Name: Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Aprende a inducir fibrilación ventricular en ratas y realizar reanimación cardiopulmonar con compresión torácica cerrada. Este modelo permite estudiar la fisiopatología del paro cardíaco y evaluar nuevas estrategias de resucitación.

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Los autores desean agradecer al Dr. Wanchun Tang MD, MCCM, FCCP, FAHA y Jena Cahoon del Instituto Weil de Medicina de Cuidados Críticos en Rancho Mirage, CA. por sus contribuciones al esquema del protocolo de reanimación y por haber ayudado a entrenar al cirujano de roedores (LL). La preparación de este artículo fue financiada en parte por una donación en memoria del SKC retirado de la Marina de los EE. UU. Robert W. Ply por la Sra. Monica Ply para la investigación en enfermedades cardíacas y enfermedad de Parkinson y por un fondo discrecional del Departamento de Medicina de la Universidad de Medicina y Ciencia Rosalind Franklin.

Los autores no tienen nada que revelar.

Pasos críticos en el protocolo Hay pasos críticos en el protocolo. Cuando dominado, la preparación y el protocolo, intervenir describen como sucintamente a continuación. La preparación quirúrgica es rápida, avanzando rápidamente a través de catéteres de pequeñas incisiones de disparo mínima o ninguna espasmo de vaso y el posicionamiento de las puntas de catéter como se pretende, seguido de intubación traqueal con éxito después de una sola o unas pocas intento (s); por lo tanto, comp...

Cerca de 360,000 personas en los Estados Unidos 1 y muchos más en todo el mundo 2 sufren un episodio de paro cardiaco repentino cada año. Los intentos de restaurar la vida no requieren ser prevenidas sólo que la actividad cardiaca ser restablecido, pero que los daños en órganos vitales, reducen al mínimo, o se invierte. Las técnicas de reanimación cardiopulmonar actuales arrojan una tasa de resucitación inicial de aproximadamente 30%; Sin embargo, la supervivencia al alta hospitalaria es sólo el 5% 1. La disfunción miocárdica, disfunción neurológica, la inflamación sistémica, enfermedades intercurrentes, o una combinación de los mismos darse cuenta después de la reanimación de la gran proporción de los pacientes que mueren a pesar del retorno inicial de la circulación. Por lo tanto, una mayor comprensión de la fisiopatología y la novela de reanimación enfoques subyacentes se necesitan con urgencia para aumentar la velocidad de la reanimación inicial y posterior supervivencia con la función del órgano intacto. Modo Animalls de arresto cardiaco tienen un papel crítico en el desarrollo de nuevas terapias de reanimación, proporcionando conocimientos sobre la fisiopatología de un paro cardíaco y la reanimación y ofrecer medios prácticos para conceptualizar y probar nuevas intervenciones antes de que puedan ser probados en humanos 3. El modelo de rata de tórax cerrado la reanimación cardiopulmonar (RCP) se describe aquí ha jugado un papel importante. El modelo fue desarrollado en 1988 por Irene von Planta - investigador en el momento - y sus colaboradores 4 en el laboratorio del fallecido profesor Max Harry Weil MD, Ph.D. en la Universidad de Ciencias de la Salud (rebautizada Rosalind Franklin de la Universidad de Medicina y Ciencia en 2004) y se ha utilizado ampliamente en el campo de la reanimación predominantemente por los becarios del profesor Weil y sus aprendices. El modelo simula un episodio de parada cardíaca súbita con reanimación intentada por técnicas de RCP convencionales y por lo tanto incluye induction de fibrilación ventricular (VF) mediante la entrega de una corriente eléctrica al endocardio ventricular derecha y el suministro de CPR tórax cerrado por un dispositivo de pistón accionado neumáticamente mientras que concomitantemente la entrega de ventilación de presión positiva con gas enriquecido en oxígeno. La terminación de VF se logra mediante la entrega transtorácica de choques eléctricos. El modelo de rata establece un equilibrio entre los modelos desarrollados en los animales grandes (por ejemplo, cerdos) y modelos desarrollados en los animales más pequeños (por ejemplo, ratones) que permite la exploración de nuevos conceptos de investigación en una forma bien estandarizado, reproducible y eficiente con acceso a una robusta inventario de mediciones pertinentes. El modelo es particularmente útil en las primeras etapas de la investigación para explorar nuevos conceptos y examinar los efectos de los factores de confusión antes de la realización de estudios en modelos animales más grandes que son más costosas, pero de mayor impacto de la traducción. Una búsqueda en Medline para todos los artículos revisados ​​por pares de informes comomodelo de rata imilar tener VF como el mecanismo de un paro cardíaco y algún tipo de reanimación tórax cerrado reveló un total de 69 estudios originales adicionales utilizando el modelo desde que se publicó por primera vez en 1988 4. Las áreas de investigación incluyen aspectos fisiopatológicos de reanimación 5-17, factores que influyen en los resultados de 18 a 30, el papel de las intervenciones farmacológicas que examinan agentes vasopresores 31-43, agentes tampón 44, 45 agentes inotrópicos, agentes destinados a infarto o protección cerebral 46-70, y también los efectos de las células madre mesenquimales 71-73. El modelo y el protocolo descrito en este artículo está siendo usado actualmente en el Instituto de reanimación. Sin embargo, hay múltiples oportunidades para &quot;personalizar&quot; el modelo basado en las capacidades disponibles a los investigadores individuales y los objetivos de los estudios.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital sódico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US</td></tr><tr><td>Termistor rectal</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>TSD202A</td><td>http://www.biopac.com/fast-response-thermistor</td></tr><tr><td>Electrodo de aguja biopolar concéntrico 25 mm TP</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>EL451</td><td>http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm</td></tr><tr><td>Tubo de polietileno PE25&nbsp;</td><td>Solomon Scientific</td><td>BPE-T25</td><td>http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing</td></tr><tr><td>26GA Adaptador de talón luer hembra</td> Access <td>Technologies</td><td>LSA-26</td><td></td></tr><tr><td>http://www.norfolkaccess.com/needles.html llaves de paso con conexiones luer; 3 vías; cerradura macho, no estéril</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-30600-02</td><td>http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _ 10_pack_Non_sterile/EW-30600-23</td></tr><tr><td>Transductor de presión desechable TruWave</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX600I&nbsp;</td><td>http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1</td></tr><tr><td>Termopar tipo T</td><td>Physitemp Instruments</td><td>IT-18</td><td></td></tr><tr><td>http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html Catéter pediátrico venoso central&nbsp;</td><td>Cocinero Médico&nbsp;</td><td>C-PUM-301J</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds</td></tr><tr><td>Catéter intravenoso subclavio Abbocath-T (14 g x 5 1/2")</td><td>Hospira</td><td></td><td>453527 http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427</td></tr><tr><td>Novametrix Medical Systems, monitor infrarrojo de CO2</td><td>Soma Technology, Inc.</td><td>7100 CO2SMO&nbsp;</td><td>http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp</td></tr><tr><td>Ventilador para animales pequeños Modelo 683</td><td>de Harvard Apparatus</td><td>555282</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323</td></tr><tr><td>Guías de alambre con punta doble flexible</td><td>Cook Medical&nbsp;</td><td>C-DOC-15-40-0-2</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds</td></tr><tr><td>Sensor de desplazamiento AC LVDT de alta precisión</td><td>Omega Engineering</td><td>LD320-25</td><td>http://www.omega.com/pptst/LD320.html</td></tr><tr><td>HeartStart XL desfibrilador/monitor</td><td>Phillips Medical Systems</td><td>M4735A</td><td>http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/</td></tr> <tr><td>Graefe micro pinza de disección 4 pulgadas</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5135 http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de micro disección Graefe de 4 pulgadas con dientes</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5157 http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de micro disección extrafinas de 4 pulgadas</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5882</td><td>http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp</td></tr><tr><td>Retractor de tejidos Heiss</td><td>Fine Science Tools&nbsp;</td><td>17011-10</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&amp; lang=es-US</td></tr><tr><td>Hemostáticos de punta curva Crile</td><td>Fine Science Tools&nbsp;</td><td>13005-14</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372</td></tr><tr><td>Grapadora de piel Visista&nbsp;</td><td>Teleflex Incorporated</td><td>528135</td><td>http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936</td></tr><tr><td>Sutura de seda trenzada, 3-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517706</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936</td></tr><tr><td>solución Betadine</td><td>Butler Schein</td><td>3660</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Solución salina estéril, bolsas de 250 ml</td><td>Fisher</td><td>50-700-069</td><td>http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652</td></tr><tr><td>Inyección de heparina sódica, USP</td><td>Fresenius Kabi 504201</td><td></td><td>http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html</td></tr><tr><td>Loxicom (meloxicam)</td><td>Butler Schein</td><td>045-321</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Ordenador de gasto cardíaco por termodilución para animales pequeños</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desarrollado a medida en el Instituto de Resucitación utilizando hardware de National Instruments y software LabVIEW</td></tr><tr><td>Sistema de adquisición y análisis de datos analógicos a digitales</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desarrollado a medida en el Instituto de Resucitación utilizando hardware de National Instruments y software LabVIEW</td></tr><tr><td>Dispositivo de pistón accionado neumáticamente y controlado electrónicamente para la compresión torácica en animales pequeños</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desarrollado a medida en el Instituto Weil de Medicina de Cuidados Críticos</td></tr><tr><td>Generador de corriente alterna de 60 Hz</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desarrollado a medida en el Instituto Weil de Cuidados Críticos Medicina</td></tr></tbody></table>

un modelo de rata de la fibrilación ventricular y reanimación por convencional cerrado pecho técnica

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

En este trabajo se describe un modelo de rata de fibrilación ventricular inducida eléctricamente seguida de reanimación cardíaca utilizando una técnica de tórax cerrado que incorpora los componentes básicos de la reanimación cardiopulmonar en humanos. El modelo se desarrolló en 1988 y se ha utilizado en aproximadamente 70 publicaciones revisadas por pares que examinan una miríada de aspectos de la reanimación, incluida su fisiología y fisiopatología, los determinantes de la reanimabilidad, las intervenciones farmacológicas e incluso los efectos de las terapias celulares. El modelo presentado en esta presentación incluye: (1) cateterismo vascular para medir las presiones aórtica y auricular derecha, para medir el gasto cardíaco por termodilución y para inducir eléctricamente la fibrilación ventricular; y (2) intubación traqueal para ventilación con presión positiva con gas enriquecido con oxígeno y evaluación del CO2 al final de la espiración. Una secuencia típica de intervención implica: (1) inducción eléctrica de la fibrilación ventricular, (2) compresión torácica utilizando un dispositivo mecánico de pistón concomitantemente con ventilación con presión positiva que suministra gas enriquecido con oxígeno, (3) descargas eléctricas para terminar la fibrilación ventricular y restablecer la actividad cardíaca, (4) evaluación de la función hemodinámica y metabólica posterior a la reanimación, y (5) evaluación de la supervivencia y recuperación de la función de los órganos. Dispone de un sólido inventario de mediciones que incluye, entre otras, mediciones hemodinámicas, metabólicas y tisulares. El modelo ha sido muy eficaz en el desarrollo de nuevos conceptos de reanimación y en el examen de nuevas intervenciones terapéuticas antes de su prueba en modelos animales más grandes y traslacionalmente más relevantes de paro cardíaco y reanimación.

El modelo de rata descrito aquí se utilizó recientemente para comparar los efectos de dos inhibidores de la sarcolema de sodio-hidrógeno intercambiador de isoforma 1 (NHE-1) sobre la función miocárdica y hemodinámica durante la compresión del pecho y post-resucitación 61. Se informó anteriormente que los inhibidores de NHE-1 atenúan la lesión por reperfusión miocárdica mediante la limitación citosólica sodio inducida y la sobrecarga de calcio mitocondrial, y por lo tanto ayudan a preservar la distensibilidad ...

Este artículo describe un modelo de rata de fibrilación ventricular inducida eléctricamente y reanimación mediante compresión torácica, ventilación y administración de descargas eléctricas que simula un episodio de paro cardíaco repentino y reanimación cardiopulmonar convencional. El modelo permite recopilar información sobre la fisiopatología del paro cardíaco y explorar nuevas estrategias de reanimación.

Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

El objetivo general de este procedimiento es obtener información sobre la fisiopatología del paro cardíaco y explorar nuevas estrategias de reanimación. Esto se logra primero instrumentando quirúrgicamente al animal para medir diversos parámetros fisiológicos que se recogen en un sistema de adquisición de datos para su posterior análisis fuera de línea, el paro cardíaco se produce por fibrilación ventricular inducida eléctricamente o fv. Para este paso, se inserta un alambre G precurvado en la vena yugular externa derecha y se avanza hasta el ventrículo derecho, lo que permite el suministro de una corriente eléctrica para la inducción de la fv.Después de ocho minutos de FV no tratada, se inicia la compresión torácica mediante el uso de un dispositivo de pistón, aumentando gradualmente la profundidad de compresión mientras se mueve al animal a una posición de pistón que produce la presión diastólica aórtica más alta. Después de ocho minutos de compresión torácica, se intenta la desfibrilación mediante descargas eléctricas al animal. Los animales que son reanimados con éxito son monitoreados para evaluar los efectos de las intervenciones de reanimación en la función post-reanimación, hemodinámica y metabólica, y en la supervivencia.Aunque este método puede proporcionar información sobre nuevas estrategias de reanimación, también puede ser útil para explorar los mecanismos subyacentes por los cuales las terapias funcionan a nivel celular a través del análisis de tejidos y la evaluación de los marcadores circulantes. El modelo rojo de paro cardíaco y reanimación que van a ver hoy fue desarrollado en 1988 por Irene Bonta y mi mentor, el profesor Max Harry Wilde. El modelo se ha utilizado ampliamente en todo el mundo, y creemos que la representación visual del modelo va a ser útil para los científicos.Los estudiantes interesados en el campo de la reanimación cardiopulmonar, Este modelo de rata de reanimación torácica cerrada con paro cardíaco puede ser útil para avanzar en nuestra comprensión de la fisiopatología del paro cardíaco y el desarrollo de nuevos enfoques de reanimación Para facilitar el avance del catéter PE 25 en la aorta torácica descendente, comience haciendo una incisión de dos centímetros en el área inguinal derecha de una rata adulta anestesiada en un ángulo de 90 grados con respecto a su surco. A continuación, use un par de hemostáticos para romar, diseccionar el tejido conectivo circundante, exponiendo los vasos femorales y use pinzas de microdisección curvas para exponer la vaina vascular alrededor de los vasos. Luego, viaje con pinzas de microdisección por debajo de la arteria femoral, la vena y el nervio, y apóyelos en un ángulo de 90 grados con respecto a los vasos cuando ambos vasos y el nervio estén apoyados.Use otro par de pinzas de microdisección curvas para separar la arteria del nervio y la vena a una longitud de aproximadamente un centímetro. Una vez separados, inserte una ligadura distal y otra proximal debajo de los vasos. Use un nudo de cirujano para apretar firmemente la ligadura distal, seguido de dos nudos simples.Apriete la ligadura proximal con un nudo de cirujano suelto. A continuación, haga una pequeña incisión en el vaso cerca de la ligadura distal en un ángulo de 60 grados con respecto al vaso con un par de tijeras de microdisección que corten aproximadamente una cuarta parte del área de la sección transversal. A continuación, inserte una aguja de calibre 22 con la punta desafilada y doblada en un ángulo de 70 grados en la abertura del vaso mientras tira suavemente de la ligadura distal con los hemostáticos para estabilizar el vaso.Ahora levante suavemente la aguja introductora para exponer el lumen y guíe el catéter PE 25 por debajo del introductor, retirando la aguja. Una vez que se haya insertado la punta del catéter, avance el catéter hasta la marca de ocho centímetros para colocar su punta en la aorta torácica descendente y, a continuación, apriete la ligadura proximal agregando dos nudos individuales adicionales que aseguran el catéter al vaso. Esta toma del cuello muestra una vena yugular externa derecha previamente canulada para exponer la tráquea.A continuación, use hemostáticos para expandir la incisión hacia la línea media y luego use los hemostáticos para romar aún más, diseccionar las secciones esternal de hioides, tiroides esternal y mastoides de los músculos cefálicos CTO. Use un esparcidor de pañuelos para mantener la exposición de la tráquea. A continuación, saque la lengua para estirar las vías respiratorias con un avance de agarre firme.Una cánula traqueal de cinco F montada sobre un estilete con una punta apuntando hacia arriba, que busca entrar en la vía aérea superior, las cuerdas vocales y la tráquea. El éxito de la intubación traqueal puede confirmarse mediante el reconocimiento de la forma de onda capnográfica característica. Antes de iniciar el protocolo de paro cardíaco y reanimación, mida el gasto cardíaco y diversas presiones para verificar la estabilidad hemodinámica.Una vez registrados los valores basales, se retira la llave de paso de tres vías del catéter de poliuretano de tres F insertado en la vena yugular externa derecha del animal y se avanza la punta más blanda del alambre G, aproximadamente siete centímetros. Buscando entrar en el ventrículo derecho mientras se monitoriza el ECG y la presión aórtica. A continuación, encienda el generador de CA de 60 hercios y aumente gradualmente la corriente mientras controla la presión aórtica.Mantenga la corriente durante tres minutos y la intensidad después de dos minutos. Apague la corriente después de tres minutos, luego retire el cable guía. Vuelva a tapar el catéter yugular con un grifo de tope de tres vías y retire la aguja molida.Después de permitir que la FV continúe espontáneamente durante el tiempo deseado, encienda el ventilador y aumente gradualmente la profundidad de compresión de cero a 10 milímetros. Durante el primer minuto de compresión torácica, mueva al animal ligeramente hacia los lados y haga sroc. Buscando encontrar una posición que produzca la presión diastólica aórtica más alta para una profundidad de compresión dada.A continuación, continúe aumentando la profundidad de compresión durante el segundo minuto hasta alcanzar una presión diastólica aórtica objetivo. Mantenga las compresiones torácicas durante el tiempo deseado antes de intentar la desfibrilación. Inmediatamente antes de completar las compresiones torácicas, aplique gel conductor a una paleta de desfibrilación personalizada para ratas de un desfibrilador de forma de onda bifásica disponible en el mercado y cargue el desfibrilador.A continuación, interrumpa la compresión torácica y, después de verificar que el corazón permanece en FV mediante la lectura del ECG, administre una descarga eléctrica de cinco julios a través de la pared torácica. Obsérvese el retorno de un ECG organizado eléctricamente con pulsos aórticos y una presión aórtica media mayor o igual a 25 milímetros. Mercurio. Si la presión aórtica media es inferior a 25 milímetros, el mercurio reanuda las compresiones torácicas durante otros 30 a 60 segundos, independientemente del ritmo eléctrico.Determinar el resultado de la reanimación al finalizar los ciclos de compresión de la desfibrilación según el diagrama de flujo. Luego aumente la tasa de ventilación de 25 a 60 por minuto después del retorno de la circulación espontánea, disminuyendo la fracción de oxígeno inspirado de 1.0 a 0.5 Después de 15 minutos de circulación espontánea, finalmente controle al animal hasta que esté completamente recuperado. Utilizando este protocolo, se demostró que los inhibidores de la isoforma uno del intercambiador de hidrógeno sódico IDE y un V 4 4 5 4 B permitieron el desarrollo de una presión diastólica aórtica predefinida con menor profundidad de compresión torácica, produciendo una mayor relación entre la presión de perfusión coronaria y la profundidad después de la reanimación.Ambos compuestos mejoraron la disfunción miocárdica, pero la supervivencia fue mayor con Carri ride, como se ilustra en la figura, lo que sugiere que IDE es un inhibidor de la isoforma de un intercambiador de hidrógeno y sodio más eficaz que un VE para la reanimación de un paro cardíaco. En este modelo de rata, una vez dominado, la instrumentación quirúrgica se puede completar en 90 minutos. Después de este procedimiento, se puede recolectar sangre para medir los marcadores de órganos y lesiones orgánicas en el corazón para análisis moleculares.Después de ver este video, tendrá una buena comprensión de cómo inducir cuándo se desencadena la fibrilación en rojo, cómo realizar de manera efectiva la reanimación torácica cercana, cómo restablecer la actividad cardíaca e identificar las variables a monitorear para asegurar el éxito del experimento.

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El modelo de rata con infarto agudo de miocardio (IAM) es útil para estudiar las consecuencias de un infarto de miocardio en la función cardíaca fisiopatológicos y fisiológicos.

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Un modelo de gran alcance para los cuidados perioperatorios y críticos relacionados con la insuficiencia renal aguda se presenta. Utilizando todo el cuerpo hipoperfusión inducida por paro cardíaco, es posible reproducir casi los cambios histológicos y funcionales de la clínica AKI.

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El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

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Implantación de un biograft para tratar el infarto de miocardio inducido por ligadura de LAD en un modelo de roedor ha requerido convencionalmente dos cirugías a corazón abierto. Con el fin de reducir la mortalidad y proporcionar las condiciones óptimas para la fijación de biomatrices sólidos gelatinosos y asociados con las células, se han desarrollado procedimientos mínimamente invasivos.

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La reanimación cardiopulmonar y la desfibrilación son las únicas opciones terapéuticas eficaces durante el paro cardíaco causado por la fibrilación ventricular. Este modelo presenta un régimen estandarizado para inducir, evaluar y tratar este estado fisiológico en un modelo porcino, proporcionando así un enfoque clínico con diversas oportunidades para la recopilación y análisis de datos.

Modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino

Describimos la creación de un modelo de rata de sobrecarga de presión inducida remodelación moderada y disfunción sistólica temprana donde se activan las vías de transducción de señales implicadas en el inicio del proceso de remodelación. Este modelo animal ayudará a identificar dianas moleculares para aplicar estrategias terapéuticas tempranas anti-remodelación para la insuficiencia cardíaca.

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Este artículo presenta un método eficiente para realizar isquemia miocárdica y posterior reperfusión crónica en ratas utilizando un enfoque mínimamente invasivo. Además, la función hemodinámica ventricular izquierda de las ratas se evalúa mediante ecocardiografía y métodos aislados del corazón de trabajo.

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El modelo de isquemia-reperfusión miocárdica del corazón de rata se mejora mediante el uso de un retractor de fabricación propia, un tubo de cloruro de polivinilo y un método de anudado único. El electrocardiograma, el cloruro de trifeniltetrazolio y la tinción histológica, y los resultados del análisis de supervivencia porcentual mostraron que el grupo modelo mejorado tiene mayores tasas de éxito y supervivencia que el grupo modelo ya existente.

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Este protocolo demuestra el uso de un desfibrilador cardioversor implantable (DCI) para inducir de forma fiable arritmias ventriculares, realizar cardioversión interna y obtener registros de ECG intracardíacos en un modelo porcina.

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