Name: Las inyecciones intravenosas en ratones recién nacidos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Aprenda a realizar inyecciones intravenosas no invasivas en ratones recién nacidos de uno a dos días para investigar enfermedades pediátricas. Este método permite la entrega precisa de artículos de prueba con mínimo estrés.

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Los autores desean agradecer el NINDS, FightSMA y Familias de SMA para el apoyo financiero. Segl con el apoyo de la formación NINDS subvención # 5T32NS077984-02.

Todos los procedimientos que figuran en el protocolo han sido aprobados Instituto de Uso de Animales y el comité de Atención (IACUC) de la Universidad Estatal de Ohio. 1. Preparación del espacio de trabajo <ol><li> Reunir hielo húmedo para anestesiar a las crías de ratón, una jaula vacía para segregar la presa de la litera, un microscopio de disección, una fuente de luz que se puede colocar en un ángulo a la inyección (uso de una fuente de luz en un 90 ° &#160; ángulo con el sitio de la inyección oscurece la vena), una superficie limpia para colocar el animal para la inyección, hisopos de algodón, 3/10 cc jeringa de insulina con 3/8 &quot;30 G aguja (uno por animal) y 1% de colorante azul de Evans ( hecho con tampón fosfato salino) solución (PBS) para la formación. </li><li> Retire la presa a una jaula separada, mientras que la manipulación de los cachorros. </li></ol> Procedimiento 2. Inyección <ol><li> Coloque una sola cría directamente en el hielo húmedo durante 30-60 segundos para anestesiar al animal. No deje tque los animales en el hielo demasiado tiempo debido a un riesgo de complicaciones relacionadas con la hipotermia, incluyendo la fibrilación ventricular, hipoxia tisular y acidosis metabólica. NOTA: Nuestra experiencia es que 30 a 60 segundos es suficiente para frenar los movimientos de las crías para permitir la inyección. Si se requiere anestesia más profunda, inhalantes tales como 1-2% de isoflurano pueden ser apropiados. </li><li> Mientras el animal está en el hielo, cargue la jeringa con 30 l de colorante azul de Evans. </li><li> Cuando el animal está completamente anestesiado, confirmado por la falta de movimiento en el hielo, mientras que todavía respiraba, moverse bajo el microscopio. Para una inyección diestro, enfrentar el hocico del animal a la derecha. Coloque el dedo índice izquierdo en el hocico y el caudal dedo medio izquierdo para el auricular para que el auricular está entre el índice y el dedo medio (Figura 1). </li><li> Examine justo anterior al brote del oído de un capilar superficial que se mueve cuando la piel se manipula. Este capilar no es el objetivo, sin embargoidentificación es importante para la identificación de la vena temporal. A continuación, busque un sombrío vena oscura inferior al capilar que permanece fijo independientemente de la posición de la piel. La vena temporal parece sombrío, corre dorsal a ventral, y se alimenta en la vena yugular (Figura 1). </li><li> Introduzca la vena temporal con la aguja de bisel hacia arriba. Si se inserta correctamente, es posible ver el bisel de la aguja se llenan de sangre a través de la piel. Luego presione el émbolo lenta y la nota de escaldado de la vena por el lado de la cara. </li><li> Deje que la aguja permanezca dentro de la vena por un 10-15 seg añadido para evitar el reflujo de la inyectante. </li></ol> 3. Post-inyección <ol><li> Después de una inyección adecuada, el cachorro debe ponerse azul casi de inmediato. Retire la aguja y el uso de fuerza suave para aplicar un hisopo de algodón para el sitio de inyección hasta que los coágulos de sangre. </li><li> Monitorear el cachorro en busca de signos de angustia. Deje que el cachorro 2-3 minutos para recuperarse y se vuelven a calentar, reconocer cuando el cachorro está consciente, de pie y en movimiento, antes de regresar a la jaula. Copa de las crías en las manos enguantadas del investigador para proporcionar calidez apropiada para ayudar en la recuperación si es necesario. Como alternativa, coloque una almohadilla eléctrica bajo la jaula para facilitar el calentamiento del cachorro inyectado. Generalmente después de una inyección de colorante azul de Evans, la eutanasia crías. No incluya tinte al inyectar el material de prueba. </li><li> Coloque el cachorro de nuevo en la jaula de alojamiento y asegúrese de que el cachorro se recubre con ropa de cama y / o nestlet para asegurar reaceptación por la represa. </li><li> Utilice una nueva jeringa y un hisopo de algodón para cada cachorro para mantener la esterilidad. </li></ol>

<ol><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li>
<li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li>
<li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+AAV2%2F9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+journal+%3A+official+publication+of+the+Federation+of+American+Societies+for+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li>
<li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li>
<li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li>
<li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li>
<li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li>
<li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li>
<li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+neonatal+intravascular+injections%3A+modeling+newborn+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science+%3A+JAALAS%22%5BJournal%5D)">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li>
<li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+%28ICV%29+and+intravenous+%28IV%29+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li>
<li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animal+science%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li>
<li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li>
<li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li>
<li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gaucher+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Joint%2C+bone%2C+spine+%3A+revue+du+rhumatisme%22%5BJournal%5D)">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li>
<li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li>
<li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li>
<li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+experimental+medicine+and+biology%22%5BJournal%5D)">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li>
<li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bardet-Biedl+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+human+genetics%22%5BJournal%5D)">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord%2C+brain%2C+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li>
<li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+injections+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+animal%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li>
<li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective%2C+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+biotechnology%22%5BJournal%5D)">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Entrega intravascular de agentes para el SNC o en todo el cuerpo es difícil en modelos murinos neonatales de la enfermedad. El protocolo descrito es una forma rápida, relativamente no invasiva para administrar por vía intravenosa soluciones en ratones recién nacidos con los requisitos mínimos de equipamiento. Aunque la vena cara temporal puede ser visto por el ojo desnudo, las inyecciones pueden tener una mayor precisión con el uso del microscopio y fuente de luz de fibra óptica, especialmente para un inyector sin práct...

Entrega de la terapéutica en el sistema nervioso central (SNC) en modelos murinos de enfermedad pediátrica sigue siendo un reto. Los ratones que estados de enfermedad recién nacidos modelo son de tamaño insuficiente y el desarrollo inmaduro, y por lo tanto puede ser difícil de inyectar directamente en estructuras adecuadas en el SNC. Inyección intravascular de agentes terapéuticos es un método no invasivo, bien tolerado para entregar las células, fármacos, o vectores virales para todo el cuerpo, incluyendo el SNC y la retina 1-5 3,5-9. Publicaciones anteriores describen temporal inyección en la vena cara usando un transiluminador 10,11, sin un microscopio de disección 11,12, o que requieren dos personas para inyectar 10. La técnica de inyección descrito en este protocolo es ventajoso porque un solo individuo puede inyectar cachorros, y la fuente de luz para ver la vena temporal no está en contacto con el cachorro, eliminando la necesidad de cinta quirúrgica o la fijación de un cachorro a una superficie fijatal como un transiluminador 11. Entrega de adeno-asociado vector viral serotipo 9 (AAV9) en ratones produce sólida expresión en neuronas y astrocitos en todo el cerebro y la médula espinal (Figura 1). Entrega intravascular de vectores virales en la vena facial temporal superficial se ha utilizado de forma fiable en diversos estudios en ratones recién nacidos para tratar el trastorno neuromuscular pediátrica la atrofia muscular espinal (SMA) 2,4,13,14 y en última instancia el aumento de la vida útil de los ratones tratados. Inyección intravascular de ratones neonatales también apunta eficazmente el sistema nervioso periférico y los órganos periféricos (Figura 2). Después de la inyección de AAV, la transducción de ganglios de la raíz dorsal, hígado, corazón, músculo esquelético, pulmón, y el plexo mientérico de la tripa se ha observado 1,3,6,7,15. Transducción generalizada del sistema nervioso central y la periferia hace que este método de inyección ideal para enfermedades que requieren expresión global deun transgén, como la enfermedad de 16 y otra de almacenamiento lisosomal enfermedades de Gaucher, la enfermedad de 17,18 Batten y ceroid lipofuscinoses neuronales relacionados, el 19 y el síndrome de Bardet-Biedl, un trastorno multisistémico genética con la aparición de los síntomas que se producen en la primera infancia 20. Inyección intravascular en ratones neonatal también debe ser considerado como un nuevo método de enfermedades pediátricas de todo el sistema de modelado. Esta técnica ha sido traducida a los modelos animales más grandes 5,21 y la inyección intravascular ya existe como un método clínicamente aceptable de la entrega de la terapéutica. El actual protocolo describe un método simple y eficiente de suministro de agentes a ratones recién nacidos a través de la vena superficial cara temporal a más tardar el día postnatal 2. Inyección puede ser completado por una sola, practica individual y es bien tolerado por tanto las crías y las presas. Los cachorros experimentan angustia mínima y se recuperan rápidamente. Importantemente, la inyección exitosa resultará en la entrega global del agente administrado. Este protocolo es apropiado para la administración de vectores virales, agentes farmacéuticos o células a ratones recién nacidos.

<table><tbody><tr><td>Jeringa de insulina Thinpro</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, aguja de 3/8", 30 G, 1 por ratón</td></tr><tr><td>Tinte azul Evans</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Diluir al 1% con 1x Solución salina tamponada con fosfato</td></tr><tr><td>Aplicadores con punta de algodón</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Fuente de luz de fibra óptica</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Disección microscopio</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

las inyecciones intravenosas en ratones recién nacidos

Intravenous Injections in Neonatal Mice

La inyección intravenosa es una forma clínicamente aplicable para entregar agentes terapéuticos. Para roedores adultos y los animales más grandes, las inyecciones intravenosas son técnicamente viables y la rutina. Sin embargo, algunos modelos de ratones puede tener la aparición temprana de la enfermedad con una progresión rápida que hace que la administración de terapias potenciales difícil. La vena temporal (o facial) está justo anterior a la brote del oído en ratones y es claramente visible durante los dos primeros días después del nacimiento a cada lado de la cabeza utilizando un microscopio de disección. Durante esta ventana, la vena temporal puede ser inyectado con volúmenes de hasta 50 l. La inyección es segura y bien tolerada tanto por los cachorros y las presas. Un procedimiento de inyección típico se completa en 1-2 min, después de lo cual el cachorro es devuelto a la jaula de alojamiento. Al tercer día después del parto la vena es difícil de visualizar y el procedimiento de inyección se convierte técnicamente confiables. Esta técnica se ha utilizado para la entrega de virus adeno-asociado (AAV) vectORS, que a su vez pueden proporcionar casi en todo el cuerpo, la expresión transgénica estable para la vida del animal dependiendo del serotipo viral elegido.

Durante una inyección adecuada, la vena debe girar momentáneamente claro, o blanquear. Si la inyección de teñir todo el cachorro debe ponerse azul en cuestión de segundos. Si se ha producido una inyección inadecuada, a menudo hay un bolo subcutáneo concentrada en la cabeza o el cuello y inyectante puede salirse del sitio de inyección. Inyecciones inapropiadas también pueden dar lugar a la aparición de moretones alrededor de la garganta. Los cachorros que reciben inyecciones subcutáneas (es decir, la inyección n...

Los modelos animales de enfermedad pediátrica pueden experimentar aparición temprana y progresión de la enfermedad agresiva. Clínicamente entrega terapia pertinente a jóvenes modelos de ratón puede ser técnicamente difícil. Este protocolo describe un método de inyección intravenosa no invasivo para ratones recién nacidos dentro de los dos primeros días después del parto de la vida.

Las inyecciones intravenosas en ratones recién nacidos

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

El objetivo general de este procedimiento es administrar por vía intravenosa un artículo de prueba a un ratón recién nacido. Esto se logra identificando primero a los ratones de uno o dos días de edad que se van a tratar. El segundo paso es preparar los materiales de inyección.A continuación, se realiza la inyección. El paso final es devolver los ratones tratados y despiertos a su madre. En última instancia, se requiere un ensayo posterior para determinar si el artículo de prueba tiene el efecto deseado.Por lo general, las personas nuevas en este método tienen más dificultades para identificar y apuntar a la vena adecuada. Para comenzar, reúna todo el equipo necesario para el procedimiento de inyección. Además, prepare un tinte azul Evans al 1% en PBS y una jeringa de insulina con una aguja de calibre 30 por animal a inyectar.A continuación, retira la madre a una jaula separada mientras manipulas a los cachorros. Cuando esté listo. Coloque un solo cachorro directamente sobre hielo húmedo durante 30 a 60 segundos.Para anestesiar. No deje al animal en el hielo demasiado tiempo debido al riesgo de complicaciones relacionadas con la hipotermia mientras el animal está en el hielo. Jeringa de loto con 30 microlitros de tinte azul de Evan.Cuando el animal esté completamente anestesiado, confirmado por la falta de movimiento en el hielo mientras aún respira, muévalo bajo el microscopio para una inyección con la mano derecha, coloque el hocico del animal en el lugar correcto. El dedo índice izquierdo en el hocico y el dedo medio izquierdo mimado hacia el auricular para que el auricular quede entre los dedos índice y medio. Examine justo antes del auricular para ver si hay un capilar superficial que se mueve cuando se manipula la piel.Este capilar no es el objetivo. Sin embargo, la identificación es importante para la identificación de la vena temporal. A continuación, localice una vena oscura y sombría inferior al capilar que permanece fija independientemente de la posición de la piel.La vena temporal aparece sombría, va de dorsal a ventral y desemboca en la vena yugular. Introduzca la vena temporal con el bisel de la aguja hacia arriba. Si se inserta correctamente.Es posible ver el bisel de la aguja lleno de sangre a través de la piel. Luego presione el émbolo lentamente y note el blanqueamiento de la vena por el costado de la cara. Permita que la aguja permanezca dentro de la vena durante 10 a 15 segundos adicionales para evitar el reflujo de la inyección.Después de una inyección adecuada, el cachorro debería ponerse azul. Casi de inmediato. Retire la aguja y aplique un hisopo de algodón en el lugar de la inyección hasta que la sangre se coagule.Permita que el cachorro se recupere y se recaliente. Confirme que el cachorro está consciente, erguido y en movimiento. Antes de regresar a la jaula, los cachorros pueden ser ahuecados en las manos enguantadas del investigador para proporcionar el calor adecuado para ayudar en la recuperación.Alternativamente, coloque una almohadilla térmica debajo de la jaula de casa para facilitar el calentamiento del cachorro inyectado. Vuelva a colocar al cachorro en la jaula de casa y cúbralo con ropa de cama. Para asegurar la aceptación de reac por parte de la madre, use una nueva jeringa y un hisopo de algodón para cada cachorro para mantener la esterilidad después de la inyección intravenosa del neonato de un A V nine La expresión transgénica de Inod GFP se observa en todo el cerebro, incluido el cuerpo estriado anterior, así como la protuberancia y el cerebelo.La expresión de GFP también se detecta en la médula espinal y se observa tanto en las neuronas motoras espinales como en las neuronas de los ganglios de la raíz dorsal. La inmunofluorescencia de GFP es detectable en el ratón, el corazón y el hígado adultos después de la inyección intravenosa neonatal de A A V nueve GFP autocomplementarios. En comparación, la expresión de GFP está ausente en el corazón y el hígado de los ratones no inyectados una vez dominados.Esta técnica debe tomar de tres a cinco minutos por animal. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar inyecciones intravenosas en ratones recién nacidos.

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Este artículo muestra dos métodos muy diferentes de inyección: 1) en el cerebro (intracerebroventricular) y 2) sistémica (intravenosa) para introducir los agentes terapéuticos en el sistema nervioso central de ratones recién nacidos.

La entrega de los agentes terapéuticos a través de intracerebroventricular (ICV) y la inyección intravenosa (IV) en ratones

Fuente: Seman, B. G., et al. Un modelo de imagen neonatal de sepsis bacteriana gramnegativa. J. Vis. Exp. (2020)El vídeo muestra un modelo neonatal murino para estudiar la infección sistémica utilizando bacterias bioluminiscentes encapsuladas. A los cachorros neonatales se les inyectan suspensiones bacterianas de dosis altas o bajas y se les devuelven a su madre para cuidados postnatales. Las bacterias encapsuladas evaden la detección inmunitaria temprana, se propagan sistémicamente y se...

Modelado de la infección en ratones neonatales utilizando bacterias bioluminiscentes encapsuladas

Este video muestra el proceso de inyección intracerebroventricular para estudiar la distribución del citomegalovirus murino (MCMV) en el cerebro de ratón neonatal. El MCMV, diseñado para expresar una proteína verde fluorescente mejorada (EGFP) para mayor visibilidad, se inyecta en el ventrículo lateral del cerebro de un cachorro de ratón. El virus inyectado circula a través del líquido cefalorraquídeo, infectando las células de la región periventricular, incluida la zona marginal, el plexo...

Una inyección intracerebroventricular para analizar la distribución del citomegalovirus murino en el cerebro de un ratón neonatal

El citomegalovirus (HCMV) La infección humana de los recién nacidos representa una causa importante de retraso mental, pero los eventos moleculares que conducen a la patogénesis inducida por virus son aún poco conocidos. Para investigar la dinámica de la infección en el cerebro, adaptamos todo...

El uso de<em&gt; En vivo</em&gt; Imágenes para controlar la progresión de la infección por citomegalovirus Experimental del ratón en neonatos

Aquí demostramos una técnica para la transducción neuronal generalizada mediante inyección intraventricular de virus adenoasociados en el cerebro de ratón neonatal.  Este método proporciona una manera rápida y fácil de lograr la expresión de por vida de los transgenes administrados viralmente.

Inyección Viral Intracerebroventricular de Neonatología del ratón Cerebro de transducción neuronal persistente y generalizada

Aquí, describimos un método simple de inyección intracerebroventricular e intravascular de partículas virales o microperlas fluorescentes en el cerebro de ratón neonatal. El patrón de localización del virus y las nanopartículas podría detectarse mediante evaluación microscópica o mediante hibridación in situ.

Intracerebroventricular y por inyección intravascular de partículas víricas y fluorescentes microperlas en el cerebro neonatal

Se describe un protocolo para realizar un trasplante en el útero (IUT) a través de rutas intravenosa e intraamniótica de inyección en el modelo murino. Este protocolo puede utilizarse para introducir las células, vectores virales y otras sustancias en el ambiente fetal inmune tolerante único.

Intravenosa y Intra-amniótico en el útero el trasplante en el modelo murino

En este trabajo se describe un método sencillo y rápido para realizar inyecciones intracerebroventriculares en ratones mediante un abordaje a mano alzada (es decir, sin dispositivo estereotáxico).

Inyecciones intracerebroventriculares a mano alzada en ratones

Este protocolo tiene como objetivo demostrar una vía de administración venosa reproducible que pueda ser utilizada en ratas y ratones durante todo el período neonatal. Este procedimiento es importante para los estudios preclínicos en roedores que desean reflejar la administración de fármacos en las unidades de cuidados neonatales, principalmente mediante la administración intravenosa.

Un modelo neonatal de inyección venosa retroorbitaria en roedores

El presente protocolo describe las instrucciones paso a paso para realizar inyecciones intratecales en ratones neonatos para la edición de genes y la administración de fármacos.

Inyección intratecal de ratón recién nacido para la edición del genoma y la administración de fármacos

Este protocolo demuestra la inyección temporal en venas para la administración intravenosa de células cancerosas pediátricas a ratones neonatales, permitiendo un modelado preciso y reproducible de las respuestas inmunitarias en la vida temprana contra el cáncer. El método permite evaluar el impacto de intervenciones, como la inmunomodulación o la terapia, cuando se aplican durante el periodo neonatal.

Un modelo de trasplante intravenoso neonatal para la evaluación de las actividades inmunitarias en la vida temprana contra células cancerosas

Aprenda a realizar inyecciones intravenosas no invasivas en ratones recién nacidos de uno a dos días para investigar enfermedades pediátricas. Este método permite la entrega precisa de artículos de prueba con mínimo estrés.

Las inyecciones intravenosas en ratones recién nacidos

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