Name: Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
Description: Aprenda a monitorear parámetros sistémicos y hemodinámicos hepáticos en ratones mediante presión arterial, presión venosa central y flujo portal. Este método permite evaluar cambios de perfusión hepática con precisión.

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Esta investigación fue apoyada por el Ministerio Federal Alemán de Educación e Investigación (BMBF) financiado &quot;Red hígado virtual&quot;. Me gustaría dar las gracias a Frank Schubert y René Gumpert desde el centro de prensa del Hospital Universitario de Jena por su ayuda en la producción del vídeo y la creación de la animación e Isabel Jank para grabar el audio.

Vivienda y todos los procedimientos fueron llevados a cabo de acuerdo con el Animal Welfare Legislación alemana. 1. calibración de sensores (Siga las instrucciones del fabricante para calibración de sensores) 1.1) calibración catéter Millar. Pre-empapar la punta del catéter en agua estéril o solución salina durante 30 min antes de equilibrar (puesta a cero) y la calibración. <ol><li> Conecte el sensor millar al canal millar1 del amplificador de puente e insertar la punta del sensor millar en la columna de agua. </li><li> Establezca el valor de la columna de agua a 0 cmH 2 O. En la ventana de software de análisis de datos, seleccione puente amplificar y cero ella. El valor de referencia 0 cmH 2 O se puede configurar. </li><li> Establezca el valor de la columna de agua hasta 20 cm de H 2 O. Ejecute el análisis de datos ventana del software progreso, y se detendrá. Elija &quot;unidades&quot; en la ventana del puente de amplificar, establecer la línea base de 0 y 20 cmH 2 O en consecuencia. Ajuste la &quot;unidad&quot; para cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibrar el millar2 para medir la PAC de la misma forma (establecer dos líneas de base 90 y 110 cm de H 2 O). </li></ol> 1.2) calibración de la sonda de flujo de sangre <ol><li> Ponga la sonda en agua desionizada. Conecte la sonda con el sistema de sonda de flujo transónico. </li><li> En la ventana de software de análisis de datos, elija Entrada amplificar a cero la sonda de flujo. Ajuste las unidades. </li><li> Pulse el botón para &quot;canal de prueba&quot; para recoger la señal: si la señal tiene 3-4 bares, significa que la señal es buena. En caso de que se adquiere una buena señal, el procedimiento puede continuar. </li><li> Pulse el botón para &quot;Canal de cero&quot; y el canal de escala para ver si el valor ha sido calibrado o no. </li><li> Pulse el botón para &quot;Canal de medida&quot; para la medición posterior. </li></ol> 2. Prepare el ratón para el procedimiento quirúrgico <ol><li> Coloca el ratón en una cámara de inducción y anestesiar el ratón con 2% de isoflurano y0,3 ml / min de oxígeno. La operación se puede realizar si el dedo del pie-pinch retirada reflejo del ratón está ausente. </li><li> Afeitarse la piel de las regiones quirúrgicas, que incluyen el cuello y el abdomen izquierdo. </li><li> Coloque el ratón en la mesa de operaciones y arreglarlos con cintas. Use ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad durante el período de operación. </li><li> Coloque un cojín de gasa debajo del cuello para una exposición óptima del campo de operación de cuello. </li><li> Desinfectar el campo de operación y colocar gasas esterilizadas para cubrir el ratón solamente dejando el campo quirúrgico abierto. </li></ol> 3. parámetros vitales Medición <ol><li> Inserte las agujas de ECG subcutáneamente en las patas de ratón. </li><li> Coloque el sensor respiratoria bajo la parte posterior del ratón. </li><li> Coloque la sonda de temperatura en el recto del ratón. </li><li> Temperatura Record, ECG y la frecuencia respiratoria del ratón en el software de análisis de datos. </li></ol> 4. Cuello Operación de SMonitoreo Cardiovascular ystemic 4.1) la disección de buques <ol><li> Identifique la línea media del cuello, el punto medio de la clavícula, el ángulo de la mandíbula. </li><li> Hacer una incisión longitudinal de 2 cm desde el ángulo de la mandíbula hasta el punto medio de la clavícula, que es de 0,5 cm hacia el lado izquierdo de la línea media. </li><li> Diseccionar la glándula submandibular, déle la vuelta y se cubre con una gasa embebida en solución salina. </li><li> Identificar la vena yugular, diseccionar y colocar tres 6-0 suturas de seda en la vena para la ligadura después y fijación. </li><li> Identifique el músculo esternocleidomastoideo, separarlo del vientre superior del vientre omohioideo y posterior del músculo digástrico, y tire de ella con un retractor para facilitar la exposición de la arteria carótida. </li><li> Diseccionar la arteria carótida y colocar suturas de seda 6-0 tres debajo de la arteria para la ligación posterior y fijación. </li></ol> 4.2) la medición del flujo sanguíneo de la arteria carótida <ol><li> Coloque el transónicasonda alrededor de la arteria carótida, que sea estable, y optimizar el contacto usando gel de ultrasonido o solución salina. </li><li> Registro de velocidad del flujo sanguíneo de la arteria carótida, como se indica en la pequeña pantalla del dispositivo transónico utilizando el software de análisis de datos </li><li> Retire la sonda después de completar la medición </li></ol> 4.3) Medición de la presión de la arteria carótida (CAP) <ol><li> Se liga el extremo distal de la arteria carótida y la abrazadera su extremo proximal. </li><li> Coloque 2 suturas de fijación alrededor de la arteria carótida. Utilice 10-0 prolene para la sutura estancia. </li><li> Hacer una pequeña incisión en la pared anterior del recipiente. </li><li> Inserte el catéter Millar y fijar con suturas previamente colocadas. </li><li> Registre la PAC en el software de análisis de datos. </li></ol> 4.4) medición del flujo sanguíneo de la vena yugular <ol><li> Levante la vena yugular y coloque la sonda de flujo transónico para medir la velocidad de flujo. </li><li> Registre la velocidad de flujo en el software de análisis de datos. </li></ol> 4.5) medición de la presión venosa central (PVC) <ol><li> Sujetar el extremo proximal de la vena yugular y se liga el extremo distal. </li><li> Cortar una pequeña incisión utilizando microtijeras en la pared anterior del recipiente. </li><li> Inserte el catéter lleno de líquido y fijarla con las líneas de sutura pre-colocado. </li><li> Registre la CVP en el software de análisis de datos. </li></ol> 5. abdominal Operación de Adquisición de Hemodinámica hepática 5.1) Identificación del buque <ol><li> Hacer una incisión transversal en el abdomen. </li><li> Eventerate los intestinos hacia el lado izquierdo y cubrir con una gasa húmeda. </li><li> Identificar la vena cava inferior, la vena porta, la arteria hepática común y la arteria hepática propia. </li><li> Caer un poco de solución salina caliente en el abdomen y en la superficie de los intestinos cada 5 min durante todo el procedimiento de supervisión. </li></ol> 5.2) La medición del flujo sanguíneo portal <ol><li> Diseccionar la vena portal. </li><li> Coloque seda 6-0 en la vena porta para facilitar la elevación del recipiente al colocar la sonda de flujo. </li><li> Coloque la sonda de flujo transónico alrededor de la vena portal y medir su tasa de flujo de sangre. </li><li> Registre el caudal de sangre de la vena porta. </li></ol> 5.3) La medición de flujo de la arteria hepática común <ol><li> Disecar la arteria hepática común con cautela. </li><li> Coloque una sutura de seda 6-0 alrededor del vaso para facilitar la elevación del recipiente. </li><li> Coloque la sonda de flujo alrededor de la arteria. </li><li> Mida su flujo sanguíneo y adquirir los datos. </li></ol> 5.4) Medición de la presión de la vena porta (PVP) <ol><li> Elija una de las ramas de la vena mesentérica con pocas ramas laterales, que drena directamente en la vena porta. </li><li> Se liga el extremo distal de la vena mesentérica seleccionado. Asegúrese de que la ligadura está cerca del tubo intestinal. Ligar sus ramas pequeñas </li><li> Coloque 2 fijación suturas utilizando 6-0 prolene alrededor de la vena. El punto clave de este procedimiento es evitar tocar la arteria mesentérica cuando la ligadura de la vena. </li><li> Sujetar el extremo proximal de la vena portal. </li><li> Coloque 2 suturas utilizando prolene 10-0. Un poco de sangrado se producirá desde la sutura estancia debe penetrar en la pared vascular de la vena mesentérica bien. </li><li> Haga una pequeña incisión en la vena usando una microscissor oblicuamente en un ángulo de 45 grados. </li><li> Inserte el catéter Millar través de la vena mesentérica en la vena porta y fijarla </li><li> Medir la presión de la vena porta. Al final del procedimiento, sacrificar los ratones por desangrado bajo anestesia. </li></ol>

<ol><li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow%2C+oxygenation%2C+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li>
<li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant%3A+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li>
<li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+vein+ligation+in+mice%3A+portal+hypertension%2C+collateral+circulation%2C+and+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li>
<li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Trop%22%5BJournal%5D)">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li>
<li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li>
<li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice%3A+macroscopic%2C+histological+and+portal+pressure+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Exp.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li>
<li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li>
<li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li>
<li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow%3A+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.%22%5BJournal%5D)">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li>
<li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li>
<li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter%3A+evaluation+and+optimization+of+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li>
<li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li>
<li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Monitoreo de la hemodinámica hepática es una importante herramienta de investigación en hepatología y cirugía hepatobiliar. Adquisición de los datos hemodinámicos hepáticos ayuda a caracterizar el efecto de los procedimientos hepatobiliares en el sistema circulatorio. También es necesaria la adquisición de datos hemodinámicos hepáticos para estudiar el efecto de fármacos que afectan la presión portal y el flujo portal, por ejemplo, según sea necesario en los estudios que evalúan fármacos vasoactivos. <p cla...

El objetivo general de este vídeo era demostrar un procedimiento de control en tiempo real para la obtención de los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas. La razón fundamental para el desarrollo de este procedimiento es su gran valor para las intervenciones experimentales en ratones que requieren la obtención de los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas. El procedimiento se puede aplicar a los animales no tratados previamente y durante o después de una intervención quirúrgica experimental hepato-biliar dado, tal como la hepatectomía parcial, la ligadura de la vena porta y trasplante de hígado. Adquisición de los datos hemodinámicos hepáticos en roedores requiere que el procedimiento invasivo propuesto. La perfusión hepática no se puede obtener de forma no invasiva. Sin embargo, hay alternativas para la adquisición de la presión sanguínea sistémica. Técnicas de monitorización, tales como la técnica de manguito en la cola 8 se han utilizado para la adquisición de la presión arterial en ratas y ratones. La técnica de manguito en la cola puede ser aplicada en conscianimales sas. Al medir la presión arterial, el animal tiene que ser colocado y fijo en una posición incómoda específica. En el manual del dispositivo de golpes de cola, el fabricante afirma que los ratones pueden llegar a ser nervioso y estresado que puede disminuir la circulación en la cola. Bajo esta circunstancia, la presión de la sangre periférica adquirida en la cola puede ser mucho más baja que la presión arterial central. El procedimiento de control completo se realizó con un monitor multicanal integrado que utiliza una serie de sensores para la adquisición de datos. La presión arterial se obtuvo mediante la inserción de un catéter en el vaso después de la disección microquirúrgica respectiva cuidado y la exposición bajo el microscopio. La tasa de flujo se mide colocando una sonda de flujo transónico alrededor de cada recipiente. Ya hemos informado de un procedimiento de monitorización intraoperatoria similar para ratas que resulta en una serie completa de datos hemodinámicos fisiológicos comparables a SinGLdatos e informados de otros grupos 7. Por lo tanto consideramos que este procedimiento representa una buena base para su adaptación a la del ratón, una especie de 10 veces más pequeño que el de la rata. La diferencia clave para el procedimiento de rata es el uso de catéteres Millar para la adquisición de datos de presión arterial en lugar de un sistema de catéter a base de fluido. Flujo también fueron adquiridas con sondas de flujo transónicas, sólo mucho más pequeños que para los vasos de ratas correspondientes. Debido al pequeño tamaño del animal, la instrumentación de los ratones es técnicamente difícil, pero factible. Una vez que se completa instrumentación, adquisición de datos y análisis de datos primaria vida es simple, ya que un archivo de configuración predefinida se puede utilizar. El archivo de configuración tiene que ser definido una vez al comienzo de una serie de experimentos y puede ser almacenado y utilizado para todos los experimentos posteriores. Hasta ahora hemos aplicado este procedimiento para evaluar los efectos hemodinámicos hepáticos en experimentos agudos. Medimos CAP y PVP antes e inmediatamente después de la hepatectomía parcial del 70% (PH) y en experimentos de sujeción / de-sujeción. Nos SujETA el ligamento hepato-duodenal del lóbulo derecho que representa 20% de la masa hepática seguido por breve (5 minutos) de sujeción de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo que representa totalmente 90% de la masa hepática. De-sujeción comenzó con la liberación de la abrazadera del lóbulo derecho, seguido de la liberación de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo. Tiempo de sujeción máxima era inferior a 10 min.

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador de puente cuádruple</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>Amplificador de puente&nbsp;</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstrumentos</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de aguja para FE136 (3 unidades)</td><td>ADInstrumentos</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>módulo de caudalímetro perivascular</td><td>Transonic</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transonic</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 Catéter de presión de ratón Millar</td><td>instruments</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>catéter lleno de líquido&nbsp;</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0,64 veces; </td></tr><tr><td>Micro tijeras de</td> 19 mm <td>F & middot; S&middot; L</td><td>Nº 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de micro abrazaderas</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nº 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micropinzas rectas</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nº 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Micropinzas curvas</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nº 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>portaagujas</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nº 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>de seda 6-0</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>prolene 7-0</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>prolene 10-0</td><td>ethicon</td><td></td><td></td>prolene</tr><tr><td>Dispositivo de corte de cola&nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>www.kentscientific.com LabChart7</td><td>ADInstrumentos</td><td></td><td>software de análisis de datos&nbsp;</td></tr></tbody></table>

monitoreo de parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

El uso de modelos de ratones en la investigación experimental es de enorme importancia para el estudio de la fisiología hepática y alteraciones fisiopatológicas. Sin embargo, debido al pequeño tamaño del ratón, detalles técnicos del procedimiento de monitorización intraoperatoria adecuado para el ratón se describen raramente. Anteriormente hemos informado de un procedimiento de control para obtener parámetros hemodinámicos para las ratas. Ahora, se adaptó el procedimiento para adquirir los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas en ratones, una especie diez veces menor que las ratas. Esta película demuestra la instrumentación de los animales, así como el proceso de adquisición de datos necesaria para evaluar la hemodinámica sistémica y hepática en ratones. Parámetros vitales, incluyendo la temperatura corporal, la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca se registraron durante todo el procedimiento. Parámetros hemodinámicos sistémicos consisten en la presión de la arteria carótida (CAP) y la presión venosa central (PVC). Parámetros de perfusión hepática incluyen portal de vpresión ein (PVP), la tasa de flujo portal, así como la velocidad de flujo de la arteria hepática común (tabla 1). Instrumentación y adquisición de datos para registrar los valores normales se completó en 1,5 h. Parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas se mantuvieron dentro de los rangos normales durante este procedimiento. Este procedimiento es difícil pero factible. Ya hemos aplicado este procedimiento para evaluar la hemodinámica hepática en ratones normales, así como durante la hepatectomía parcial del 70% y en el lóbulo de hígado de sujeción experimentos. PVP media después de la resección (n = 20), fue 11,41 ± 2,94 cmH 2 O que fue significativamente mayor (P &lt;0.05) que antes de la resección (6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Los resultados de lóbulo hepático sujeción experimento indicaron que este procedimiento de control es sensible y adecuado para detectar pequeños cambios en la presión portal y la tasa de flujo portal. En conclusión, este procedimiento es fiable en las manos de un micro-cirujano experimentado, pero debe limitarse a experiments donde los ratones están absolutamente necesarios.

Parámetros vitales de los ratones, como la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca son, evidentemente, mucho más alto que en la rata. La media de la presión arterial sistémica y la presión de la vena yugular son similares a los valores de rata e incluso similares a los datos humanos. Datos hemodinámicos hepáticos son obviamente diferentes. Se obtuvieron valores normales de 8 ratones. El flujo de sangre en ratones normales Portal osciló entre 1.6 a 2.3 ml / min. El flujo en la arteri...

Esta película muestra cómo adquirir la hemodinámica sistémica y hepática en los ratones. Todo el monitoreo incluye la adquisición de los parámetros vitales, presión arterial sistémica, la presión venosa central, tasa de flujo de la arteria hepática común, y la presión de la vena porta, así como la velocidad de flujo portal en ratones.

Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

En esta película, se demuestra el procedimiento de monitoreo de la hemodinámica sistémica y hepática y ratones. La monitorización incluye la adquisición de parámetros vitales, la presión arterial sistémica, la presión venosa central, la presión de la vena porta, así como la tasa de flujo portal en ratones. Lo que se necesita para el procedimiento de monitoreo completo es una computadora con una tabla de laboratorio siete, un microscopio estereoscópico y una máquina de anestesia y un sistema de DI.Componentes Un sistema DI. Los componentes incluyen tiempo de tránsito, perivascular, medidor de flujo, laboratorio de energía y puente cuádruple. Para la adquisición de datos, también necesitamos un acondicionador de temperatura y señal de ECG para el registro, la temperatura directiva y la frecuencia cardíaca.Estos son los instrumentos que necesitamos. Los materiales de sutura que necesitamos son seis, cero seda, seis cero prolina, siete cero prolina, 10 cero prolina. Se trata del sensor de temperatura, el sensor de ECG y el sensor respiratorio.Esta es la sonda de flujo sanguíneo, MA un PSB para medir la tasa de flujo de la vena porta. Esta es la sonda de flujo sanguíneo, MA 0.5 PSB para medir la tasa de flujo de la arteria corporal común, la arteria carótida y la vena uug. Se trata del Milli C Theater, un transductor de presión de alta sensibilidad para medir la presión arterial.Calibración de teatro Milli C. Conecte un sensor Miller al sensor Miller de dos canales, que está configurado para adquirir la presión de la vena portal. Inserte la punta del sensor Miller en la columna de agua milímetro.Primero, establezca el valor de la columna de agua en cero centímetros de agua en la ventana del gráfico de laboratorio siete. Elija puente, amplificar y poner a cero. Ejecute el progreso y luego deténgase. Y de esa manera podemos obtener el valor de referencia a cero centímetros de agua.A continuación, establezca el valor de la columna de agua en 20 centímetros de agua. Ejecute el progreso y luego deténgase aquí. Se muestra la línea de base de una columna de agua de 20 centímetros.Elija las unidades en la ventana. Establezca la línea de base de agua de cero y 20 centímetros al valor de voltaje correspondiente. Ajuste la unidad a centímetros de calibración de la sonda de flujo sanguíneo de agua.Coloque la sonda en agua desionizada. Conecte la sonda con el sistema de sonda de flujo transónico y la ventana de acelga de laboratorio. Elija la entrada amplificar para poner a cero la sonda de flujo.Ajuste las unidades. Presione el botón para probar el canal para recoger la señal. Si la señal tiene de tres a cuatro barras, significa que la señal es buena.En caso de que se adquiera una buena señal, podemos continuar. Presione el botón para ver el canal de carretera y el canal de escala para ver si el valor se ha calibrado o no. Presione el botón Para medir el canal para su posterior medición e Ize el mouse con 2%ISO de flúor y 0,3 mililitros por minuto de oxígeno.Fije el mouse en la mesa de operaciones con almohadilla térmica. Coloque una almohadilla de gasa debajo del cuello para una exposición óptima del campo de operación. Inserte las agujas de ECG por vía subcutánea en la pausa.Coloque el sensor respiratorio debajo de la parte posterior del mouse. Coloque la sonda de temperatura en el recto del ratón. Registre la temperatura del ratón, el ECG y la frecuencia respiratoria en el laboratorio.Tabla siete de operaciones de cuello para la monitorización cardiovascular sistémica. Desinfecta el cuello del ratón. Identifica la línea media del cuello, el punto medio de la clavícula, el ángulo de la mandíbula.Haga una incisión longitudinal de dos centímetros desde el ángulo de la mandíbula hasta el punto medio de la clavícula de aproximadamente 0,5 centímetros en el lado izquierdo de la línea media. Esta animación demostrará la anatomía del cuello. Podemos identificar la glándula submandibular inmediatamente después de abrir la incisión.Después de dar la vuelta a la glándula submandibular, podemos identificar la vena ular externa y sus ramas. Debajo de la vena ular, podemos ver la capa muscular, incluyendo el músculo lato mastomastoideo esternal, el vientre superior del omohioideo y el músculo hioides esternal. Después de separar estos músculos, podemos identificar la arteria carótida y hacer especial hincapié en la arteria carótida y en la vena ula externa.Estos dos vasos son necesarios para las inserciones de los ceds. Aquí demostraremos el procedimiento quirúrgico. Primero, diseccione la subglándula, déle la vuelta y cúbrala con una gasa con solución salina.Podemos identificar la vena eula externa. Diseccione inmediatamente la vena ugla y coloque 3 6 0 suturas de seda, una para la ligadura y las otras dos para la fijación. Libere la pared del vaso recortando el tejido graso en la superficie de la vena.Asegúrese de no lesionar la pared del vaso, de lo contrario, causará un sangrado severo. A continuación, separe el músculo esternal de Plato, el músculo mastoideo, el vientre superior del omohyoideo y el músculo esteroide de la popa. Tire del músculo mastoideo esternal a un lado con un retractor.Entonces podemos identificar la arteria carótida. Diseccionar la arteria carótida y colocar tres suturas para su fijación y ligadura con seis mediciones de flujo sanguíneo de la arteria carótida de seda cero. Coloque la sonda transónica MA 0,5 PSB alrededor de la arteria carótida.Manténgalo estable. Optimice el contacto con gel de ultrasonidos o solución salina. Registre la tasa de flujo sanguíneo de la arteria carótida como se indica en la pequeña pantalla del dispositivo transónico.Usando la tabla de laboratorio siete, retire la sonda después de completar la medición. La medición de la presión de la arteria carótida liga el extremo distal de la pinza de la arteria carótida. Su extremo proximal.Ata las suturas de fijación sin apretar para más tarde. Fijación del Teatro Millia Coloque una sutura de elevación con 10 cero prolina en la pared anterior. Para facilitar la apertura de la incisión, realice una pequeña incisión en la pared anterior del vaso.Inserta el Millia Theater y arréglalo. Suelte la abrazadera. Registre la presión de la arteria carótida utilizando la medición del flujo sanguíneo de la vena de la izquierda.Mida el flujo sanguíneo de la vena ulo utilizando la cuerda de flujo transónico MA 0.5 P sb. Registre el caudal. Retire la sonda Después de completar la medición, la medición de la presión venosa central pinza el extremo proximal de la vena ular como ligar el extremo distal.Corta una pequeña incisión con unas microtijeras. Inserte el catéter lleno de líquido, fíjelo con líneas de sutura precolocadas. Suelte la abrazadera.Registro de la presión venosa central Operación abdominal para adquisición de hemodinámica hepática. Haz una incisión transversal en el abdomen. Saca los intestinos hacia el lado izquierdo y cúbrelo con una gasa húmeda.Después de mover los intestinos, podemos identificar la vena kava inferior, la vena porta, la arteria hepática común y la medición adecuada del flujo sanguíneo portal de la arteria hepática. Disecciona la vena porta. Coloque seis suturas de seda cero debajo de la vena porta para facilitar el levantamiento del vaso.Coloque la sonda de flujo MA one PSB alrededor del recipiente. Mida su tasa de flujo sanguíneo. Registre los datos, retire la sonda.Después de completar la medición, medición del flujo de la arteria hepática común, identifique la arteria hepática común, diseccione con cuidado. Colocar 1 6 0 Sutura de seda para facilitar la elevación del vaso. Coloque la sonda de flujo MA 0.5 PSB.Mida su flujo sanguíneo y adquiera los datos. Retire la sonda Después de completar el portal de medición, medición de presión de la vena, elija una rama de la vena mesentérica con pocas ramas en el sitio, que drene directamente en la vena porta como se muestra en el lugar de animación. Dos suturas de fijación alrededor de la vena.Más tarde servirán para arreglar el lugar de cedro mili. Dos suturas de estancia con prolina 10 zero. También podemos colocar una sutura de elevación en la pared interior de la vena, lo que debería facilitar la elevación de la pared frontal.Para abrir completamente la incisión, haga una pequeña incisión en la vena con microtijeras. Inserte el mili CED en la vena mesentérica. Avanza hasta la confluencia de la vena porta para adquirir la Presión de la vena porta.Ahora vamos a demostrar el procedimiento quirúrgico de medición del portal. Ligado de presión venosa el extremo distal de la vena mesentérica seleccionada. Ramas pequeñas ligadas colocadas dos suturas de fijación con seis prolina cero.El punto clave de este procedimiento es evitar tocar la arteria mesentérica. Al ligar la pinza venosa, el extremo proximal de la vena. Colocar dos suturas de estancia con prolina 10 cero en ambos lados de la vena.Se producirá algo de sangrado ya que las suturas de estancia deben penetrar en la pared vascular de la vena mesentérica fina. Use un micross fino para hacer una pequeña incisión oblicua en un ángulo de 45 grados. Inserte el teatro milli C suavemente y fíjelo.Suelte la abrazadera. Inserte el teatro mili C hasta llegar a la confluencia de la vena porta y registre la presión de la vena porta. El cateterismo puede permanecer en su lugar hasta el final del final del procedimiento experimental.A pesar del pequeño tamaño de los parámetros vitales, la hemodinámica sistémica y hepática puede monitorizarse incluso en ratones. Hasta ahora, este procedimiento que hemos utilizado es adecuado para evaluar los efectos hemodinámicos hepáticos en experimentos agudos o finales. Ya hemos recogido los parámetros hemodinámicos normales de los ratones y hemos aplicado este procedimiento en la hepatectomía parcial del 70% y en el pinzamiento del asa hepática.Experimento para observar los cambios en la perfusión hepática. Parámetros vitales como la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca son obviamente mucho más altos que en rojo, lo que significa que la presión arterial sistémica y la presión de la vena ullal son similares a los de los rojos e incluso similares a los datos humanos. Los datos hemodinámicos hepáticos son obviamente diferentes.El flujo sanguíneo total y normalizado oscila entre 1,6 y 2,3 mililitros por minuto El flujo en la arteria hepática oscila normalmente entre 0,1 y 0,35 mililitros por minuto. La presión portal está en el rango de 4,4 a 11,2 centímetros de agua, la presión media de la vena porta antes y después de la hepatectomía parcial del 70% con 6,9 y 11,4 centímetros de agua, lo que coincidió con las variaciones en humanos u otros animales de experimentación. Indica que este procedimiento de monitorización directa es sensible y preciso para evaluar estos parámetros hemodinámicos.Los resultados del experimento de pinzamiento del lóbulo hepático mostraron que los pequeños cambios en la perfusión hepática podían detectarse mediante este procedimiento de monitorización. Por lo tanto, este procedimiento se puede utilizar en muchos campos de investigación experimental, como la cirugía hepatobiliar y la intervención farmacológica para documentar los cambios hemodinámicos. Posteriormente.

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