Name: Técnica de Adquisiciones de hígado porcino y trasplante ortotópico usando un Active Porto-Caval derivación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
Description: Aprenda el trasplante hepático ortotópico en cerdos utilizando una derivación porto-cava-yugular activa para mantener la estabilidad hemodinámica durante la cirugía. Este protocolo evita la congestión intestinal y mejora los resultados en modelos porcinos.

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El estudio fue financiado por becas de investigación de la Fundación de Investigación de Trasplantes de Órganos de Roche (ROTRF) y Astellas. Markus Selzner recibió el apoyo de un premio ASTS Career Development Award. Matthias Knaak contó con el apoyo de la Beca de Investigación Astellas. Agradecemos a Uwe Mummenhoff y a la familia Birmingham por su generoso apoyo.

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Los autores no tienen nada que revelar.

Experimental porcino OLTx es un procedimiento difícil para un contexto de investigación sin los recursos de cuidados intensivos de un escenario clínico. Las posibles complicaciones incluyen la inestabilidad hemodinámica, hemorragia, isquemia de órganos, la hipotermia y metabólica, así como respiratoria, descompensación. Para cualquier grupo de investigación, formación suficiente procesal de la técnica quirúrgica 5, así como el 14,15 anestesia cerdo es obligatoria con el fin de lograr resultados representativos y reproducibles. Muchas sutilezas técnicas se han descrito en la literatura, especialmente en relación con la fase de reconstrucción vascular 5. El protocolo OLTx descrito anteriormente proporciona la información necesaria para un modelo de cava-sustitución parecido OLTx humano. Los resultados proporcionados demuestran supervivencia de los animales fiable y recuperación del injerto en ambos modelos HBD y DCD. El protocolo es aplicable en situaciones de supervivencia a corto plazo utilizados en la reperfusión del injerto experimentos, por ejemplo, así como en modelos de supervivencia a largo plazo, tales como estudios de tolerancia. Un gran obstáculo de porcino OLTx es la relativamente pobre tolerancia de cava y vena porta pinzamiento. Congestión esplácnica durante la fase anhepática causa la hipertensión venosa y daño capilar que puede conducir a mayor isquemia intestinal y la inestabilidad hemodinámica hasta el punto de un choque irreversible, incluso después de la reperfusión de órganos 7. Desde la vena cava está completamente integrado en el parénquima hepático, un procedimiento de lengüeta de la cava de preservación no es factible. La oclusión total de la vena cava durante la fase de reconstrucción cava perjudica la estabilidad hemodinámica del cerdo. Aunque algunos informes muestran que porcino OLTx puede llevarse a cabo durante cava y la vena portal oclusión total de menos de 25 min 16,17, una técnica de derivación porto-cava-yugular para el momento de la reconstrucción vascular es la opción más segura y más práctico 7- 9,18. En ªexperiencia e autores, un pasivo de derivación porto-yugular no es óptima para mantener el hemodinámicamente estable cerdo durante la fase anhepática. El modelo de derivación, incluyendo la descompresión activa de tanto cava infrahepática y la vena porta, permite una fase de reconstrucción calma de las anastomosis cava y portal suprahepáticas incluso con el tiempo de sujeción prolongada debido a complicaciones imprevistas. Contrariamente a los informes anteriores 7, una esplenectomía no es obligatoria cuando se retira el catéter de derivación portal. Tanto la arteria esplénica y la vena se cierran a medio camino a lo largo de la longitud del bazo dejando la mitad proximal suficientemente perfundido. Las complicaciones como sangrado o embolia gaseosa debido a la desconexión de derivación son evitables, asegurando que la derivación se coloca con cuidado y bien sujeto. En supervivencia a largo plazo OLTx experimentos, la anastomosis de las vías biliares se considera un punto débil debido a su alta tasa de complicaciones 19. El tejido biliar es muy frágil y needs especial cuidado cuando se maneja. Muchas técnicas de anastomosis diferentes han sido descritos 5,19. Una anastomosis de extremo a extremo es técnicamente fácil y asociado con mínimas complicaciones 19. Una sutura continua con una aguja no cortante incluyendo grandes secciones de tejido conectivo peribiliary parece ser superior a una sutura interrumpida. El conducto biliar se coloca bajo tensión innecesaria cuando se anudan los puntos individuales de la sutura interrumpida. Esto puede resultar en lágrimas de tejido y fugas biliares consecutivos. El material de sutura - absorbible o no absorbible - no suele ser importante, dada su limitada vida útil hasta que se termina el cerdo. Para los modelos de supervivencia a largo plazo durante varios meses, las suturas absorbibles - como en OLTx humana - son preferibles. Cuidados específicos se debe tomar con el post-operatorio de seguimiento. Nutrición suficiente y suministro de fluido, un protocolo de alivio del dolor fiable, y una inmunosupresión adecuadarégimen son obligatorios. Para los experimentos a largo plazo, la inmunosupresión parece particularmente importante. En comparación con otros mamíferos, cerdos muestran una tasa de rechazo inmunológico sorprendentemente baja después OLTx 20,21. Infiltraciones de células redondas son máximas durante la segunda semana después del trasplante y disminuyen espontáneamente, incluso sin inmunosupresión. El rechazo es raramente la causa de muerte después de porcino OLTx 22. Sin embargo, incluso con el protocolo de inmunosupresión que implica la administración iv y esteroides inhibidores de la calcineurina po mencionado aquí, rechazo de injerto se indica mediante un leve aumento de las transaminasas partir de alrededor de 4 días después de OLTx y confirmado por campo aparente portal infiltración de células redondas. Inhibidores de la calcineurina se puede dar ya sea po 23,24 o 25,26 iv; Ambos métodos tienen desventajas. Incluso con SIDA aplicación oral, la cantidad real de alcanzar el tracto gastro-intestinal sigue siendo difícil de alcanzar. Por otra parte, la infusión iv continua enla pluma de un cerdo con un animal activo es difícil. Por lo tanto, la aplicación iv debe ser realizado como un bolo, que se traduce en picos de alta concentración de fármaco junto con los efectos tóxicos potenciales. Sin embargo, ambos métodos de aplicación parecen permitir la supervivencia a largo plazo. Similar a un entorno clínico, se recomienda la profilaxis de la úlcera de estrés post-operatorio. Hemorragia postoperatoria de las úlceras pépticas es un problema frecuente y puede estar relacionado con una función hepática 27. Después de algunos casos de sangrado gastrointestinal en ambos grupos OLTx, los autores comenzaron la profilaxis regulares con pantoprazol y no experimentaron ningún sangrado gastrointestinal desde entonces. El mantenimiento estricto de condiciones estériles intraoperatorio, comparables a las condiciones en un quirófano clínica y profilaxis antibiótica consiguientes, disminuye el riesgo de complicaciones infecciosas. En conclusión, este artículo provides información práctica para el establecimiento de un programa OLTx porcina en un contexto de investigación. Dedicación suficiente, la práctica y el trabajo en equipo es importante para disminuir el período de aprendizaje, para producir resultados fiables, y para reducir los costos y el número de animales de investigación.

El trasplante hepático ortotópico (OLTx) es la única opción de tratamiento para los pacientes con enfermedad hepática terminal o carcinoma hepatocelular avanzado. Durante los últimos 25 años, el número de candidatos en la lista de espera ha aumentado gradualmente y ahora supera con creces el número de injertos disponibles. En la mayoría de las regiones de trasplante, del 20 al 30% de los pacientes en lista de espera para un trasplante de hígado mueren sin recibir un trasplante de órganos o se retirado de la lista debido a la progresión de la enfermedad. Estrategias para aumentar el número de donantes y, por lo tanto, el número de injertos disponibles, se requiere desesperadamente. Criterios ampliados de asignación de órganos, de conservación prolongada del injerto, y de inducción de tolerancia inmunológica aún representan grandes desafíos clínicos 1-3. Por lo tanto, la investigación experimental OLTx es fundamental con el fin de optimizar la práctica OLTx clínica. Porcino OLTx es un modelo experimental bien establecida que se asemeja OLTx humana en muchas maneras, incluyendo ltamaño iver, anatomía y fisiología 4-6. Así, se ha convertido en un método experimental estándar en los campos de investigación, tales como las técnicas quirúrgicas, la fisiología, la inmunología, la preservación y la lesión por isquemia-reperfusión. Numerosas técnicas de adquisición de injerto, hepatectomía receptor, y, en particular, la reconstrucción vascular, se han descrito en la literatura 5. La elección de la técnica adecuada varía de acuerdo a la preferencia del investigador y capacidad técnica. En contraste con el escenario humano, congestión esplácnica durante la fase de anhepática representa un problema importante en porcino OLTx. Isquemia intestinal y subsiguiente daño vascular congestiva pueden causar inestabilidad hemodinámica severa, poniendo en peligro la supervivencia de cerdo y, por lo tanto, el éxito del experimento 7-9. Por lo tanto, suficiente descompresión intestinal es obligatoria, especialmente en entornos experimentales técnicamente menos refinados. Nosotrosing un shunt porto-cava-yugular activo para la duración de la fase anhepática es una opción fiable para evitar la congestión intestinal. El sistema puede ser utilizado para los experimentos de reperfusión temprana, así como escenarios de supervivencia a largo plazo. El siguiente protocolo contiene toda la información para un modelo de trasplante hepático estable y reproducible en los cerdos, incluyendo la contratación de hígado de donante, operación destinatario incluyendo hepatectomía y técnicas de reconstrucción recipiente de extremo a extremo, y el cuidado postoperatorio.

<table><tbody><tr><td>Sulfato de atropina 15 mg/30ml</td><td>Rafter 8 Productos</td><td>238481</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina 0,3 mg/ml</td><td>RB Pharmaceuticals LDT</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Cefazolin 1 g</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td>2237138</tr><tr><td>Ciclosporina Solución Oral 5.000 mg/50 ml</td><td>Novartis Pharmaceuticals Canada Inc.</td><td></td><td></td>2150697</tr><tr><td>Citrato de fentanilo 0,25 mg/5 ml</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td></td><td></td>2240434</tr><tr><td>Heparina 10.000 iU/10 ml</td><td>Leo Pharma A/S</td><td>453811</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano 99,9%, 250 ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td>2231929</tr><tr><td>Clorhidrato de ketamina &nbsp; 5000 mg / 50 ml</td><td>Bimeda-MTC Animal Health Inc.</td><td></td><td></td>612316</tr><tr><td>Timbre lactato' s + 5% Dextrosa, 0.5 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>61131</td><td></td></tr><tr><td>Lacteted Ringer' s, 1 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>61085</td><td></td></tr><tr><td>Metronidazol 500 mg/100 ml</td><td>Baxter Corporation</td><td>870420</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 50 mg/10 ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td>2242905</tr><tr><td>Pantoprazol 40 mg</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td></td><td></td>2306727</tr><tr><td>Cloruro de potasio 40 mEq/20 ml</td><td>Hospira Healthcare Corporation</td><td>37869</td><td></td></tr><tr><td>Propofol 1.000 mg/100 ml</td><td>Pharmascience Inc.</td><td></td><td></td>2244379</tr><tr><td>Sulfato de Protamina 50 mg/5 ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td>2139537</tr><tr><td>solución salina 0,9%, 1 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>60208</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio 50 mEq/50 ml</td><td>Hospira Healthcare Corporation</td><td>261998</td><td></td></tr><tr><td>Solu-Medrol 500 mg</td><td>Pfizer Canada Inc.</td><td></td><td></td>2367963</tr><tr><td>Ácido tranexámico 1.000 mg/10 ml</td><td>Pfizer Canada Inc.</td><td></td><td></td>2064413</tr><tr><td>Solución de la Universidad de Wisconsin, SPS-1 Sistemas de recuperación de</td><td>órganos</td><td>SPS-1</td><td></td></tr><tr><td>Xilocaína endotraqueal 10 mg/50 ml</td><td>AstraZeneca</td><td></td> 2003767 <td></td></tr><tr><td>Appose Grapadora de piel ULC 35 W</td><td>Covidien Canadá</td><td>803712</td><td></td></tr><tr><td>Maxon, 1</td><td>Covidien Canadá</td><td>606173</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk, 0</td><td>Covidien Canadá</td><td>S606</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk, 2-0</td><td>Covidien Canadá</td><td>S405</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk, 3-0</td><td>Covidien Canadá</td><td>S404</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II, 4-0</td><td>Covidien Canadá</td><td>VP581X</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II, 5-0</td><td>Covidien Canadá</td><td>VP725X</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II, 6-0</td><td>Covidien Canadá</td><td>VP733X</td><td></td></tr><tr><td>Catéter i.v, 18 G</td><td>BD Canadá</td><td>381147</td><td></td></tr><tr><td>Catéter Cook TPN, 9.5 Fr</td><td>Cook Medical Company</td><td>C-TPNS-9.5-90</td><td></td></tr><tr><td>PSI Kit para catéter de vaina, 8.5 Fr</td><td>Arrow International</td><td>ASK-09803-UHN</td><td></td></tr><tr><td>Línea de bomba de infusión</td><td>Smith Medical ASD Inc.</td><td>21-0442-25</td><td></td></tr><tr><td>Juego de administración de hígado (línea de descarga)</td><td>CardioMed Supplies Inc</td><td>17175</td><td></td></tr><tr><td>Mallinckrodt, tubo traqueal, 6,5 mm</td><td>Covidien Canada</td><td>86449</td><td></td></tr><tr><td>Med-Rx Tubo de conexión de succión</td><td>Benlan Inc.</td><td>70-8120</td><td></td></tr><tr><td>Bolsa de órganos</td><td>CardioMed Supplies Inc</td><td>2990</td><td></td></tr><tr><td>Punta de succión</td><td>Tyco Healthcare Group LP 8888501023</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Valleylab, Lápiz de cauterización</td><td>Covidien Canada</td><td>E2515H</td><td></td></tr><tr><td>Valleylab, Electrodo de retorno del paciente</td><td>Covidien Canada</td><td>E7507</td><td></td></tr><tr><td>Conector de derivación 3/8" x 1/4"</td><td>Raumedic AG</td><td>955083-001</td><td></td></tr><tr><td>Conector de derivación 3/8" x 3/8" Luer Lock</td><td>Raumedic AG</td><td>955163-001</td><td></td></tr><tr><td>Conector de derivación Y 3/8" x 3/8" x 1/4"</td><td>Raumedic AG</td><td>961360-002</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de derivación 1/4" x 1/16"</td><td>Raumedic AG</td><td>039505-010</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de derivación 3/8" x 3/32"</td><td>Raumedic AG</td><td>039535-005</td><td></td></tr><tr><td>Bomba centrífuga rotaflow</td><td>Maquet-Dynamed</td><td>HC 2821</td><td></td></tr><tr><td>Anillo de abrazadera de manguera de acero inoxidable, 5 mm</td><td>Oetiker</td><td>16700007</td><td></td></tr><tr><td>retractor abdominal</td><td>medite gmBH</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>DE BAKEY &NDASH; Beck, Abrazadera de cava infrahepática</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB519R</td><td></td></tr><tr><td>Deithrich, Pinza atraumática (vena porta)</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB525R</td><td></td></tr><tr><td>Abrazadera Gregory Bulldog, curvada</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB382R</td><td></td></tr><tr><td>Abrazadera Gregory Bulldog, recta</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB381R</td><td></td></tr><tr><td>Potts &ndash; De Martel, Tijeras</td><td>Aesculap Inc.</td><td>BC648R</td><td></td></tr><tr><td>Satinsky, Pinza de cava suprahepática</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB605R</td><td></td></tr><tr><td>Abrazadera de tubo simétrico</td><td>Codman Instruments</td><td>198010</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de anestesia, Optimax</td><td>Moduflex Equipo de anestesia</td><td>SN5180</td><td></td></tr><tr><td>Medidor de flujo de derivación, HT 110</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td></td><td></td>HT110B11106</tr><tr><td>Sonda de medidor de flujo, H6XL</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>H6Xl689</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de terapia de calor, T/Bomba</td><td>Gaymar Industries Inc</td><td>TP500-G89D19</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de infusión 3,000</td><td>SIMS Graseby LTD.</td><td></td><td></td>SN300050447</tr><tr><td>Vapor de isoflurano 19.1</td><td>Draeger Medical Canada Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Monitor, Datex AS 3</td><td>Instrumentarium Corp./ Hitachi</td><td>D-VHC14-23-02</td><td></td></tr><tr><td>Unidad de accionamiento centrífugo Rotaflow</td><td>Maquet-Dynamed</td><td>952301</td><td></td></tr><tr><td>Consola Rotaflow</td><td>Maquet-Dynamed</td><td>706035</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla de terapia de temperatura</td><td>Gaymar Industries Inc</td><td>TP26E</td><td></td></tr><tr><td>Valleylab Force Tx</td><td>Valleylab Inc.</td><td></td><td></td>216151480</tr><tr><td>Ventilador, AV 800</td><td>DRE Equipo Médico</td><td>40800AVV</td><td></td></tr><tr><td>Warm Touch, Sistema de Calentamiento del Paciente</td><td>Nellcor/ Covidien Canada</td><td>5015300A</td><td></td></tr></tbody></table>

técnica de adquisiciones de hígado porcino y trasplante ortotópico usando un active porto-caval derivación

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

El éxito del trasplante de hígado ha resultado en una dramática escasez de órganos. Cada año, un número considerable de pacientes en la lista de espera de trasplante de hígado mueren sin recibir un trasplante de órganos o son retirados de la lista debido a la progresión de la enfermedad. Incluso después de un trasplante exitoso, el rechazo y los efectos secundarios de la inmunosupresión siguen siendo preocupaciones importantes para la supervivencia del injerto y la morbilidad del paciente. 
La investigación con animales de experimentación ha sido esencial para el éxito del trasplante de hígado y sigue desempeñando un papel fundamental en el desarrollo de la práctica clínica del trasplante. En particular, el modelo de trasplante de hígado ortotópico porcino (OLTx) es óptimo para la investigación orientada a la clínica por su gran parecido con el tamaño, la anatomía y la fisiología humanos. 
La descompresión de la congestión intestinal durante la fase anhepática de la OLTx porcina es importante para garantizar una supervivencia fiable de los animales. El uso de una derivación porto-caval-yugular activa consigue una excelente descompresión intestinal. El sistema se puede utilizar tanto para experimentos de supervivencia a corto como a largo plazo. El siguiente protocolo contiene toda la información técnica para un modelo de trasplante hepático estable y reproducible en cerdos, incluyendo el cuidado postoperatorio de los animales.

En un primer estudio trasplante, un modelo de donante corazón latiente (HBD, n = 5) se comparó con un modelo de DCD (n = 10) expuestos a 45 min de isquemia caliente in situ. En ambos grupos, los injertos se conservaron en hielo durante 10 horas después de la contratación. En el grupo de HBD, 100% de los cerdos receptores sobrevivió hasta el final del seguimiento de 5 días después del trasplante. En el grupo de DCD, sólo el 50% de los cerdos receptores sobrevivió durante 5 días debido a problemas de coagulación o descompensación metabólica, como resultado de la función hepática post-operatorio disminuido. Todas las muestras de sangre fueron recolectadas desde el catéter venoso central. Después de la centrifugación, se obtuvieron muestras de suero y se analizaron para la lesión hepatocelular (aspartato aminotransferasa, AST), la función biliar (bilirrubina y fosfatasa alcalina total de), y la función hepática (INR). El curso de tiempo de cada marcador se muestra en las Figuras 2 - 5. <p class="jove_content" niveles ast alcanzaron un pico despu de horas u l en el grupo hbd y dcd p="0,13)" volvieron a los valores casi normales d del mismo modo fosfatasa alcalina se incrementaron notablemente cuando compara con si bien la bilirrubina total mantuvo estable mmol largo increment gradualmente hasta gran desviaci est muestra una heterogeneidad lesi biliar peculiar este grupo. inr como marcador funci hep mostr tendencia similar ast. alcanz m fueron restaurados ten bajos comparaci> Figura 1. Esquema de la derivación porto-cava-yugular. El bypass es llenado con solución de Ringer lactato. A continuación, la parte de la vena cava se sujeta con una abrazadera de tubo, las partes yugular y esplénicas están conectados a los catéteres pre-establecidos, la derivación se abre, y la bomba centrífuga se inicia después del pinzamiento venosa portal. Después de la resección hepática, la parte de la cava de la derivación se inserta y se fija en el infrahepática muñón de la vena cava, craneal a las venas renales. La abrazadera de tubo se libera para permitir la descompresión de la vena cava, además de la descompresión portal. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig2.jpg"> Figura 2. aspartato aminotransferasa (AST) (HBD n = 5, DCD n = 10). AST es un marcador sensible de daño hepatocelular. La popa picoer 24 horas es menor en el HBD que en el grupo DCD, lo que sugiere la lesión por reperfusión menos hepática; la desviación estándar más pequeña muestra resultados más homogéneas en el grupo de HBD. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig3.jpg"> Figura 3. La bilirrubina total (HBD n = 5, DCD n = 10). Bilirrubina total, como un marcador de eliminación biliar y la bilis integridad de ductos, muestra una tendencia estable y homogéneo con valores por debajo de 10 mmol / L en el grupo de HBD. La curva de la bilirrubina en el grupo de DCD aumenta gradualmente con el tiempo y muestra una desviación estándar alta, lo que sugiere una lesión biliar en sólo una parte del grupo experimental. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig4.jpg"> Figura 4. La fosfatasa alcalina (HBD n = 5, n = 10 DCD). La fosfatasa alcalina is un indicador de lesión biliar. Los valores para el grupo de HBD son más bajas que la del grupo de DCD, lo que implica menos lesión biliar. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig5.jpg"> Figura 5. INR (HBD n = 5, DCD n = 10). Un valor alto indica INR función hepatocelular disminuida debido a la disminución de la liberación de factores de coagulación. En ambos grupos HBD y DCD, los valores de INR vuelvan a los valores normales de 5 días después del trasplante, lo que sugiere la recuperación de la función hepática. Los valores para el grupo de HBD aparecen inferior.

La investigación con animales de experimentación desempeña un papel fundamental en el desarrollo de la práctica clínica del trasplante. El modelo de trasplante de hígado ortotópico porcino (OLTx) se asemeja mucho a las condiciones humanas y se utiliza con frecuencia en la investigación clínica. El siguiente protocolo contiene toda la información para un modelo OLTx porcino fiable que utilice una derivación porto-cava-yugular activa.

Técnica de Adquisiciones de hígado porcino y trasplante ortotópico usando un Active Porto-Caval derivación

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation ...

El objetivo general de este procedimiento es realizar de forma fiable un trasplante hepático alogénico en cerdos, asegurando una hemodinámica animal estable durante y después de la operación. Esto se logra implementando primero una derivación yugular cava portal activa antes de la pinzamiento cruzado de la vena, el AVC y la vena porta para evitar la congestión intestinal durante la fase de implantación. A continuación, se realiza un trasplante hepático ortotópico mediante la técnica de reemplazo de cava, comenzando con la anastomosis del cable suprahepático.A continuación, se anastomosis la vena porta y se reperfunde el hígado. Finalmente, se retira la derivación yugular de la cava porta y se completa la anastomosis remanente de la vena infrahepática cva, la arteria hepática y el colédoco. En última instancia, el cerdo ha dejado de recibir anestesia y ha sido monitoreado de cerca después de la operación.La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes como la oclusión vascular total o la inancia pasiva, es que en esta técnica en particular se evita por completo la congestión esplénica durante la fase anabólica. De esta manera, prevenimos la hipertensión venosa y el daño capilar que puede conducir a isquemia intestinal mayor e inestabilidad hemodinámica Al final, después de extirpar el hígado de un cerdo donante y anestesiar al cerdo receptor de acuerdo con el protocolo de texto, se colocó un cerdo receptor en posición supina sobre una mesa quirúrgica encima de una almohadilla térmica. Después de la intubación, use la geometría del capuchón para confirmar que se ha realizado correctamente con oximetría de pulso en la cola o la oreja del cerdo.Controla la frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno. Realice la técnica de Seldinger para insertar un inductor de vaina en la vena yugular externa izquierda que se utilizará posteriormente para una derivación yugular activa del cable portal. Después de insertar un catéter de nutrición parenteral total en la vena yugular externa derecha en condiciones estériles, diseccionar la arteria carótida derecha e insertar un catéter de polipropileno para la monitorización invasiva de la presión arterial.A continuación, utilice dos lazos de seda cero para rodear la arteria y permitir la ligadura de emergencia. A continuación, realice una laparotomía de línea media e inserte un retractor abdominal para obtener suficiente acceso al cuadrante superior derecho. Luego, en los pasos intermedios, divida el ligamento duodenal hepato cerca del hígado entre lazos.Identificar, dividir y marcar las ramas de la arteria hepática y el conducto biliar. A continuación, diseccionar la arteria hepática en dirección retrógrada hasta llegar a la división de la arteria gastroduodenal. A continuación, libere la vena porta del tejido adherido mediante una electrocauterización movilizada por la vena CVA del retroperitoneo en el lado derecho para exponer el helio del bazo aproximadamente la mitad a lo largo de la longitud del bazo.Limpie cuidadosamente la arteria y la vena esplénica de las capas peritoneales adherentes. A continuación, utilice 4 2 0 lazos de seda para rodear tanto la arteria esplénica como la vena. Inserte un inductor de vaina francesa 8.5 con dos orificios adicionales en la punta del catéter en la vena esplénica apuntando distalmente hacia la vena porta con una de las dos ligaduras de cero.Fije el catéter distalmente a su inserción y use otras dos ligaduras de cero para cerrar la vena proximal a la inserción. A continuación, llene la solución salina en un bypass que consta de un cabezal de bomba centrífuga, un tubo yugular y un flujo de entrada de una rama portal y una rama cava. Coloque una abrazadera de tubo en el extremo proximal del tubo cavo.A continuación, conecte el portal y la abertura yugular del bypass a ambos catéteres introductores de vaina y utilice un anillo de sujeción de manguera metálico para sellar la conexión. Coloque el cabezal de la bomba centrífuga en su posición de bomba tres minutos después de administrar 1000 miligramos de ácido texa y 10.000 UI de heparina por vía intravenosa. Abra las pinzas de ambos catéteres introductores de vaina y pinza cruzada de la vena porta.A continuación, encienda la bomba centrífuga a aproximadamente 1.500 disparos por minuto. A continuación, utilizando una pinza cruzada de pinza trasera, la vena infrahepática CVA justo craneal a las venas renales. Aplique una presión firme sobre el tejido hepático para exprimir una parte de la sangre remanente.Luego, con una pinza cruzada de pinza statsky, se perfora la vena cava hepática del sur, incluyendo un borde diafragmático mientras se retrae el hígado de manera codosa. Ahora corte la vena suprahepática CVA directamente en su borde con el tejido hepático, y corte la vena porta cerca del helio hepático aproximadamente cuatro centímetros craneales a la pinza infrahepática CVA. Corta un agujero en la pared anterior de la vena cava en este orificio.Coloque el conector de la abertura del cable de derivación con un bloqueo de señuelo mirando hacia adelante con un cero de bridas de seda. Fije el conector en el CVA infrahepático. A continuación, abra la abrazadera de tubo del ramal de cable del bypass.Por último, abra la pinza CVA infrahepática para permitir una derivación yugular del cable además de la derivación yugular portal existente. Después de aumentar la velocidad de la bomba a aproximadamente 2, 500 disparos por minuto, confirme que el flujo de salida de derivación en el lado yugular esté entre 900 y mil mililitros por minuto. Utilizando cuatro suturas de polipropileno monofilamento cero.Cierre los tres osteos de la vena frénica en el lado receptor en la puntada de apertura de los CVA hepáticos. Suturas de polipropileno de doble brazo y cuatro cero monofilamento en el interior, en el exterior en ambas esquinas del CVA hepático SUP en el lado receptor. Después de colocar el órgano donante en la cavidad abdominal, recorte el ACV de la vena hepática S del donante para que se ajuste al lado del receptor.Usando las agujas interiores de los puntos de la esquina del lado receptor, hágalo dentro de la esquina exterior en cada uno de los lados del CVA del donante superhepático. Una vez aproximada la Austria del receptor y del donante, atar ambos extremos de la sutura izquierda. A continuación, haz una puntada exterior e interior de la pared trasera de kava receptora junto a la corbata y pásala por la pared trasera.Lo ideal es evitar la pared de kava con la sutura restante, pasar por encima de la pared frontal desde la esquina izquierda. A continuación, ate las dos suturas utilizadas para las paredes traseras y frontales. Después de recortar la vena porta donante a una longitud adecuada, use seis suturas de polipropileno monofilamento cero para realizar una anastomosis de la vena porta de extremo a extremo como se acaba de demostrar poco antes de completar la pared frontal, use otra línea de descarga para intubar el lumen de la hava infrahepática y con un litro de solución salina a temperatura ambiente.Enjuague la solución UW a través de la vena porta hava infrahepática. A continuación, completar la anastomosis y atar las suturas dejando aproximadamente 0,5 centímetros de factor de crecimiento. A continuación, coloque otra pinza trasera deba en el cav infrahepático del donante.Abra la pinza hepática S de ACV y compruebe si hay sangrado. A continuación, abra la pinza portal para reperfundir el hígado, recupere el lado receptor de la vena cava infrahepática y coloque una pinza de tubo en la parte del cable del bypass. Después de detener la bomba centrífuga, corte las ataduras del conector del cable y retírelo.Devuelva la sangre restante del bypass al cerdo a través del catéter yugular. Ahora cierre la pinza, el catéter yugular y desconecte el bypass. Luego, después de administrar 100 miligramos de sulfato de protamina para antagonizar una heparina, use cinco suturas de monofilamento cero para realizar una anastomosis de extremo a extremo del CVA infrahepático.De nuevo, se reperfunde el ACV infrahepático inferior mediante la liberación de ambas pinzas. Después de recortar un parche aórtico alrededor del tronco celíaco del donante, coloque una pinza de bulldog en la arteria hepática común proximalmente a la unión de la arteria gastroduodenal. Una vez que la arteria hepática se haya lavado con heparina, use seis suturas de polipropileno sin monofilamento para anesti os.La osteo arterial de extremo a extremo en una técnica de paracaídas en carrera, luego se reperfunde abriendo primero la pinza distal y luego la bulldog proximal con 2 6 0 suturas de monofilamento. Utilice la técnica de correr para anesti mos el conducto biliar de extremo a extremo. Después de verificar la hemostasia, retire el catéter introductor de vaina de la vena esplénica.Utilice las dos ataduras restantes para cerrar los extremos proximal y distal con la sutura absorbible monofilamento de tamaño uno. Cierre la pared abdominal. Por último, utilice una grapadora cutánea o dos suturas cero para cerrar la piel.Consulte el protocolo de texto para el cuidado posoperatorio. En nuestro primer estudio de trasplante, el 100% de los cerdos receptores que recibieron hígados de un donante que latía corazón o HBD sobrevivieron hasta el final del seguimiento cinco días después del trasplante. Sin embargo, solo el 50% de los cerdos que recibieron hígados de donantes después de la muerte circulatoria o DCD llegaron al análisis de seguimiento de cinco días de muestras de sangre de lesiones hepatocelulares.La función biliar y hepática mostró que los niveles de ST alcanzaron un pico después de 24 horas en ambos grupos. Eso fue mucho más alto en el grupo de DCD en comparación con el grupo de HCD y volvió a valores casi normales después de cinco días. De manera similar, como se muestra en este gráfico, los valores de fosfatasa alcalina aumentaron notablemente después de 36 horas en el grupo DCD en comparación con el grupo HBD, como se muestra aquí.Mientras que la bilirrubina total se mantuvo estable en el grupo de HPD, aumentó gradualmente en el grupo de DCD hasta el quinto día y muestra una alta desviación estándar que sugiere lesión biliar solo en una parte del grupo experimental. En esta figura, el INR como marcador de la función hepática mostró una tendencia similar a los valores de A ST que alcanzaron su punto máximo a las 24 horas y se restablecieron a valores casi normales. Después de cinco días Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo usar un bypass venoso venoso activo durante el trasplante ortotópico de hígado de cerdo.De esta manera, aseguramos condiciones estables y motrices durante todo el procedimiento.

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Investigación

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Medicine

Medicina

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