Name: Arteria embólico cerebral media oclusión (MCAO) para el ictus isquémico con homólogas coágulos de sangre en las ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Aprende a crear un modelo de ictus embólico en ratas mediante oclusión de la arteria cerebral media con coágulos sanguíneos homólogos. Este método simula condiciones humanas de accidente cerebrovascular isquémico.

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Este trabajo fue apoyado por las subvenciones de los Institutos Nacionales de Salud HL087990 (G.L.).

Declaración de Ética: ratas macho adultas Sprague-Dawley (330-380 g de pesaje) se utilizaron en este protocolo. Este protocolo fue aprobado por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional (IACUC) en la LSU Health Science Center-Shreveport y está en conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio &quot;(octava edición, la Academia Nacional de Ciencias, 2011 ). 1 Preparación de modificación Tubo PE-50 <ol><li> Mantenga un largo tubo PE-50 de 30 cm por encima de una estufa de gas con las manos, suavizar gradualmente el tubo. Estire suavemente el tubo. </li><li> Seleccionar un punto en el tubo estirado usando un calibre digital (Figura 1), marcarlo, y cortar el tubo de PE-50 modificado en un segmento de 25 cm de largo con una punta de 1 cm de largo (diámetro exterior: ,30-,34 mm). </li></ol> 2 Preparación de homólogos coágulos sanguíneos <ol><li> Anestesiar la rata con isoflurano (5% para la inducción, 2-3% para mantenimiento) en el 70% de N 2 O y 30% O &lt;sub&gt; 2 por una mascarilla antes de la recogida de sangre. Confirmar la anestesia por una pizca dedo del pie. </li><li> Realizar canulación arterial femoral de una rata donante con método publicado 4 y transferir sangre de la arteria femoral directamente en un 20 cm de largo PE-50 tubos. Colocar el tubo durante 2 horas a temperatura ambiente para coagular la sangre, y después retener el tubo durante 22 horas a 4 ° C. Nota: La canulación se realiza utilizando una técnica aséptica como se describe en el paso 3.1. La rata donante se recupera para su posterior muestreo. </li><li> Cortar el tubo de PE-50 en segmentos de 50 mm y enjuagar el coágulo desde el tubo en una placa de Petri estéril que contiene solución salina normal. </li><li> La transferencia de los 50 mm de largo en un coágulo de 60 mm de largo tubo de PE-10 y conectar cada extremo del tubo de PE-10 a un 20 cm de largo PE-50 tubo conectado a la jeringa de 1 ml que contiene solución salina normal con 23 T de la aguja (Figura 2) . </li><li> Desplazar el coágulo mediante movimiento alternativo continuo de una jeringa a la otra durante 5 min, lo que puede eliminar las células de sangre deel coágulo y minimizar el frágil del coágulo coagulada extravascular, sin interrumpir el núcleo de fibrina. </li><li> Cortar el coágulo en un segmento de 40 mm de largo y transferir el segmento de coágulo en un catéter PE-50 modificado como se describe en el paso 1.2 en condiciones asépticas. Nota: Todos los tubos PE se esteriliza con óxido de etileno. </li></ol> 3. embólico arteria cerebral media oclusión (Figura 3A, B) <ol><li> Esterilizar todas las herramientas quirúrgicas en autoclave (mínimo 121 ° C, 15 PSI, durante 15 min). Desinfectar la mesa de cirugía y equipo quirúrgico asociado utilizando etanol al 70%. </li><li> Anestesiar la rata con isoflurano como se describe en el paso 2.1. Pon a prueba la profundidad de la anestesia mediante la realización de una pizca dedo del pie en ambos pies traseros, y cualquier movimiento observado (la retirada de la pata) indica que el animal no es suficientemente anestesiado para hacer la cirugía. Aplique una pequeña cantidad de ungüento veterinario en ambos ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia. Afeitarse la piel en el cuello y la cabeza ventral reregiones con maquinilla eléctrica para exponer las áreas de la piel. </li><li> Coloque la rata en la posición supina sobre una almohadilla térmica. Inserte una sonda rectal, controlar y mantener la temperatura corporal entre 36,5 a 37,5 ° C utilizando una unidad de control manta homeotérmica. </li><li> Desinfectar la piel afeitada y piel circundante con un 10% de povidona-yodo seguido de etanol al 70%. </li><li> Hacer una incisión de 2 cm de largo en el cuello con un microscopio de disección. Utilice separadores para exponer el campo quirúrgico y disecar la arteria carótida común derecha (CCA), la arteria carótida externa (ACE), la arteria carótida interna (ACI), y la arteria pterigopalatino (PPA) libres de los nervios circundantes y fascia (Figura 3A). Nota: Antes de la cirugía, cambiar los guantes estériles si no hay asistente ayuda a preparar el animal. </li><li> Diseccionar la CCA libres de los nervios que lo rodean (sin dañar el nervio vago) y colocar una sutura de seda 5-0 estéril debajo de la arteria. Ate un nudo corredizo (# 1) y captar la sutura utilizando unos pequeños: hemostat y tire enseñó hacia el cuerpo. </li><li> Diseccionar la ECA y sus dos ramas, la arteria occipital (OA) y la arteria tiroidea superior (STA). Coagular dos ramas utilizando una unidad de electrocirugía veterinaria. Coloque dos trozos de 6-0 suturas de seda estériles en el ACA. </li><li> Separar las dos sedas colocados debajo de la arteria, de una sola pieza hacia la cabeza (extremo distal) y el otro hacia el cuerpo. Ate una ligadura apretada (# 2) en el lado más cercano a la cabeza, agarre la seda con pequeñas pinzas y tire enseñado hacia la cabeza. Preparar un nudo flojo (# 3) con la otra seda para su uso posterior. </li><li> Diseccionar el ICA y PPA de los nervios que lo rodean (sin dañar el nervio vago). Ate la PPA con una sutura 6-0 (# 4). Haga un nudo corredizo con 6-0 sutura alrededor del ICA (# 5). Alternativamente, una pinza de la ICA usando un clip microvascular. </li><li> Corte un agujero pequeño (1/2 a través) en el ACE entre la apretada (# 2) y (# 3) ligaduras sueltas con unas tijeras de primavera al estilo Vannas. Inserte la PE-50 modificado bañerae que contiene coágulo de sangre dentro de la incisión y avanzar a la bifurcación de la CCA. Apriete la ligadura floja (# 3) alrededor de la luz lo suficiente como para asegurar preservar la movilidad del tubo-en la vivienda. </li><li> Cortar la ECA en el lugar del pequeño agujero para liberar el muñón y colocar el muñón por debajo de la bifurcación de la ECA y el ICA; esto permitirá que el tubo modificado deslice fácilmente en el ICA. Abra la ACI y avanzar suavemente el tubo del lumen de la ECA en el ICA hasta que la punta del catéter alcanza el origen de la MCA (~ 17 mm de la bifurcación). Nota: Antes de insertar la punta del tubo en el ECA, estéril la superficie exterior del tubo con etanol al 70%, y luego se lava con solución salina normal estéril. </li><li> Inyectar el coágulo a través de la PE-50 modificado catéter junto con 10 l de solución salina durante 10 s usando una jeringa Hamilton de 100 l (Figura 3B). </li><li> Retire la sonda de la ECA 5 minutos más tarde. Ate la ECA y volver a abrir CCA. Suturar la incisión en el cuello. </li></ol> 4. Supervisión del flujo sanguíneo cerebral regional (rCBF) <ol><li> Antes de la oclusión de la MCA, hacer una incisión de línea media 1.2 cm de longitud en el cuero cabelludo para exponer el hueso del cráneo. Quite los tejidos del hueso del cráneo con un raspador dental y swaps de algodón estériles. Nota: Antes de la cirugía, la zona del cuero cabelludo y la piel circundante expuesta se desinfectan con un 10% de povidona-yodo seguido de etanol al 70%. </li><li> Perforar un agujero de trépano de diámetro 1,5 mm situado en 2 mm posterior y 5 mm lateral al bregma usando una fresa de 0,7 mm esférica de acero inoxidable (Figura 4). NOTA: Mantenga la duramadre intacta. </li><li> Coloque la sonda de 0,5 mm por encima de la superficie dura. Monitorear la rCBF a 0 (línea de base), 5, 15, 30, 60, 90, y 120 min después de la embolización y continuar en 5, 15, 30, 45, y 60 min después de la administración intravenosa de tPA. Después de la última medición de rCBF, la incisión del cuero cabelludo se cierra mediante sutura. Nota: Antes de la incisión en el cuello medimos rCBF como línea de base antes de MCA Occlusde iones. Mensaje MCA oclusión medimos rCBF después del cierre de sutura de incisión del cuello. Por lo tanto, la incisión en el cuello se mantiene estéril. </li></ol> Cuidado 5. postoperatoria <ol><li> Inyectar 2,5 ml de solución salina por vía subcutánea para evitar la deshidratación e inyectar Buprenex (0,05 mg / kg, SC) inmediatamente después de la cirugía y cada 6-12 horas según sea necesario para aliviar el dolor. </li><li> Deje de anestesia con isoflurano. Coloque la rata en una cámara de recuperación veterinaria 37 ° C (mantener animales caliente) y mantener la observación. Generalmente se tarda 10 min para la rata para recuperarse de la anestesia. Luego, se coloca el animal en una jaula esterilizada, coloque un poco de comida humedecida en una placa de Petri en la jaula, y volver a la jaula para sala de esterilización de animales. </li><li> 24 hr después del accidente cerebrovascular, la rata eutanasia con una sobredosis de pentobarbital sódico (100 mg / kg de peso corporal, ip). </li></ol> 6. neurológico de Déficit de Score <ol><li> Realizar la puntuación Bederson antes ya las 2 horas después de la embolización. Use un s de calificacióncale de 0-3 como se ha descrito previamente 5: 0, elevando la rata por la cola, el animal se extiende ambas patas delanteras en el suelo y no exhiben otros déficits (movimiento normal); 1, el aumento de la rata por la cola, flexionar la extremidad anterior contralateral; 2, disminución de la resistencia al empuje lateral (y la flexión de la extremidad anterior) y sin vueltas; 3, el mismo comportamiento que el grado 2 con círculos. NOTA: Las ratas que muestran Bederson puntuación = 0 (sin déficit) a las 2 horas después de la embolización se excluyen de mayor estudio. </li></ol>

<ol><li>Overgaard, K., Sereghy, T., Boysen, G., Pedersen, H., Høyer, S., Diemer, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+reproducible+cerebral+infarction+using+thrombotic+blood+clot+emboli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 12 (3), 484-490 (1992).</li>
<li>Zhang, R. L., Chopp, M., Zhang, Z. G., Jiang, Q., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+focal+embolic+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model of focal embolic cerebral ischemia.</a> Brain Res. 766 (1-2), 83-92 (1997).</li>
<li>Dinapoli, V. A., Rosen, C. L., Nagamine, T., Crocco, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+MCA+occlusion%3A+a+precise+embolic+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Selective MCA occlusion: a precise embolic stroke model.</a> J. Neurosci. Methods. 154 (1-2), 233-238 (2006).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. 59 (3496), (2012).</li>
<li>Bederson, J. B., Pitts, L. H., Tsuji, M., Nishimura, M. C., Davis, R. L., Bartkowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).</li>
<li>Henninger, N., Bouley, J., Bråtane, B. T., Bastan, B., Shea, M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Doppler+flowmetry+predicts+occlusion+but+not+tPA-mediated+reperfusion+success+after+rat+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Laser Doppler flowmetry predicts occlusion but not tPA-mediated reperfusion success after rat embolic stroke.</a> Exp Neurol. 215 (2), 290-297 (2009).</li>
<li>Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Annexin+A2+combined+with+low-dose+tPA+improves+thrombolytic+therapy+in+a+rat+model+of+focal+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Annexin A2 combined with low-dose tPA improves thrombolytic therapy in a rat model of focal embolic stroke.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (6), 1137-1146 (2010).</li>
<li>Cheng, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+protein+C+inhibits+tissue+plasminogen+activator-induced+brain+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Activated protein C inhibits tissue plasminogen activator-induced brain hemorrhage.</a> Nat Med. 2 (11), 1278-1285 (2006).</li>
<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. 21 (955), (2008).</li>
<li>Sicard, K. M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of focal brain ischemia.</a> Exp Transl Stroke Med. 1 (7), (2009).</li>
<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Westendorp, W. F., Nederkoorn, P. J., Vermeij, J. D., Dijkgraaf, M. G., van de Beek, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-stroke+infection%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurol%22%5BJournal%5D)">Post-stroke infection: a systematic review and meta-analysis.</a> BMC Neurol. 11 (110), (2011).</li>
</ol>

No tenemos ningún conflicto potencial de intereses que divulgar.

En este estudio, hemos demostrado un método estándar para la realización de un modelo de accidente cerebrovascular embólico MCAO en la rata, en el que el origen de la MCA se ocluye por un coágulo rico en fibrina. La principal ventaja de este modelo es: la oclusión del tronco de MCA con un rico en fibrina del coágulo de sangre es similar al ictus tromboembólico en los seres humanos, el modelo de accidente cerebrovascular embólico es adecuada para realizar investigación preclínica de la terapia fibrinolítica, y que este m...

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.
The institution "Louisiana State University Health Science Center" was changed to "Louisiana State University Health Science Center, Shreveport".

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.

Erratum: Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

El accidente cerebrovascular es la tercera causa principal de muerte en los Estados Unidos, pero las opciones de tratamiento para el accidente cerebrovascular agudo permanece limitada. En la actualidad, la infusión intravenosa de activador de plasminógeno tisular recombinante (tPA) para disolver los coágulos de sangre es la terapia más eficaz para el accidente cerebrovascular isquémico agudo. Sin embargo, el uso de tPA está limitada por su estrecha ventana terapéutica y por el aumento de riesgo de hemorragia intracerebral. Por lo tanto, se necesita urgentemente un modelo de accidente cerebrovascular adecuado para la investigación trombolítico. La arteria cerebral media (MCA) es la arteria ocluida más a menudo en el accidente cerebrovascular en los seres humanos. Centrado en esta arteria, se han establecido muchos modelos animales de accidente cerebrovascular isquémico. En la actualidad, se han desarrollado dos tipos principales de modelos de isquemia focal de roedores por la oclusión de la MCA: sutura modelo MCAO y embólico MCAO modelo. Aunque los modelos MCAO a través de la técnica de sutura intraluminal han sido ampliamente utilizados en mecanismo impulsado investigación del accidente cerebrovascular, estos modelos de sutura no lo hacenderrame cerebral humano imitador, como hasta el 80% de los ictus humanos son causados ​​por trombosis o embolia. Sin embargo, embólico modelo de accidente cerebrovascular usando coágulos de sangre imita estrechamente derrame cerebral humano y se considera adecuada para el estudio trombolítico. Este modelo embólico fue desarrollado por primera vez en ratas por Overgaard et al. 1 en 1992 y se caracteriza por Zhang et al. En 1997 2 y por Dinapoli et al. En 2006 3. Aunque embólico MCAO ha ganado cada vez más atención, hay problemas técnicos que enfrentan por muchos laboratorios. En este artículo, se demuestra un método estándar para la producción de embólico MCAO con coágulos de sangre homóloga en la rata adulta, lo que puede desarrollar un infarto predecible dentro del territorio de la ACM. Las técnicas presentadas en este artículo deben ayudar a los investigadores a superar los problemas técnicos que permitan determinar este modelo para la investigación de un accidente cerebrovascular.

<table><tbody><tr><td>rh-tPA</td><td>Chemical</td><td>Genentech</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-cloruro de trifeniltetrazolio</td><td>Químico</td><td>Sigma</td><td>T8877</td></tr><tr><td>Vaporizador de anestesia</td><td>Equipo</td><td>Tecnología Soma</td><td>Drager Vapor 19.1&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Microtaladro recargable de alta velocidad</td><td>Equipo</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-17</td></tr><tr><td>Tijeras curvas</td><td>Equipo</td><td>Fine Science Tools</td><td>14117-14</td></tr><tr><td>Pinzas Dumont (Médico #7)</td><td>Equipo</td><td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td></tr><tr><td>Pinzas Dumont (Médico #5)</td><td>Equipo</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td></tr><tr><td>Tijeras de resorte estilo</td> <td>VannasEquipo</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td></tr><tr><td>Cámara de recuperación veterinaria&nbsp;</td><td>Equipamiento&nbsp;</td><td>Servicios de Peco&nbsp;</td><td>V1200&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Equipo de la bomba de jeringa Genie plus</td><td>Kent</td><td>Scientific Corporation</td><td></td></tr><tr><td>Equipo</td> de<td>matriz de cerebro de rata</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>RBMA-310C</td></tr><tr><td>Calibrador digital&nbsp;</td><td>Equipo</td><td>World Precision Instruments</td><td>501601</td></tr><tr><td>Equipo de microscopio de disección</td><td>World</td><td>Precision Instruments</td><td>PZMTIII-BS-LWD</td></tr><tr><td>Equipo de jeringa Hamilton</td><td>Hamilton</td><td></td><td>modelo 710</td></tr><tr><td>Unidad de control de manta homeotérmica</td><td>Equipo</td><td>Harvard Aparato</td><td></td></tr> Equipo de <tr><td>cortadora eléctrica</td><td>Braintree</td><td>Scientific</td><td>CLP-9931</td></tr><tr><td>Unidad electroquirúrgica veterinaria</td><td>Equipo</td><td>MACAN Manufacturing Company</td><td>MV-9</td></tr><tr><td>Equipo de caudalímetro sanguíneo</td><td></td><td>Equipo Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/30</td><td>Software</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 7.2</td><td></td><td>Jeringa Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>1 ml</td><td>Consumible</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>Aguja</td></tr><tr><td>309659 23 G</td><td>Consumible</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305143</td></tr><tr><td>Aguja de 30 G</td><td>Consumible</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td></tr><tr><td>Tubo de PE-50</td><td>Consumible</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427517</td></tr><tr><td>Tubo de PE-10</td><td>Consumible</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427400</td></tr><tr><td>6-0 Sutura de seda</td><td>Consumible</td><td>Aparato de Harvard</td><td></td></tr><tr><td>723287 5-0 Sutura de seda</td><td>Consumible</td><td>Aparato de Harvard 517607</td><td></td></tr></tbody></table>

arteria embólico cerebral media oclusión (mcao) para el ictus isquémico con homólogas coágulos de sangre en las ratas

Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Terapia Clínicamente, trombolítico con el uso del activador del plasminógeno tisular recombinante (tPA) sigue siendo el tratamiento más eficaz para el accidente cerebrovascular isquémico agudo. Sin embargo, el uso de tPA está limitada por su estrecha ventana terapéutica y por el aumento de riesgo de transformación hemorrágica. Hay una necesidad urgente de desarrollar modelos de carrera adecuados para estudiar nuevos agentes trombolíticos y estrategias para el tratamiento del accidente cerebrovascular isquémico. En la actualidad, hay dos tipos principales de modelos de accidente cerebrovascular isquémico se han desarrollado en ratas y ratones: MCAO sutura intraluminal y embólico MCAO. Aunque los modelos MCAO a través de la técnica de sutura intraluminal han sido ampliamente utilizados en mecanismo impulsado investigación del accidente cerebrovascular, estos modelos de sutura no imitan la situación clínica y no son adecuados para estudios trombolíticos. Entre estos modelos, el modelo de MCAO embólico imita estrechamente accidente cerebrovascular isquémico humano y es adecuado para la investigación preclínica de la terapia trombolítica. Este modelo embólico fue desarrollado por primera vez en ratas por Overgaard et al. 1 en 1992 y caracterizado además por Zhang et al. en 1997 2. Aunque embólico MCAO ha ganado cada vez más atención, hay problemas técnicos que enfrentan muchos laboratorios. Para satisfacer las crecientes necesidades de investigación trombolítico, se presenta un modelo altamente reproducible de embólico MCAO en ratas, lo que puede desarrollar un volumen de infarto predecible dentro del territorio de la ACM. En resumen, un PE-50 tubo modificado se avanza suavemente desde la arteria carótida externa (ACE) en el lumen de la arteria carótida interna (ACI) hasta que la punta del catéter alcanza el origen de la MCA. A través del catéter, un solo coágulo de sangre homóloga se coloca en el origen de la MCA. Para identificar el éxito de oclusión de la ACM, el flujo sanguíneo cerebral regional se controló, se midieron los déficits neurológicos y los volúmenes de infarto. Las técnicas que se presentan en este documento deben ayudar a los investigadores a superar los problemas técnicos para el establecimiento de este modelo para la investigación de un accidente cerebrovascular. &lt;/ P&gt;

Flujometría láser Doppler (LDF) se utilizó para controlar rCBF durante la inducción de la isquemia cerebral 6,7. Muchos laboratorios incluyendo nuestro laboratorio han estado utilizando rCBF para identificar animales con éxito la oclusión MCA, pero los umbrales de la línea de base variaron entre los laboratorios que están relacionados con el sitio de medición. La sonda de la LDF se coloca en 2 mm posterior y 5 mm lateral a la bregma como se ha descrito previamente 6. rCBF se monitorizó a 0, 5, 15, ...

En este artículo, demostramos un método estándar para producir una oclusión embólica de la arteria cerebral media con coágulos sanguíneos homólogos (ricos en fibrina) en ratas adultas. Este modelo imita de cerca el accidente cerebrovascular isquémico humano y es adecuado para el estudio preclínico de la terapia trombolítica para el accidente cerebrovascular isquémico.

Arteria embólico cerebral media oclusión (MCAO) para el ictus isquémico con homólogas coágulos de sangre en las ratas

Clinically, thrombolytic therapy with use of recombinant tissue plasminogen activator (tPA) remains the most effective treatment for acute ischemic ...

El objetivo general de este procedimiento es desarrollar un modelo de accidente cerebrovascular embólico en la rata. Esto se logra mediante el primer ligado, la arteria carótida común temporalmente con un nudo corredizo y la arteria carótida externa lo más apretada posible. A continuación, coloque una sutura suelta alrededor del ECA por encima de la bifurcación.El segundo paso es aislar la arteria tegopalatina y la arteria carótida interna y ligarlas temporalmente con nudos corredizos. A continuación, corte un pequeño orificio en el ECA entre las ligaduras apretadas y flojas. A continuación, se introduce en el ECA el tubo P 50 modificado que contiene un coágulo de sangre.A continuación, el catéter se invierte en el ACI y el tubo se avanza suavemente hasta que la punta del catéter llega al origen del ACM. El paso final es inyectar el coágulo de sangre a través del catéter junto con solución salina y luego retirar el catéter del ECA cinco minutos después. En última instancia, 24 horas después del accidente cerebrovascular, se utiliza la tinción TTC para mostrar las áreas de infarto en los cortes de cerebro.La principal ventaja de esta técnica, nuestro modelo de accidente cerebrovascular existente, al igual que el modelo MC, es que este modelo de accidente cerebrovascular embólico imita de cerca el accidente cerebrovascular humano y su uso, adecuado para el estudio previo de la terapia SLI para el accidente cerebrovascular isquémico, lo que demuestra que el procedimiento será una falla del puerto Dr.A de mi laboratorio. El Dr. Gene tiene más de 10 años de experiencia en la realización de modelos de circuito rojo. La demostración visual de este método es un paso crítico que es difícil de nombrar.Para preparar el tubo de PE 50, ablande y estire gradualmente un tubo de PE 50 de 30 centímetros de largo sobre un fuego de gas. Seleccione un punto en el tubo elástico con una pinza digital. Luego córtalo en un segmento de 25 centímetros de largo con una punta de un centímetro de largo y un diámetro exterior de entre 0,30 y 0,34 milímetros.A continuación, recoja la sangre de la arteria femoral de una rata anestesiada con un tubo de PE 50 de 20 centímetros de largo. Coloque el tubo a temperatura ambiente durante dos horas para que la sangre coagule. A continuación, mantenga el tubo durante 22 horas a cuatro grados centígrados.Corte el tubo de PE 50 en segmentos de 50 milímetros y enjuague el coágulo del tubo y colóquelo en una placa de Petri estéril que contenga solución salina normal. Transfiera el coágulo de 50 milímetros de largo a un tubo de PE 10 de 60 milímetros de largo. Luego conecte cada extremo del tubo de PE 10 a un tubo de PE 50 de 20 centímetros de largo, que está conectado a una jeringa de un mililitro que contiene solución salina normal con una aguja de calibre 23 para eliminar las células sanguíneas sin interrumpir el núcleo de fibrina, mueva el coágulo de una jeringa a la otra y viceversa continuamente durante cinco minutos después de eso, corte el coágulo en un segmento de 40 milímetros de largo y transfiera el segmento del coágulo a un catéter PE 50 modificado.En este procedimiento, esterilice todas las herramientas quirúrgicas mediante autoclave y desinfecte la mesa de cirugía y el equipo quirúrgico asociado con etanol al 70%. A continuación, anestesia a la rata con iso flúor y asegure la profundidad de la anestesia realizando un pellizco en los dedos de los pies traseros. Aplique una pequeña cantidad de ungüento en los ojos para prevenir la sequedad.Luego coloque la rata en posición supina sobre una almohadilla térmica. Después de eso, afeite el pelaje en la región ventral del cuello con la maquinilla eléctrica, desinfecte la piel y el pelaje circundante con etanol al 70%. Inserte una sonda rectal y mantenga la temperatura corporal en torno a los 37 grados centígrados utilizando una unidad de control de manta homeotémica.Luego, bajo un microscopio de disección, haga una incisión de dos centímetros de largo en la línea media del cuello. Utilice los retractores para exponer el campo quirúrgico. Diseccione el CCA libre de los nervios circundantes sin dañar el nervio vago y coloque una sutura estéril de seda cinco cero debajo de la arteria.Haz un nudo corredizo y tira de la sutura hacia el cuerpo. A continuación, diseccione el ECA y sus dos ramas, la OA y la STA coagule las dos ramas utilizando una unidad electroquirúrgica veterinaria, luego coloque dos piezas de sutura estéril de seda cero debajo del ECA, separe las dos suturas de seda colocadas debajo de la arteria, una pieza hacia la cabeza y la otra hacia el cuerpo. Ata una ligadura apretada en el lado más cercano a la cabeza.Agarre la sutura de seda con pequeños hemostáticos y tire hacia la cabeza. Prepara un nudo suelto con la otra sutura de seda para su uso posterior. Ahora diseccione el ICA y el PPA de los nervios circundantes sin dañar el nervio vago.Ate el PPA con una sutura de seis ceros. A continuación, haga un nudo corredizo alrededor del ACI o corte el ACI con una pinza microvascular. A continuación, corte un pequeño agujero en el ECA entre las ligaduras apretadas y flojas con unas tijeras de resorte estilo Venecia.Inserte el tubo de PE 50 modificado que contiene el coágulo de sangre en la incisión y avance hasta la bifurcación del CCA. Apriete la ligadura suelta alrededor del lumen lo suficiente para preservar de forma segura la movilidad del tubo permanente. Luego corte el ECA en el sitio del pequeño agujero para liberar el tocón.Coloque el tocón debajo de la bifurcación del ECA y el ICA. Esto permitirá que el tubo modificado se deslice fácilmente en el ICA. Abra el ACI y avance suavemente el tubo desde la luz del ACE hasta que la punta del catéter llegue al origen del ACM.Ahora inyecte el coágulo a través del catéter P 50 modificado junto con 10 microlitros de solución salina durante 10 segundos usando una jeringa Hamilton de 100 microlitros. Cinco minutos después, retire el catéter del ACE, ate el ACE y vuelva a abrir el ACE después, suturar la incisión en el cuello. En este procedimiento, se hace una incisión de 1,2 centímetros de largo en la línea media del cuero cabelludo de una rata anestesiada para exponer el hueso del cráneo.A continuación, un orificio de fresa de 1,5 milímetros de diámetro ubicado a dos milímetros posterior y cinco milímetros lateral al bgma utilizando una rebaba esférica de acero inoxidable de 0,7 milímetros. Coloque la sonda a 0,5 milímetros por encima de la superficie de la duramadre. Mida el RCBF con un medidor de flujo sanguíneo a los 0, 5, 15, 30, 60, 90 y 120 minutos después de la embolización a las dos horas de la embolización.Trate a la rata con TPA y controle continuamente el flujo sanguíneo a los 5, 15, 30, 45 y 60 minutos después del tratamiento con TPA después de la cirugía, inyecte 2,5 mililitros de solución salina en el animal por vía subcutánea para prevenir la deshidratación e inyecte Bren a 0,05 miligramos por kilogramo por vía subcutánea inmediatamente después de la cirugía y cada seis a 12 horas según sea necesario para aliviar el dolor. El stop es de anestesia con flúor. Coloque a la rata en una cámara de recuperación veterinaria a 37 grados centígrados y manténgala monitoreando.Después de unos 10 minutos, coloque al animal en una jaula esterilizada con un poco de comida húmeda en una placa de Petri antes de devolver la jaula a la sala de esterilización de animales. Dos horas después de la embolización, la puntuación neurológica se evalúa mediante la puntuación BESON. Las ratas que no muestran déficit se excluyen de estudios posteriores.Esta figura muestra la medición de RCBF utilizando un medidor de flujo láser Doppler. La inyección de coágulos condujo a una reducción de más del 70% del valor basal. Se restableció el tratamiento con TPA a las dos horas del coágulo durante 30 minutos.RCBF cerca de la línea de base. Aquí las imágenes representativas muestran los coágulos de sangre en el origen del ACM y un CA 24 horas después del accidente cerebrovascular. Y estas son las imágenes representativas de los cortes de cerebro teñidos con TTC.24 horas después del accidente cerebrovascular Una vez dominado Esta técnica debe realizarse en 30 minutos.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Inducción quirúrgica del daño cerebral isquémico en la rata es un modelo ampliamente utilizado para la investigación del accidente cerebrovascular. Aquí se demuestra la inducción de isquemia cerebral focal por oclusión de la arteria cerebral media. Visualización del infarto como resultado de la tinción histológica y la resonancia magnética también se indica.

Modelo de isquemia cerebral focal por oclusión endovascular de sutura de la arteria cerebral media en la rata

Se demuestra en el video de un método para producir una oclusión de arteria cerebral media en ratones adultos con un monofilamento intraluminal. También mostrará cómo evaluar la extensión del infarto cerebral por el cloruro de 2,3,5-trifenil tetrazolio (TTC) tinción.

Modelo de ratón de la oclusión arteria cerebral media

El intraluminal de arteria cerebral media oclusión (MCAO) es el modelo más empleado entre los modelos experimentales de ictus isquémico. Aquí vamos a demostrar todo el modelo en detalle con la guía de la flujometría láser Doppler, y sus resultados representativos.

Intraluminal la arteria cerebral media de oclusión (MCAO) Modelo para el ictus isquémico con Orientación flujometría láser Doppler en ratones

Este video muestra el procedimiento de realizar una oclusión permanente de la arteria cerebral media distal, o MCAO, con la arteria carótida común, o ligadura de CCA, en ratas envejecidas para modelar un accidente cerebrovascular isquémico. Esto bloquea el flujo sanguíneo al cerebro, lo que conduce a la muerte neuronal y genera un modelo para estudiar los mecanismos del accidente cerebrovascular y los posibles tratamientos.

Inducción de isquemia a través de la oclusión de la arteria carótida común y cerebral media en un modelo de rata

Obstrucción de filamento intraluminal de la arteria cerebral media es el modelo más frecuentemente utilizado en vivo del movimiento experimental en roedores. Una alternativa quirúrgica para permitir la reparación de la arteria carótida común se realiza aquí, lo que permite la reperfusión de la arteria carótida común y una reperfusión completa para el territorio de la arteria cerebral media.

Oclusión de la arteria Cerebral Media permitiendo la reperfusión mediante la reparación de la arteria carótida común en ratones

Aquí presentamos un protocolo para inducir la depresión post-accidente cerebrovascular en ratas, ocluendo la arteria cerebral media a través de la arteria carótida interna. Usamos la prueba de natación forzada de Porsolt y la prueba de preferencia de sacarosa para confirmar y evaluar Estados de ánimo depresivos inducidos.

Una técnica de oclusión de la arteria cerebral media para inducir la depresión post-accidente cerebrovascular en ratas

Este protocolo demuestra un modelo único de brazada de ratón con un infarto de tamaño medio y una excelente tasa de supervivencia. Este modelo permite a los investigadores preclínicos de accidentes cerebrovasculares extender la duración de la isquemia, utilizar ratones de edad avanzada y evaluar los resultados funcionales a largo plazo.

Un modelo de oclusión transcraneal modificado de la arteria cerebral media para estudiar los resultados del accidente cerebrovascular en ratones ancianos

Este protocolo describe el modelo de isquemia cerebral focal transitoria en ratones a través de la oclusión intraluminal de la arteria cerebral media. Además, se muestran ejemplos de evaluación de resultados mediante resonancia magnética y pruebas de comportamiento.

Modelo de oclusión transitoria de la arteria cerebral media de accidente cerebrovascular

En este trabajo, presentamos un protocolo para establecer un modelo de oclusión distal de la arteria cerebral media (dMCAO) mediante electrocoagulación transcraneal en ratones C57BL/6J y evaluamos el comportamiento neurológico y las características histopatológicas posteriores.

Inducción de ictus isquémico agudo en ratones mediante la técnica de oclusión de la arteria media distal

El protocolo actual describe un modelo de rata de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media que preserva la estructura anatómica de los vasos cerebrales sin causar daño.

Un modelo en ratas de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media sin dañar la estructura anatómica de los vasos cerebrales

El objetivo de este estudio fue establecer un método reproducible para realizar una craneectomía seguida de una oclusión permanente y selectiva de la arteria cerebral media en ratas, para su aplicación en estudios experimentales de déficits de memoria motora y espacial.

Oclusión selectiva y permanente de la arteria cerebral media en ratas: un enfoque experimental para estudiar déficits de memoria motora y espacial

Aprende a crear un modelo de ictus embólico en ratas mediante oclusión de la arteria cerebral media con coágulos sanguíneos homólogos. Este método simula condiciones humanas de accidente cerebrovascular isquémico.

Arteria embólico cerebral media oclusión (MCAO) para el ictus isquémico con homólogas coágulos de sangre en las ratas

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