue la vena cava superior izquierda, exponiendo así la arteria pulmonar izquierda. Ahora sujete el corazón bajo una gasa húmeda y, mediante disección roma, separe el timo de la arteria pulmonar principal, de las ramas de las arterias pulmonares izquierda y derecha y del arco aórtico ascendente. Libere el arco aórtico de los tejidos circundantes y luego use tijeras microquirúrgicas para seccionar la aorta proximal a la arteria braquiocefálica derecha hasta que no queden ramas entre el corazón y el punto de sección de la aorta.Esta sección del arco aórtico forma el manguito arterial para el proceso de implante. A continuación, refleje el manguito aórtico en sentido inferior para exponer el tronco de la arteria pulmonar y las ramas izquierda y derecha de la arteria pulmonar. Luego, mediante disección roma, separen las ramas izquierda y derecha de la arteria pulmonar de los tejidos circundantes lo más lejos posible del corazón.Divida el tronco de la arteria pulmonar lo más distal posible, justo proximal a su bifurcación, para formar el manguito venoso para el proceso de implante. Luego ate una sutura de seda número cinco alrededor de la base del corazón. Córtele libre en la base y transfiera el tejido extirpado a solución salina a cuatro grados Celsius.El tiempo total de extracción es de aproximadamente 10 a 15 minutos para implantar el corazón donante. Después de anestesiar e inmovilizar al animal receptor, limpie la piel con yodo-povidona y enjuague intercaladamente con alcohol o agua estéril. Repita este procedimiento tres veces y luego prepare el campo quirúrgico de manera estéril.Luego, comience el procedimiento realizando una incisión abdominal vertical media de dos centímetros. Para acceder a la cavidad abdominal, retraja el intestino en sentido superior y exteriorice el tejido hacia el tórax, envolviéndolo en gasa estéril humedecida con solución salina estéril. A continuación, aísle la aorta abdominal y la vena cava inferior por debajo de los vasos renales y coloque cuatro ligaduras de hilo de algodón alrededor del tejido, primero en la parte superior y luego en la inferior respecto al sitio de anastomosis.Identifique cualquier vaso lumbar dentro del campo y ligue con nylon 10 T. Suture primero el lazo de algodón inferior y luego el superior para retener algo de sangre en la aorta y facilitar la realización de la autoamputación aórtica. Después de asegurar los nudos, ingrese al lumen de la aorta con una aguja de calibre 30.Luego, utilice tijeras microquirúrgicas finas para extender la incisión hasta una longitud de aproximadamente dos milímetros en línea recta a lo largo del eje longitudinal del vaso. Ahora coloque una sutura de nylon 10-0 en el extremo del aorta del donante y en el ángulo inferior de la incisión en el aorta del receptor para realizar una anastomosis de extremo a lado entre el aorta del donante y el aorta del receptor.Después de anudar la sutura, coloque una segunda sutura de nylon 10 T opuesta a la primera en la aorta donante y en la esquina superior de la incisión y la aorta abdominal, y anude también esta sutura. Cuando la segunda sutura esté en su lugar, realice una sutura continua desde la parte superior hasta la inferior en la pared lateral de la aorta, teniendo cuidado de aproximar la íntima y anudarla contra la puntada de fijación previamente colocada. A continuación, suture el lado medial de forma continua y anúde, colocando la primera y la última puntada en cada lado lo más cerca posible de las puntadas de fijación.Procure tener tres puntos equidistantes entre estos dos, para un total de cinco puntos. Luego, para realizar una anastomosis de extremo a lado de la arteria pulmonar del donante con la vena cava inferior del receptor, primero punzurar la VCI con una aguja de calibre 30 y, a continuación, usar tijeras microfinas para extender la incisión aproximadamente dos milímetros en línea recta a lo largo del eje longitudinal del vaso. A continuación, suturar la arteria pulmonar del donante a la esquina inferior de la incisión en la VCI con nylon de 10 nudos.Coloque un segundo nylon de 10 oh frente al primero en la arteria donante y en la esquina superior de la incisión en la vena cava inferior abdominal y anúdelo. Luego, realice una sutura continua entre la arteria pulmonar y la vena cava inferior y anúdela, colocando la primera y la última puntada en cada lado lo más cerca posible de las puntadas de fijación. Intente tener cinco puntadas equidistantes entre estas dos, para un total de siete puntadas.Ahora suelte la fijación distal de algodón OTT para restablecer el flujo venoso. Una vez observada la hemostasia de la anastomosis venosa, afloje gradualmente la fijación proximal de algodón OTT y observe la anastomosis arterial en busca de hemostasia. Cuando ambas anastomosis se consideren seguras, retire las ligaduras de algodón del ratón, devuelva el intestino al abdomen y utilice seda número cinco para cerrar la pared abdominal en dos capas.De forma progresiva, administre una bolo de un mililitro de solución salina normal estéril y tibia en el abdomen como reanimación con líquidos al cerrar, e inyecte 0,8 mililitros de solución salina normal por vía subcutánea. Finalmente, para evaluar la función del injerto mediante palpación transabdominal diaria, sujete al ratón como se haría para una inyección intraperitoneal. Luego presione suavemente la punta de un dedo de la mano contra la pared abdominal para determinar la intensidad y regularidad del latido del injerto.Asigne una puntuación de cuatro para una amplitud y frecuencia normales hasta cero para un injerto rechazado sin latido. Esta técnica quirúrgica facilita tanto estudios simples de supervivencia de injertos como protocolos experimentales complejos. Por ejemplo, en este experimento representativo, se investigó la participación de la vía rápida y/o de la perforina como mecanismos de rechazo cardíaco mediado por linfocitos T CD4 positivos.Los resultados demuestran que el rechazo directo de los trasplantes cardíacos por linfocitos T efector CD cuatro positivos requiere la contribución alternativa de la expresión rápida del injerto y de la expresión de perran en linfocitos T, indicando por primera vez que la actividad citolítica de los linfocitos T CD cuatro positivos puede desempeñar un papel obligado en el rechazo agudo primario del trasplante alogénico in vivo. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo colocar las suturas en su anastomosis para obtener un injerto cardíaco que lata de manera saludable.

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Investigación

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Medicina

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