Rata Modelo de neuropatía óptica isquémica posterior inducida por Fotoquímicamente

El objetivo de este vídeo es demostrar un modelo fotoquímico inducido de neuropatía óptica isquémica posterior y evaluar sus efectos con lomo retrógrado de células ganglionares de la retina en pacientes mayores de 50 años. La neuropatía óptica isquémica es el tipo más prevalente de neuropatía óptica aguda. La afección puede presentarse como uno de dos subtipos según la fuente de suministro de sangre específica afectada y la presentación clínica, neuropatía óptica isquémica anterior o neuropatía óptica isquémica posterior.

Si bien la patogenia de la neuropatía óptica isquémica anterior se ha estudiado ampliamente, la neuropatía óptica isquémica posterior ha permanecido poco conocida debido a su baja prevalencia, presentación variable y criterios diagnósticos mal definidos. Además, no se ha demostrado que los tratamientos prevengan o reviertan eficazmente la pérdida de visión de la neuropatía óptica isquémica anterior o posterior. Por lo tanto, un modelo animal reproducible y fiable de neuropatía óptica isquémica posterior es de gran valor para estudiar el proceso de la enfermedad in vivo y probar nuevos regímenes terapéuticos para la neuroprotección y la regeneración de axones La lesión isquémica fotoquímica inducida en la microvasculatura que da lugar a edema vasogénico y trombosis crea efectivamente isquemia tisular regional.

El daño isquémico se extiende a las áreas vecinas y se exacerba aún más por la compresión microvascular debido a un edema vasogénico concomitante. Inducimos selectivamente esta forma de isquemia a través del nervio óptico director Bbar para reflejar el daño causado por la neuropatía óptica isquémica posterior. Aquí y Wang y Dale Brown proporcionan una demostración paso a paso del procedimiento.

Hasta donde sabemos, el modelo de lesión isquémica en el nervio óptico posterior ha sido desarrollado hasta el momento, ya que este modelo produce isquemia evitando el trauma físico. Por lo tanto, los procesos fisiológicos de la neuropatía óptica isquémica posterior pueden imitarse mejor. En este video, demostraremos todo el procedimiento de nuestro modelo rep de neuropatía óptica isquémica posterior después de la exposición quirúrgica del nervio óptico posterior erimol.

Se inyecta por vía intravenosa un tinte fotosensibilizante y se enfoca un rayo láser en la superficie del nervio óptico. La interacción fotoquímica entre el erio B y el láser durante la radiación I daña el endotelio vascular, provocando una oclusión microvascular mediada por trombosis plaquetaria y compresión ao. La lesión isquémica resultante produce una muerte regresiva gradual pero pronunciada de las células ganglionares de la retina debido a una pérdida de entrada axonal, una lesión remota inducida y un resultado clínicamente relevante.

Láser YA que funciona a 532 nanómetros y 300 milivatios de potencia máxima. El siguiente es un picador de haz que funciona a 250 hercios, que se utiliza para reducir la potencia media al 7,5% de su potencia máxima. Tenemos un obturador de haz cerrado normalmente ENC con un pequeño orificio de 100 micras de diámetro perforado para producir un haz de mira débil cuando está cerrado.

Lo siguiente es una lente convexa plana de 25 centímetros de distancia focal y, por último, un prisma de ángulo rojo para dirigir el haz hacia abajo sobre el nervio óptico. Después de originarse en su fuente, el rayo láser pasa a través del helicóptero, reduciendo la potencia media al 7,5% de su pico. A continuación, el haz de corte es interceptado por el obturador, que cuando está cerrado produce un haz de orientación muy débil al filtrar espacialmente el haz a través del orificio de 100 micras de diámetro.

A continuación, la lente enfoca este haz débil y lo redirige hacia abajo a través del ángulo recto. Prisma sobre el nervio óptico posterior expuesto I La radiación se inicia cambiando un filtro de seguridad en la trayectoria óptica de un microscopio en funcionamiento, seguido de la apertura del obturador del haz después de un segundo de retraso. En este punto, el haz de corte de máxima potencia se enfoca y se dirige hacia abajo en el nervio óptico expuesto.

Tras una interacción entre el haz y la abeja etina disuelta en el torrente sanguíneo, esa luz láser verde de 5 32 nanómetros es absorbida eficientemente por el ery circulante y el tinte B y fluorescente es oxígeno molecular amarillo que choca con una molécula de tinte de estado triplete, acepta su energía de excitación convirtiéndose en oxígeno en estado singlete, que es altamente reactivo. A continuación, el oxígeno de la TC oxida directamente el endotelio vascular y causa un daño puntual en la barrera, que atrae específicamente a las plaquetas y también facilita la fuga de plasma al parénquima. Este proceso de daño conduce a la oclusión vascular por trombosis, así como por edema vasogénico debido a la compresión microvascular, la escalera provoca la expansión de la lesión más allá de la profundidad de penetración de la luz láser.

Si la técnica se realiza correctamente, la trombina plaquetaria no contendrá fibra. Distinguiendo así este método en el proceso de coagulación del pie dependiente del calor, mucho menos eficiente. El funcionamiento de alta potencia máxima mejora la profundidad de penetración efectiva en el nervio óptico opalescente al tiempo que reduce la potencia media al 7,5% a través del haz.

El picado ayuda a asegurar que un proceso químico del pie y no uno térmico esté induciendo una lesión tisular peri a nuestras ratas anestesiadas con una inyección intraperitoneal de la ketamina Díaz en cóctel. Una vez anestesiado, se coloca suavemente la lengua hacia adelante para prevenir la asfixia, se afeitan los sitios quirúrgicos y se aplica un aumento replicante en ambos ojos para evitar la extracción de la córnea durante la cirugía. Evalúe los pasos de la anestesia para asegurarse de que el animal no sienta dolor durante la cirugía.

Comience con el cateterismo de la vena femoral. Antes de los procedimientos quirúrgicos, conecte un trozo de tubo esterilizado y lavado con solución salina a una jeringa de un ML que contenga una solución B al 2 % de eriri B previamente medida. A una dosis de 20 miligramos por kilogramo de peso corporal, monte la jeringa en una bomba de infusión ajustada a una velocidad de 600 microlitros por minuto.

Limpie el sitio quirúrgico limpiando el área con yodo de povidona al 10%, seguido de etanol al 70%. Haga una incisión en la base del muslo derecho con una cuchilla número 15. Cortar y extender a través de la membrana con tijeras y separar el músculo con pinzas hasta que la rama de la vena femoral se haga visible.

Continúe diseccionando hacia abajo con tijeras y fórceps según sea necesario para separar el vaso de los tejidos circundantes según sea necesario. Limpie el área quirúrgica con BSS estéril frío para facilitar la visualización de la vena. Separe cuidadosamente la vaina que rodea la vena, la arteria y el nervio del tejido subyacente.

Luego, aísle la vena con una disección roma a lo largo de sus lados. Pase dos listas de agujas de suturas de nailon por debajo de la vena elevando cuidadosamente el vaso, colocando pinzas de punta fina debajo y agarrándolas y tirando de ellas. Libe la vena distal firmemente y haga un nudo suelto alrededor de la vena proximal.

Haga un corte parcial de la vena cerca de la ligadura distal y expándalo según sea necesario Con pinzas que sujetan la pared de la vena en el corte, inserte con cuidado el tubo de descarga salina en el vaso. A continuación, apriete el nudo proximal suelto alrededor del tubo. Ancle el tubo en su lugar atándolo a la sutura distal.

Después de verificar la calidad del cateterismo y asegurarse de que esté libre de obstrucciones o fugas, cierre temporalmente la incisión con suturas para proteger el cateterismo y el tejido. Prepare el sitio quirúrgico con una solución de detergente yodado Poon al 10% y etanol al 70%. Haga una incisión a lo largo de la piel detrás del ojo con una cuchilla número 15, luego corte el tejido conectivo con unas tijeras para esguinces Venice.

Continúe diseccionando a través del tejido conectivo a lo largo de la resma superior del hueso óptico. Tenga cuidado de evitar alterar los vasos sanguíneos locales. Diseccionar a través del tejido óptico hasta visualizar el músculo recto superior.

El nervio óptico se encuentra debajo. Retrae el colgajo de piel y el tejido conectivo lateralmente y hacia abajo. El ojo rotará hacia adelante y hacia afuera.

Inserte con cuidado un par de pinzas afiladas y expándalas paralelas al nervio para exponerlo. La red de micro recipientes que lo alimentan será el objetivo durante la irradiación láser. Asegúrese de usar gafas de seguridad de color naranja en todo momento mientras opera el aparato de irradiación láser para protegerse de la luz láser.

Encienda el láser y ajuste las potencias máximas y medias durante varios minutos. Antes de todos los procedimientos de irradiación. Coloque suavemente al animal sobre el aparato y colóquelo de manera que el haz de mira brille cerca del sitio de exposición del nervio óptico.

A continuación, vuelva a exponer cuidadosamente la longitud del nervio óptico con pinzas de punta fina. Realice pequeños ajustes en el posicionamiento para que el haz de puntería incida en el nervio óptico entre tres y cuatro milímetros detrás de la cabeza del nervio óptico. Inyecte la solución de colona B al 2% mediante la activación de la bomba de infusión y déjela circular durante unos segundos durante este tiempo con una pequeña gota de BSS para humedecer la superficie del nervio óptico.

Después de verificar la posición del haz de puntería, inicie el filtro de seguridad controlado por interruptor de pie seguido de irradiación láser e irradie durante 90 segundos. La fluorescencia amarilla que aparece como naranja a través del filtro debe observarse desde la superficie superior del nervio, y la fluorescencia debe hacerse uniforme en todo el nervio óptico. Con ligeros ajustes de posición de la rata, el filtro de seguridad se abrirá automáticamente después de la irradiación.

En algunos casos, se puede observar una microhemorragia, aliviar la tracción en los músculos extraoculares, devolver el ojo a una posición neutra y cerrar la incisión con suturas interrumpidas. Corte las suturas que sujetan el cateterismo de la vena femoral y retire con cuidado el tubo. Ate bien la vena femoral proximal para evitar fugas y cierre la incisión con suturas interrumpidas.

Aplique ungüento antibiótico en ambas incisiones y revise el fondo de ojo para verificar la integridad vascular de la vena central de la retina y la arteria. Regrese al animal a una jaula limpia y climatizada para su recuperación, administre analgésicos posquirúrgicos y cuide al animal. Siguiendo los lineamientos institucionales de cuidado animal.

Examinar con frecuencia al animal postoperatorio para asegurarse de que el sitio de la incisión esté limpio y libre de infecciones, evaluar el dolor y proporcionar medicamentos adecuados para el dolor y monitorear la alimentación adecuada y otros comportamientos. Las imágenes confocales de los meses planos de la retina se pueden utilizar para cuantificar la supervivencia de las células de juego de la retina después de la inducción de la neuropatía óptica isquémica posterior utilizando retrolipina de flared en comparación con los animales de control. Hay significativamente menos células de cabra de flor en los animales dos semanas después de la inducción de PI uno.

No se observan diferencias significativas entre el número de células ganglionares de la retina en el control de los animales simulados. Esto indica que la pérdida de células ganglionares de la retina es provocada por la combinación de una B y la irradiación láser en lugar de la energía térmica del láser solo. La parte más crítica del procedimiento es la exposición e irradiación del nervio óptico.

Es necesaria una disección cuidadosa para evitar daños en el nervio por las pinzas de punta fina de tiburón o por el estiramiento de la arteria oftálmica. Entra en el nervio óptico alrededor de un milímetro de la cabeza del nervio óptico. Si la radiación está a tres o cuatro milímetros de distancia de la cabeza del nervio óptico es importante restringir la isquemia al soporte capilar que irriga el nervio en lugar de a las arterias y cualquiera de sus ramas que alimentan la retina interna. El examen endoscópico es necesario para garantizar la integridad vascular de la arteria y la vena central de la retina siguiendo el procedimiento. Con parámetros preestablecidos para la radiación láser.

Este modelo tiene un curso temporal reproducible de la muerte celular, ya que la intensidad máxima y la duración de la irradiación son dos determinantes del daño isquémico. La modificación de la gravedad de estos parámetros se puede realizar para ajustar la gravedad del daño resultante de las células de los ganglios de la retina para diferentes objetivos de estudio con una mayor optimización. Este modelo proporciona una plataforma novedosa para la investigación sobre la patogénesis y los cambios moleculares de la neuropatía óptica isquémica posterior y se puede utilizar para detectar fármacos de tratamiento para esta y otras enfermedades isquémicas del sistema nervioso central.