Name: Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 38 s
Description: Aprende a medir la contractilidad cardíaca in vivo en ratones mediante cateterismo y análisis de presión/volumen a diferentes frecuencias cardíacas. Este método permite investigar el efecto Bowditch en la función ventricular izquierda.

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Este estudio fue financiado por las subvenciones de los NIH HL091986 (JPD) y HL094692 (MTZ).

NOTA: Este protocolo animal fue aprobado por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC) de la Universidad Estatal de Ohio. Este procedimiento puede ser utilizado en cualquier ratón en el que el diámetro interior de la arteria carótida es lo suficientemente grande para insertar el catéter. Utilice los ratones que están por encima de 16 g (mayores de ~ 2 meses). 1. Preparación de ratón para el cateterismo <ol><li> Selle todos los instrumentos y suministros quirúrgicos en una bolsa de esterilización. Esterilizar la bolsa en una máquina autoclave. Mantener un campo estéril durante todo el procedimiento y usar guantes estériles. </li><li> Anestesiar ratones con ketamina (55 mg / kg), además de xilazina (15 mg / kg) por inyección intraperitoneal. NOTA: Todo el procedimiento de medición tanto de la presión / volumen en diferentes frecuencias cardíacas y ESPRV toma menos de 20 minutos. Si se requiere un tiempo adicional (es decir, más de 30 min), dar una dosis adicional de ¼ de la anestesia cada 30 minutos. </li><li> Quite el pelo en el r anterioregion del cuello y el pecho usando eliminación de vello loción (por ejemplo, Nair) y la cinta de las extremidades del ratón sobre la plataforma de espuma. Confirmar un estado de anestesia profunda por una pizca dedo del pie. </li><li> Inserte una sonda rectal para controlar la temperatura corporal (37 ± 1 ° C), y mantener el uso de una almohadilla de calefacción termo-regulada (que se encuentra entre la sábana quirúrgica y de la plataforma). </li><li> Preparar una longitud de 4-0 sutura (~ 10 cm). Sutura de lazo alrededor de los incisivos superiores y la cinta a la plataforma. Esto evitará que el cuello recto. </li><li> Esterilizar el área quirúrgica limpiando el área con Betadine y el 75% de alcohol tres veces. </li></ol> 2. Cateterismo <ol><li> Preparar el catéter por remojo previo de la punta en solución salina o agua destilada (37 ° C) durante al menos 30 min antes de su uso (de acuerdo con las instrucciones del fabricante) para aclimatar el diafragma sensor de presión para el medio ambiente biológico en húmedo y para evitar que deriva de la señal de presión y negativo registros de presión. </li><li> Haga una longitudinal 0,8 cm incisión entre el maxilar inferior y el esternón en la región anterior del cuello. Con las tijeras finas, separar el tejido conectivo de la piel muscular para exponer la tráquea se encuentra debajo del músculo stemohyoideus. </li><li> Separar la grasa y el tejido muscular de en el lado derecho de la tráquea con pinzas curvas para exponer la arteria carótida derecha. NOTA: La arteria carótida es la arteria más grande en la región anterior del cuello, contiene la sangre de color rojo brillante, y es pulsátil. No debe confundirse con la vena yugular que corre paralela a la arteria carótida. La vena yugular es de color rojo oscuro y no pulsátil. Además, durante el aislamiento de la arteria carótida, el usuario debe ser consciente de no dañar el nervio pneumogástrico. </li><li> Quite la grasa de la arteria carótida derecha con las pinzas curvas. Si existe ramificación del vaso lo que impedirá esta técnica operativa, ellos cortar con un cauterio Bovie para disociar la arteria carótida.Separar la mayor cantidad de tejido como sea posible en virtud de la arteria carótida utilizando pinzas curvas. </li><li> Corte dos 5 cm 6-0 hilos de seda. Pase cada hilo de seda debajo de la arteria carótida derecha. </li><li> Posición un hilo cerca de la parte proximal y el otro cerca de la parte distal de la arteria. Hacer un nudo en el hilo en la parte distal, y hacer un nudo flojo en el hilo en la parte proximal. </li><li> Bloquear el flujo de sangre por la sujeción de la parte proximal de la arteria mediante una abrazadera vascular pequeña pinza hemostática (colocar la abrazadera debajo de la rosca proximal). La región de sellado de la arteria se llena de sangre haciendo que sea fácil para llevar a cabo el paso 2.8. </li><li> Perforar un pequeño agujero en la arteria carótida derecha entre los dos hilos (pero más cerca de la rosca distal) con una aguja de 26 G. Insertar el catéter en la arteria carótida. Ligeramente apretar el nudo flojo en la parte proximal de la arteria carótida en el catéter para mantener en su lugar. NOTA: El uso de la punción de la aguja se prefiere comparacióna las tijeras incisión. Al hacer un nudo apretado en la parte distal de la arteria primero, y luego la sujeción de la parte proximal, la arteria será completamente llena de sangre. Esto hace que sea muy fácil de meter a través del vaso sanguíneo. Además, el tamaño de la aguja (26 G) perfora la arteria con un agujero que encaja muy bien el tamaño del catéter. Cuando se utiliza el método de tijeras incisión, era más difícil controlar el tamaño de la incisión. Sin embargo, el método elegido debe depender de cual el cirujano se siente más cómodo. </li><li> Comience a grabar señales de presión como en el paso 3. </li><li> Afloje la pinza hemostática y continuar la inserción del catéter hacia adelante en el ventrículo izquierdo. Si se experimenta una cierta resistencia al avanzar el catéter, tire suavemente hacia atrás y tratar de avanzar de nuevo. Para un ratón de pesaje ~ 18-25 g, la duración estimada del catéter que se inserta es de 18 mm. NOTA: La señal de presión arterial fluctúa desde 70 hasta 120 mm Hg. Una vez tél catéter está en el ventrículo izquierdo la forma de los cambios de la señal de presión y la presión fluctuará 0-120 mm Hg (que se muestra en la Figura 1). La función cardíaca se estabilizará dentro de 2-3 min después de la inserción del catéter. </li><li> Continuamente controlar la temperatura corporal, el nivel de la anestesia, y la frecuencia respiratoria. </li></ol> 3. Adquisición de Datos <ol><li> Utilice el software LabChartPro 7 (o software similar). Use la opción de flujo de trabajo del Módulo LabChart PV Loop. El uso de este módulo, seleccione la configuración por defecto de presión y Loops Volumen. </li><li> Puesta en marcha de tres canales: un canal para la presión, un canal para el volumen, y un canal de frecuencia cardíaca. Rangos de escala conjunto de parámetros anteriores como 0-150 mm Hg, 0-100 ly 0-800 lat / min, respectivamente. </li><li> Pulse la tecla de inicio para grabar. </li></ol> 4. Efecto Bowditch <ol><li> Hacer una incisión de 1 cm en la zona precordial paralelo al manubrio. Cortar la capa de músculo y expose espacio intercostal con unas tijeras. </li><li> El uso de un estimulador pulso cuadrado, establecer los siguientes parámetros: Voltaje de 2 V, la duración de 2 ms, y activar el modo de repetición. </li><li> Mantenga el electrodo negativo con una pinza y la inserta a través del cuarto espacio intercostal a la región apical del corazón. Mantenga el electrodo positivo con fórceps y la inserta a través de la segundo espacio intercostal a la región del atrio derecho del corazón. </li><li> Encienda el estimulador y cambiar la frecuencia a pasearse por el corazón de 4 Hz (240 latidos / min) hasta 10 Hz (600 latidos / min). En cada nueva frecuencia cardíaca, estimular el corazón durante 1 min antes de la recolección de datos. </li></ol> 5. Generar el ESPVR y PRSW <ol><li> Cortar el tejido de la piel y el músculo perpendicular al manubrio en la zona abdominal con tijeras. Abra la enterocoelia y exponer el hígado. </li><li> Arrastre el costarum arcus hacia la cabeza con tracción metálico. </li><li> Empuje suavemente el hígado hacia abajo conun hisopo de algodón. Tenga cuidado de no presionar demasiado a afectar a la cavidad torácica. Esto va a cambiar la función del corazón. </li><li> Cortar el ligamento falciforme del hígado con tijeras para exponer la vena cava inferior suprahepática (IVC). </li><li> Utilice pinzas curvas para exprimir rápidamente el IVC durante 5 segundos para bloquear el retorno de la sangre a la aurícula derecha. La presión ventricular izquierda y el volumen caerán debido a la afluencia reducida para el corazón. En la generación de estos valores, no utilice bucles por debajo de 60 mm Hg. El 60 mm Hg es en referencia a la presión sistólica. NOTA: Este valor se fija en 60 mm Hg, ya que esto causará una caída significativa de la presión de perfusión para disminuir considerablemente la perfusión coronaria y afectar la contractilidad. </li></ol> Calibración 6. Volumen <ol><li> Heparinizar el ratón con 0,1 ml de 1: 5.000 solución de heparina (diluido con solución salina normal) mediante inyección intraperitoneal. </li><li> Retire el catéter de la arteria carótida. Cuando el catéter se saca from la arteria carótida, la sangre heparinizada se filtran desde el agujero donde se insertó el catéter. </li><li> Reunir esta sangre para la calibración de volumen utilizando una jeringa de 1 ml. Llene cada bien en cubeta de calibración. </li><li> Quite el corazón a la eutanasia del ratón a través de desangramiento. </li><li> Coloque el catéter en cada pocillo y obtener un valor constante unidad de volumen relativo (RVU). Generar una curva estándar utilizando los diversos volúmenes estándar y los valores RVU de cada pocillo. </li><li> Convertir el RVU registrado para l. </li></ol> 7. Tratamiento de datos <ol><li> Para examinar el efecto Bowditch, seleccione el estado de equilibrio huellas de presión / volumen de cada frecuencia cardíaca. Haga clic en el análisis de referencia para obtener los datos. </li><li> Para los datos ESPVR y PRSW, seleccione los primeros rastros ~ 15 de presión / volumen, haga clic en el análisis de la oclusión en el software para generar el ESPVR (pendiente de la presión desarrollada por el LV al final diastólica volumen) y PRSW (la regresión lineal de trabajo sistólico con la diastólica finalvolumen) pendientes. </li><li> Prestar atención a la forma de los bucles. Asegúrese de que el bucle se cierra sin puntos angulares o giros. Este es un signo de la colocación del catéter indebido o el exceso de ruido. Revise periódicamente bucles durante el experimento para asegurar los datos de presión y volumen adecuados se están generando. </li></ol>

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</ol>

No hay intereses financieros en competencia.

Un paso crítico para esta técnica para obtener una medida fiable de la contractilidad es adecuada colocación del catéter en el LV. Si el catéter no está colocado correctamente, cuando se contrae la LV las paredes pueden ponerse en contacto con el catéter que resulta en valores muy altos, y no fisiológica, causando presión irregulares bucles PV conformados. Si es necesario, el catéter se puede girar para lograr la correcta colocación. Otro paso clave para esta técnica es hacer que el ratón recibió anestesia adecuada. Si ...

El propósito del corazón es bombear sangre por todo el cuerpo para satisfacer las demandas metabólicas del organismo. Dado que estas demandas están en constante fluctuación (por ejemplo, durante el ejercicio), el corazón tiene que adaptarse (es decir, aumentar el gasto cardíaco). El corazón ha ideado numerosas vías para lograr esta hazaña. La manera cebar el corazón logra esto es a través de un aumento en la frecuencia cardiaca (es decir, efecto Bowditch) 1. Es decir, como uno de los aumentos de la frecuencia cardíaca, esto resulta en un aumento de la contractilidad y un aumento en el gasto cardíaco. Por lo tanto, la función del corazón depende en extremo sobre la frecuencia cardíaca. Desafortunadamente, las enfermedades del corazón (por ejemplo, infarto de miocardio, hipertrofia, etc.) los resultados en función del corazón pobre en la que el corazón por consiguiente no será capaz de satisfacer las demandas metabólicas del cuerpo. La enfermedad cardíaca es la principal causa de morbilidad y mortalidad en la sociedad occidental. Los modelos animales que recapitular muchos cardiomy humanaopathies se utilizan para investigar los mecanismos moleculares y probar terapias potenciales. Para discernir estos mecanismos y determinar si una terapia puede ser viable, los investigadores deben evaluar la función cardíaca en vivo. Hay varias formas de evaluar la función del corazón in vivo (por ejemplo, ecocardiografía, resonancia magnética, etc.), que miden de forma rutinaria la fracción de eyección, fracción de acortamiento, el gasto cardíaco, etc. Sin embargo, estos parámetros son altamente dependientes de la poscarga, precarga, y la frecuencia cardíaca Además de la contractilidad 2. La medición de la contractilidad es indispensable para comprender las propiedades intrínsecas del corazón en su ambiente nativo. El (dP / dt max) tasa máxima de desarrollo de la presión nos lleva un paso más cerca de comprender la contractilidad. Desafortunadamente, dP / dt también depende de la frecuencia cardíaca y las condiciones de carga 3. Por lo tanto, se han desarrollado técnicas para medir la carga (y la frecuencia cardíaca, consulte below) índices independientes de la contractilidad miocárdica (es decir, de fin de sístole relación volumen de presión (ESPVR) y precargar reclutable trabajo sistólico (PRSW)) 4-6. ESPVR describe la presión máxima que puede ser desarrollada por el ventrículo a cualquier volumen LV dado. La pendiente de ESPVR representa la elastancia telesistólico (Ees). PRSW es ​​la regresión lineal de trabajo sistólico (área encerrada por el bucle de PV) con el volumen diastólico final. Estos procedimientos son una medición más exacta y precisa de la contractilidad en comparación con los parámetros hemodinámicos tales como la fracción de eyección, el gasto cardíaco y el volumen sistólico. ESPVR y PRSW se pueden obtener a través del bloqueo temporal de la vena cava inferior (VCI). El bloqueo de la IVC se puede realizar con un cofre cerrado para evitar el efecto de cambiar la presión intrapleural en la función del corazón. El aumento de la frecuencia cardíaca también aumenta la contracción y relajación 1. Por lo tanto, al comparar la función del corazón entre ExperimentaLos grupos L (por ejemplo, ± dP / dt), las tasas de corazón necesitan ser similar. Sin embargo, las tasas de corazón similares por lo general no se producen en cada animal debido a diversas condiciones (enfermedad, intervención de investigación, etc.). Cabe señalar que la anestesia (inyectable y inhalado) disminuye la frecuencia cardíaca. Como la frecuencia cardíaca es un determinante importante de la contractilidad, la anestesia afectará considerablemente la contractilidad. Por esta razón, estamos describiendo nuestro procedimiento. Además, una característica de muchos cardiomiopatías es una reserva contráctil disminuida (es decir, un efecto Bowditch disminuido). Por lo tanto, la función del corazón se debe medir en un rango de frecuencias cardíacas. Aquí se describe cómo utilizar un estimulador (con un cofre cerrado) para lograr estos efectos. Además de la frecuencia cardíaca, el óxido nítrico (NO) es también un importante modulador de la contractilidad 7. NO se produce a través de enzimas denominado NO sintasa (NOS). Nosotros y otros han demostrado que los ratones con nocaut de NOS neuronal (NOS1 <sarriba&gt; - / - contracción miocitos) han embotado y en vivo hemodinámica cardíaca 8,9. Este ratón se usará para demostrar la medición de la contractilidad ventricular izquierda mediante el procedimiento de análisis de la presión LV / volumen realizado en varias frecuencias cardíacas.

<table><tbody><tr><td>Xlyzine 100&nbsp; mg/ml</td><td>Ana Sed</td><td>4821</td><td></td></tr><tr><td>Katamin 50&nbsp; mg/ml</td><td>Ketalar</td><td>310006</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>APP Productos farmacéuticos</td><td>6003922</td><td></td></tr><tr><td>hilo de seda 4-0</td><td>Especialidades quirúrgicas</td><td>SP102</td><td></td></tr><tr><td>6-0 hilo de seda</td><td>Especialidades quirúrgicas</td><td>MBKF270</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td> curvas <td>Fine Science Tools</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Pinza vascular</td><td>Fine Science Tools</td><td>18555-03</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>World instrumentos de precisión</td><td>PZM-3</td><td></td></tr><tr><td>Catéter de presión</td><td>Millar instruments</td><td>SPR-839</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de presión y volumen</td><td>Millar instruments</td><td>MPVS-300</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab4/35</td><td>Instrumentos AD</td><td>N12128</td><td></td></tr><tr><td>LabchartPro 7</td><td>Instrumentos</td><td></td><td></td>AD</tr><tr><td>Controlador de temperatura</td><td>CWE</td><td>TC-1000</td><td></td></tr><tr><td>Estimulador</td><td>Grass</td><td>SD-5</td><td></td></tr><tr><td>Guante estéril</td><td>Micro-Touch</td><td>1305018821</td><td></td></tr><tr><td>Loción depilatoria</td><td>Nair</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Veterinario</td><td>NDC 6761815401</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Decon</td><td>Laboratories</td><td>2801</td><td></td></tr><tr><td>Bovie cauterio</td><td>Bovie</td><td>AA29</td><td></td></tr><tr><td>1&nbsp; ml Jeringa (26&nbsp; Aguja G)</td><td>BD</td><td>8017299</td><td></td></tr></tbody></table>

cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen presión: investigar el efecto bowditch

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Los modelos animales que imitan trastornos cardíacos humanos han sido creados para probar estrategias terapéuticas potenciales. Un componente clave para la evaluación de estas estrategias consiste en examinar sus efectos en la función del corazón. Existen varias técnicas para medir en la mecánica in vivo cardíacos (por ejemplo, ecocardiografía, relaciones de presión / volumen, etc.). En comparación con la ecocardiografía, ventrículo en tiempo real a la izquierda (LV) Presión de análisis / volumen a través de cateterismo es más preciso y profundo en la evaluación de la función ventricular izquierda. Además, el análisis LV presión / volumen proporciona la capacidad de registrar instantáneamente los cambios durante las manipulaciones de la contractilidad (por ejemplo, la estimulación β-adrenérgico) y los insultos patológicos (por ejemplo, isquemia / reperfusión). Además de la máxima (+ dP / dt) y mínimo (-dP / dt) la tasa de cambio de presión en el VI, una evaluación precisa de la función del VI mediante varios índices de carga independiente (por ejemplo, la presión sistólica finalrelación de volumen y precarga reclutable trabajo sistólico) se pueden alcanzar. La frecuencia cardíaca tiene un efecto significativo sobre la contractilidad LV de tal manera que un aumento en la frecuencia cardíaca es el principal mecanismo para aumentar el gasto cardíaco (es decir, efecto Bowditch). Por lo tanto, al comparar la hemodinámica entre los grupos experimentales, es necesario tener ritmos cardiacos similares. Además, una característica de muchos modelos de cardiomiopatía es una disminución de la reserva contráctil (es decir, disminución del efecto Bowditch). En consecuencia, la información vital puede obtenerse mediante la determinación de los efectos del aumento de la frecuencia cardíaca en la contractilidad. Nuestros y otros datos han demostrado que el óxido nítrico sintasa neuronal (NOS1) ratón knockout ha disminuido la contractilidad. A continuación se describe el procedimiento de medición de LV presión / volumen con el aumento de la frecuencia cardíaca utilizando el modelo de ratón knockout NOS1.

La inserción correcta del catéter en el ventrículo izquierdo es un paso importante para alcanzar los valores de presión y volumen adecuados. Se muestra en la Figura 1, utilizando LabChart Pro 7, es el cambio de la forma de onda de presión (forma y valores) como el catéter va desde la arteria hacia el ventrículo. Después de la inserción adecuada del catéter en el ventrículo izquierdo, la presión (P) y el volumen (V) valores obtenidos luego se utilizado para generar los bucles...

Este artículo describe la medición de la función ventricular izquierda murina mediante el análisis de presión/volumen a diferentes frecuencias cardíacas.

Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

El objetivo general de este procedimiento es medir la contractilidad cardíaca in vivo a diferentes frecuencias cardíacas. Esto se logra primero preparando al ratón para la cateterización. A continuación, se inserta un catéter en el ventrículo izquierdo a través de la arteria carótida.Luego, se conecta un estimulador al corazón del ratón y se estimula a diferentes frecuencias cardíacas mientras se registran los datos. Finalmente, se recoge sangre del sitio de inserción del catéter y se calibra el volumen. En última instancia, se utiliza el análisis de bucles de presión-volumen para investigar el efecto BO.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como el ecocardiograma es que, a diferencia de la presión y el volumen, el tamaño del VI es una medición más directa y precisa de la contracción, constituyendo así una técnica más reveladora para evaluar la función cardíaca. Después de preparar al ratón para la cateterización, según el protocolo descrito en el texto, en la región anterior del cuello, realice una incisión longitudinal de 0,8 centímetros entre la mandíbula inferior y el esternón con tijeras finas. Separe el tejido conectivo muscular de la piel para exponer la tráquea ubicada debajo del músculo esternocleidomastoideo.Luego, utilice fórceps curvos a lo largo del lado derecho de la tráquea para separar la grasa y el tejido muscular y exponer la arteria carótida derecha. A continuación, elimine la grasa de la arteria carótida. Luego, si hay ramas presentes en el vaso, use un bisturí eléctrico Bovie para cortarlas y disociar la arteria carótida.Utilice la pinza curva para separar la mayor cantidad posible de tejido debajo de la arteria carótida. Ahora corte dos hilos de seda 6-0 de cinco centímetros de longitud y pase cada uno por debajo de la posición de la arteria carótida. Un hilo cerca de la parte proximal y el otro cerca de la parte distal de la arteria.Haga un nudo apretado en el hilo en la parte distal y un nudo suelto en el hilo en la parte proximal. Utilizando un pequeño bloque de pinza vascular hemostática, bloquee el flujo sanguíneo mediante la oclusión de la parte proximal de la arteria. La región sellada de la arteria se llenará de sangre.Luego, con una aguja de calibre 26, punce un pequeño orificio en la arteria carótida derecha entre los dos hilos e inserte el catéter en la arteria carótida. Apriete ligeramente el nudo suelto en la parte proximal de la arteria carótida sobre el catéter para mantenerlo en su lugar. Siguiendo las indicaciones del protocolo escrito, comience a registrar las señales de presión.Luego, afloje la pinza hemostática y continúe insertando el catéter hacia adelante en el ventrículo izquierdo. Si siente resistencia, retire suavemente el catéter y trate de avanzarlo nuevamente. El catéter se insertará aproximadamente 18 milímetros en un ratón de 18 a 25 gramos.Monitoree continuamente la temperatura corporal, el nivel de anestesia y la frecuencia respiratoria. Para medir el efecto boico, realice una incisión de un centímetro en el área precordial paralela al manubrio utilizando tijeras. Corte la capa muscular y exponga el espacio intercostal.Utilizando un simulador de pulsos cuadrados, establezca los siguientes parámetros: voltaje de dos voltios, duración de dos milisegundos y active el modo de repetición con pinzas. Sostenga el electrodo negativo e insértelo a través del cuarto espacio intercostal hasta la región apical del corazón. Usando pinzas para sostener el electrodo positivo, insértelo a través del segundo espacio intercostal hasta la aurícula derecha, región del corazón.Encienda el estimulador y cambie la frecuencia para estimular el corazón desde cuatro hercios hasta 10 hercios. En cada nueva frecuencia cardíaca, estimule el corazón antes de la recolección de datos; utilizando tijeras, corte la piel y el tejido muscular perpendicularmente al manubrio en la zona abdominal. Abra el entero CLIA y exponga el hígado con tracción metálica.Arrastre el puntero del bastón hacia la cabeza. Ahora, utilizando un hisopo de algodón, empuje suavemente el hígado hacia abajo, teniendo cuidado de no afectar la cavidad torácica, lo que alteraría la función cardíaca. Use tijeras para cortar el ligamento falciforme del hígado y exponer la vena cava inferior suprahepática o VCI con pinzas curvas.Presione rápidamente la VCI durante cinco segundos para bloquear el retorno de sangre al atrio derecho; la presión y el volumen del ventrículo izquierdo disminuirán debido a la reducción del flujo sanguíneo hacia el corazón. Para calibrar el volumen mediante inyección intraperitoneal, heparinice al ratón con 0,1 mililitros de una solución de heparina 1:5.000. Retire el catéter de la arteria carótida.La sangre heparinizada comenzará a filtrarse por el orificio donde se insertó el catéter. Utilizando una jeringa de un mililitro, recolecte esta sangre para la calibración del volumen. Llene cada pocillo en un vial de calibración.Después de sacrificar el ratón según el protocolo descrito, coloque el catéter y obtenga un valor estable de unidades de volumen relativo o RVU. Utilice los distintos volúmenes estándar y los valores de RVU de cada pocillo para generar una curva estándar. Como se muestra en esta figura, la forma y el valor de la onda de presión cambian a medida que el catéter insertado avanza desde la arteria hacia el ventrículo.Después de la inserción adecuada del catéter en el ventrículo izquierdo, las presiones p y los volúmenes V obtenidos se utilizan para generar los bucles PV como se observa aquí; mediante estos valores de presión, pueden investigarse los mecanismos que alteran la contractilidad. En este ejemplo, aumentar la frecuencia cardíaca de 300 a 600 latidos por minuto incrementó la presión del VI de 80 a 100 milímetros de mercurio, mientras que los volúmenes diastólico y sistólico del VI disminuyeron. En esta figura se ilustra la dependencia de la frecuencia cardíaca respecto a las tasas máximas y mínimas de desarrollo de la presión DPDT en ratones silvestres (WT) y ratones knockout de OS uno. Los ratones OS uno presentan tasas máximas y mínimas de desarrollo de la presión reducidas en comparación con los ratones de tipo silvestre.Por lo tanto, la eliminación de NOS uno da como resultado un efecto de embarcación reducido. Finalmente, como se observa aquí, la contractilidad independiente de la carga se analiza utilizando valores calculados de ELASTINAS sistólicas N y PRSW en ratones WT y con eliminación de OS uno. Estos datos sugieren que los ratones con eliminación de NOS uno presentan una contractilidad disminuida en comparación con los ratones WT hielo.Después de ver este video, ahora debería tener una buena comprensión de cómo realizar mediciones precisas de la contractilidad cardíaca in vivo y, por lo tanto, de la función cardíaca a diferentes frecuencias cardíacas.

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Investigación

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Medicine

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El CODA de 8 canales de alto rendimiento sistema no invasivo de presión arterial mide la presión arterial hasta en 8 ratones o ratas de forma simultánea. Este sistema utiliza la cola del manguito de registro del volumen de presión (VPR) para medir la presión arterial mediante la determinación del volumen de sangre cola.

Medición de la presión arterial en ratones con registro del volumen de presión, un método de la cola del manguito

Este artículo proporciona un protocolo para la evaluación ecocardiográfica del tamaño ventricular derecha e hipertensión pulmonar en los ratones. Las aplicaciones incluyen la determinación del fenotipo y la evaluación de serie en modelos de ratón inducido por la toxina de la cardiomiopatía y la enfermedad vascular pulmonar transgénicos y.

Evaluación ecocardiográfica de la parte derecha del corazón en ratones

La insuficiencia cardíaca es la principal causa de hospitalización y una de las principales causas de mortalidad. Se aplica un modelo de ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda en ratones para investigar el remodelado ventricular y la disfunción cardíaca después del infarto de miocardio. Se presenta la técnica de mediciones hemodinámicas invasivas en ratones.

La ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior en ratones: un modelo de remodelación post infarto de miocardio e insuficiencia cardiaca

El análisis del bucle de presión-volumen cardíaco es la forma más completa de medir la función cardíaca en el corazón intacto. Describimos una técnica para realizar y analizar los bucles de volumen de presión cardíaca, utilizando catéteres de conductancia.

Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

Este manuscrito describe un protocolo detallado para la recogida de los datos de presión-volumen del ratón.

La medición de volumen de bucles de presión en el ratón

Aquí, presentamos un protocolo para realizar una evaluación hemodinámica invasiva del ventrículo derecho y la arteria pulmonar en ratones utilizando un enfoque de cirugía de pecho abierto.

Evaluación hemodinámica invasiva para el sistema ventricular derecho y hipertensión arterial pulmonar inducida por hipoxia en ratones

Se presenta un protocolo para evaluar la función cardíaca biventricular en ratones mediante la generación de asas de presión-volumen (VP) desde el ventrículo derecho e izquierdo en el mismo animal mediante cateterismo torácico cerrado. La atención se centra en el aspecto técnico de la cirugía y la adquisición de datos.

Evaluación biventricular de la función cardíaca y de los asas presión-volumen mediante cateterismo torácico cerrado en ratones

Aquí describimos un análisis de asa presión-volumen cardíaco bajo dosis crecientes de isoproterenol infundido por vía intravenosa para determinar la función cardíaca intrínseca y la reserva β-adrenérgica en ratones. Utilizamos un enfoque de pecho abierto modificado para las mediciones de bucle presión-volumen, en el que incluimos ventilación con presión positiva al final de la espiración.

Respuesta cardíaca a la estimulación β-adrenérgica determinada por análisis de asa presión-volumen

El presente protocolo describe la obtención de la relación presión-volumen a través de la estimulación transesofágica, que sirve como una herramienta valiosa en la evaluación de la función diastólica en modelos murinos de insuficiencia cardíaca.

Un procedimiento controlado por estimulación para la evaluación de las funciones diastólicas dependientes de la frecuencia cardíaca en modelos murinos de insuficiencia cardíaca

Este protocolo describe un método para medir la presión y el volumen del ventrículo izquierdo mediante la técnica de conductancia presión-volumen. Este método permite la monitorización continua en tiempo real de los efectos de los fármacos en el corazón.

Detección en tiempo real de los efectos del ácido ferúlico en el ventrículo izquierdo de rata mediante catéter de conductividad presión-volumen

Aprende a medir la contractilidad cardíaca in vivo en ratones mediante cateterismo y análisis de presión/volumen a diferentes frecuencias cardíacas. Este método permite investigar el efecto Bowditch en la función ventricular izquierda.

Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch

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