Name: Paso a paso: método de entrenamiento microquirúrgica combinar dos modelos animales no vivos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Aprende microcirugía con modelos animales no vivos utilizando muslos y alas de pollo. Este método permite practicar suturas end-to-end en arterias femoral y braquial bajo microscopio.

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Los autores no tienen agradecimientos.

1. Preparación: <ol><li> Obtener un microscopio estéreo de sobremesa, con una variable de 3,5 x de 45x de zoom, 200 mm de distancia de trabajo, variable de 55 a 75 mm de distancia entre la pupila y un accesorio llevó la luz del anillo. Cualquier microscopio similar es el adecuado, se puede configurar en una mesa pequeña y no es muy caro. </li><li> Reunir y preparar un conjunto de instrumentos de microcirugía con dos pastillas de microcirugía, una tijera de disección y una aguja-conductor; este es el mínimo requerido, se debe tener en cuenta que estos son instrumentos de la práctica, y no son necesarios instrumentos de calidad de gama alta. </li><li> Utilice 9/0 monofilamento micro-sutura para todas las prácticas. Comprar disponible comercialmente muslos de pollo o las alas y colorante de alimentos en el supermercado local. </li><li> A 20 G angio-catéter se utiliza para las pruebas de permeabilidad en las arterias femorales de pollo. Por las arterias braquial se necesita un anticoagulante 27 G catéter. Estos se pueden adquirir en internet en una farmacia local ocon los instrumentos establecidos. Comprar una jeringa disponible comercialmente para inyectar el colorante de alimentos. </li></ol> 2. técnicas de disección macroscópicas: <ol><li> El enfoque de los vasos femorales es sencillo. Para muslos de pollo, lleve a cabo una técnica de disección roma justo medial al eje femoral, separar el músculo femoral del hueso y exponer la arteria femoral, la vena y el nervio. El nervio puede ser diseccionado su vez en dos fascículos separados para diferentes tipos de prácticas de reparación del nervio. </li><li> Con el fin de acceder a la arteria braquial pollo en las alas de pollo, una incisión de la piel longitudinalmente con una tijera, desde el hombro hasta la punta del ala. Observar la arteria que corre entre el bíceps y el tríceps braquial. </li></ol> 3. Recomendado régimen de entrenamiento: <ol><li> El entrenamiento con la arteria femoral. NOTA: El primer paso en el régimen de entrenamiento es practicar con la arteria femoral de pollo. </li></ol><ol><li> Colocar la pieza bajo el microscopio y comenzar la disección microquirúrgica. Liberar la arteria femoral de los tejidos subyacentes; y se divide horizontalmente. Realizar una adventicectomy. Utilice los micro-camionetas y micro-tijeras para recortar cualquier adventicia que recubre la luz arterial. Enjuague el lumen interior con agua del grifo. Anote la hora de inicio </li><li> Realizar un extremo a otro de anastomosis. <ol><li> Inicio en la pared posterior de la arteria en el lado opuesto al operador. Coloque el primer punto; comenzar en el lado izquierdo si se trabaja en posición horizontal, en la parte inferior si se trabaja verticalmente. Pasar la aguja desde el exterior de la arteria hacia el lumen y después desde el lumen hacia el exterior de la arteria. </li><li> Ate la puntada, realice un doble nudo primero, y luego dos tiros sola direcciones alternas. Completar toda la pared del fondo con la técnica descrita anteriormente. </li><li> Empezando por el lado derecho si se está trabajando en horizontal o la parte superior si es wojo verticalmente, coloque una sola puntada desde el exterior hacia el lumen y después desde el lumen hacia el exterior. Atar el nudo como se describe anteriormente. Complete la pared frontal repitiendo el procedimiento descrito en 3.1.2.2. </li><li> Anote la última vez que esto permitirá que usted mantenga un registro de tiempo, así que usted puede controlar su progresión. NOTA: Los autores prefieren una técnica de una sola manera para arriba; pero cualquier tipo de sutura microquirúrgica puede ser ensayada. Es recomendable que el alumno finaliza alrededor de 25 anastomosis microquirúrgicas de esta manera antes de que pueda probar otros escenarios clínicos. Estos incluyen el injerto de vena, para brechas arteriales, de extremo a extremo reparaciones nerviosas, y el uso de conductos de la vena para el tratamiento de deficiencias nerviosas. Una técnica importante en la cirugía microvascular, que se puede aprender con este método de entrenamiento es la sutura continua o correr, para llevar a cabo esta técnica el producto en prácticas como 3.1.2.1 pero el stich no se corta, continuar realizando puntadas como en 3.1.2.1 sin cortándolos uasta de completar toda la sutura y lo atan a la malla original al final. </li></ol></li></ol><ol start="2"><li> Entrenamiento con la arteria braquial <ol><li> Coloque la pieza bajo el microscopio. Complete el procedimiento como se describe anteriormente para la arteria femoral. NOTA: La única diferencia es el tamaño. La arteria braquial es mucho menor que la arteria femoral y la anastomosis es considerablemente más difícil. </li></ol></li><li> Pruebas de permeabilidad <ol><li> Cruzar un 20 o 27 G angio-catéter suave a través de la anastomosis, para comprobar si hay obstrucciones causadas por puntos de sutura ambas paredes de los vasos juntos. </li><li> Aplicar una jeringa con colorante alimentario comercial al final de la angio-catéter, y perfundir teñir en la arteria para la prueba de fugas jet </li><li> Abra la arteria longitudinalmente para visualizar los puntos de sutura, el paralelismo y la cantidad de la pared tomado. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La práctica clínica de la microcirugía requiere una práctica continua y un alto nivel de experiencia; Sus aplicaciones incluyen colgajos libres, procedimientos de reimplantación y revascularización, anastomosis intracraneales y extracraneales para procedimientos neuroquirúrgicos, cirugía de nervios periféricos y otros. A pesar de la gran variedad de procedimientos que requieren técnicas microquirúrgicas, algunos de ellos rara vez se realizan en muchos centros. Por lo tanto, los cirujanos a veces necesitan mantener su ni...

Se ha descrito una amplia gama de modelos de entrenamiento para el aprendizaje y mantenimiento de habilidades microquirúrgicas básicas y avanzadas. Estos incluyen animales vivos1,2, especímenes cadavéricos humanos3, modelos inertes4,5 y modelos animales no vivos6-9. Los modelos animales vivos, específicamente los que utilizan ratas, han sido ampliamente utilizados en la enseñanza de la microcirugía 1,2; y se consideran el estándar de oro actual de la formación. A pesar de su notable valor instructivo, cuando se requiere una formación intensiva o prolongada; Las preocupaciones económicas y éticas pueden obstaculizar su uso práctico. 
Los modelos cadavéricos3 ofrecen la oportunidad de practicar en un entorno similar al de la situación clínica real; desafortunadamente están restringidos a laboratorios de anatomía e instalaciones similares, un microscopio también debe estar disponible en el laboratorio; por lo tanto, estos modelos no están ampliamente disponibles. Los modelos inertes como los tubos de goma, o los guantes4,5 son baratos, y de fácil acceso, el equipamiento necesario para su aplicación es mínimo. Sin embargo, la semejanza con una situación clínica es tenue; Y su aplicación generalmente se limita a las etapas introductorias del entrenamiento, antes de que el aprendiz comience a practicar con ratas. Hasta donde sabemos, Hino6 fue el primero en proponer el uso de pollo no vivo para el desarrollo y mantenimiento de las habilidades microquirúrgicas clínicas. Su modelo se basa en la extracción y posterior uso de la arteria braquial de pollo de alitas de pollo comerciales. Este enfoque no necesita la aprobación de la junta de revisión de la institución, anestesia en roedores, técnicos de laboratorio ni cuidados postoperatorios. 
Siguiendo la descripción de Hino del modelo de arteria de ala de pollo, se publicaron numerosos otros modelos animales no vivos. El uso de muslos de pollo comerciales fue sugerido por primera vez por Marsh et al.7 quienes reportaron el uso de la arteria, vena y nervio femoral con fines didácticos. Este modelo en particular amplía las posibilidades de entrenamiento incluyendo estructuras diferentes a las arterias; Permite al aprendiz realizar una variedad de procedimientos complejos, como injertos de venas, injertos de nervios o reparaciones fasciculares. Jeong et al.8 Estudiaron más a fondo el modelo de muslo de pollo de Marsh y sus aplicaciones a la enseñanza de los médicos residentes. Los autores analizaron histológicamente muestras de tejido de pollo y encontraron que presentaban similitudes con los tejidos humanos. El tiempo para realizar una anastomosis por parte del aprendiz se redujo significativamente con la práctica en su estudio. Concluyeron que "los haces neurovasculares femorales de pollo son un modelo adecuado y eficaz para la enseñanza y la práctica de la microcirugía". En 2013, mis colegas y yo9 publicamos un régimen de entrenamiento microquirúrgico que combinaba los modelos de muslo de pollo y ala de pollo; Este enfoque se beneficia de la versatilidad de los muslos de pollo y del tamaño limitado de la arteria del ala de pollo, que puede representar un desafío mayor que los vasos femorales para los aprendices más avanzados. 
En el presente manuscrito describimos paso a paso el proceso de creación de una estación de práctica microquirúrgica; los materiales necesarios, cómo diseccionar las estructuras neurovasculares de cada modelo y cómo aplicar eficazmente el régimen de entrenamiento.

<table><tbody><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td><td>Microscopio</td></tr><tr><td>Luz LED</td><td>Amscope</td><td>LED-80S-YA</td><td>sistema de iluminación</td>Juego de</tr><tr><td>instrumentos microquirúrgicos</td><td>Chen hen instrumentos microquirúrgicos</td><td>HC- X803-1</td><td>Instrumentos microquirúrgicos</td></tr><tr><td>Suturas microquirúrgicas</td><td>S/T microquirúrgico</td><td>9/0 Suturas</td><td></td></tr></tbody></table>

paso a paso: método de entrenamiento microquirúrgica combinar dos modelos animales no vivos



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

El aprendizaje de técnicas microquirúrgicas y el mantenimiento de las habilidades microquirúrgicas se han basado tradicionalmente en el uso de animales vivos, principalmente ratas de laboratorio. Este método, aunque extremadamente valioso, puede ser económicamente exigente tanto para el cirujano como para la institución patrocinadora; También requiere instalaciones especiales de capacitación que no siempre están disponibles o son accesibles. Además, las preocupaciones éticas pueden limitar el uso de animales vivos con fines de entrenamiento. Los métodos de entrenamiento alternativos, como los tubos inertes y los guantes, no han ganado popularidad entre los cirujanos, ya que no ofrecen una experiencia similar a la de una situación clínica. Los modelos animales no vivos incluyen el uso de muslos y alas de pollo; Ofrecen una experiencia práctica que se asemeja en gran medida a una situación clínica. Este tipo de formación es relativamente barata y fácil de conseguir. El microscopio y los instrumentos necesarios se pueden adquirir a través de Internet, y las piezas de pollo se pueden comprar en el supermercado local.
Este enfoque permite a un aprendiz motivado ensayar diferentes tipos de técnicas quirúrgicas varias veces a un costo razonable, ayudando a desarrollar o mantener su experiencia quirúrgica si no se dispone de instalaciones más complejas. En el presente manuscrito describimos cómo montar una pequeña estación de práctica, cómo diseccionar los especímenes y cómo practicar tanto con los muslos de pollo como con las alitas de pollo de forma progresiva. Este enfoque aprovecha la versatilidad del modelo de muslo de pollo y el pequeño tamaño de la arteria braquial del ala de pollo.

Los autores han chronometered sus tiempos con el método de entrenamiento presentes y han visto que para reducir significativamente los tiempos de anastomosis para que una arteria femoral en el final de la tercera semana. El alumno puede controlar las mejoras en su técnica mediante la comprobación de sus tiempos, sus porcentajes de permeabilidad y la alineación de sus puntos de sutura. El sistema descrito en este manuscrito se representa en la Figura 1 que incluye un microscopio de mesa y un conjunto de instrumentos de m...

Aquí describimos cómo montar una pequeña estación de práctica microquirúrgica y un método sencillo y económico para el entrenamiento de la microcirugía con modelos animales no vivos.

Paso a paso: método de entrenamiento microquirúrgica combinar dos modelos animales no vivos

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en desarrollar un método de entrenamiento microquirúrgico que combine dos modelos microquirúrgicos animales no vivos. Para un alumno sin experiencia previa en microcirugía, se recomienda primero realizar una disección microscópica de un muslo de pollo disponible comercialmente, con el fin de exponer la arteria, la vena y el nervio femorales. Luego, se coloca el tejido bajo el microscopio para realizar la técnica microquirúrgica deseada.Por ejemplo, una sutura de extremo a extremo de la arteria femoral de pollo. Cuando el alumno se sienta cómodo trabajando con el tejido del muslo, el procedimiento puede practicarse entonces con una arteria braquial más pequeña, presente en las alas de pollo disponibles comercialmente. En última instancia, perfeccionar estas técnicas microquirúrgicas con las arterias femoral y braquial de pollo puede preparar al neurocirujano para trabajar con modelos animales vivos más pequeños y para escenarios clínicos.La principal ventaja de esta técnica frente a otras existentes, como el entrenamiento Micros Soldier con rata, es que nuestra técnica no requiere anestesia ni instalaciones especializadas, lo que minimiza los costos económicos y el sacrificio de animales. Los vasos femorales y el nervio ciático del muslo de pollo pueden exponerse fácilmente pasando un dedo justo medial al eje femoral. Luego puede observarse la cabeza del fémur cerca del plano de disección, que se encuentra justo paralelo al eje femoral, para practicar una anastomosis extremo con extremo con la técnica de un solo sentido sobre la arteria femoral del pollo.A continuación, coloque el tejido bajo el microscopio. Ahora se debe observar la ubicación de la arteria femoral, la vena y el nervio ciático. Libere la arteria de los tejidos subyacentes y divídala horizontalmente.Luego, utilizando pinzas microquirúrgicas y tijeras microquirúrgicas, elimine cualquier adventicia que recubra la luz arterial, seguido de un enjuague de la luz interna con agua corriente. Si está registrando el tiempo, anote la hora de inicio, luego coloque la primera puntada comenzando en la pared posterior de la arteria femoral, en el lado opuesto del tejido, pasando la aguja desde el exterior de la arteria hacia la luz, y luego desde la luz hacia el exterior de la arteria para anudar la puntada. Realice primero un nudo doble, seguido de dos lazadas simples en direcciones alternas.Luego complete toda la pared posterior, pasando la aguja de un lado a otro como se acaba de demostrar. A continuación, coloque una puntada individual en la pared anterior del vaso, desde el exterior hacia la luz, y luego desde la luz hacia el exterior. A continuación, ate el nudo como se acaba de demostrar, completando la pared anterior utilizando puntadas individuales como se describió previamente.Y registre el final. Es momento de practicar en la arteria braquial del pollo. Primero, use tijeras para hacer una incisión longitudinal en la piel desde el hombro hasta la punta del ala.La arteria puede observarse ahora corriendo entre el bíceps y el tríceps braquial, como indican las cabezas de flecha. Para comprobar la permeabilidad de cualquiera de los procedimientos microquirúrgicos, pase un catéter angio de calibre 20 o 27 liso a través de la anastomosis para verificar la presencia de obstrucciones. A continuación, conecte una jeringa cargada con colorante alimentario comercial al extremo del catéter y perfunda el tinte en la arteria para comprobar fugas.Finalmente, abra la arteria longitudinalmente para visualizar las suturas, su paralelismo y la cantidad de pared capturada aquí. Se muestra una imagen microscópica de la sutura extremo con extremo de la arteria femoral lograda mediante una técnica unidireccional con puntos simples como acaba de demostrarse. Mientras que en esta imagen se presenta una sutura extremo con extremo representativa de una arteria braquial de pollo.La arteria braquial es mucho más pequeña que la arteria femoral, lo que resulta en un procedimiento mucho más exigente técnicamente. El modelo de muslo de pollo es muy versátil, ya que permite realizar diferentes tipos de ejercicios de práctica. De hecho, en este experimento representativo, se realizó una reparación de la arteria femoral con un injerto venoso obtenido de la vena femoral.Después de ver ese video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar una anastomosis arterial de extremo a extremo o una arteria femoral o arterial de pollo también. Cómo evaluar el éxito de sus resultados.

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