Diseñado vascularizado colgajo de músculo

El objetivo general de este procedimiento es crear un colgajo de tejido bien vascularizado que se pueda utilizar para la reconstrucción de defectos de la pared abdominal de espesor completo. Esto se logra preparando primero un andamio biodegradable de ácido poliláctico, ácido poliláctico-co-glicólico. A continuación, se siembran células endoteliales, células musculares y fibroblastos, y el injerto se cultiva in vitro para permitir que las células se autoensamblen.

Luego, el tejido modificado se implanta alrededor de la arteria femoral y las venas del ratón, donde se somete a anastimosis con los vasos del huésped y se vuelve altamente vascularizado. Finalmente, el tejido se transfiere como colgajo pediculado a un defecto de la pared abdominal de espesor completo. En última instancia, la vascularización del injerto se demuestra mediante ecografía, la inyección de T dextrano e inmunotinción para CD31, y la rigidez del colgajo se examina utilizando un instrumento de prueba biodinámica.

Las principales ventajas de esto sobre los métodos existentes son la menor movilidad del sitio donante y la alta viabilidad del colgajo diseñado que se puede utilizar para la construcción de tejidos blandos de espesor completo. Este método puede ayudar con pacientes con defectos de la pared abdominal de espesor completo. La demostración del procedimiento será realizada por la Dra. Dana Egozi, cirujana plástica, que trabaja en colaboración con mi laboratorio, y Anina Freimann la asistirá.

Después de preparar los andamios e incrustar las células de acuerdo con el protocolo de texto, autoclave las siguientes herramientas quirúrgicas: unas tijeras rectas pequeñas y finas, unas tijeras de resorte, unas pinzas rectas de punta fina, unas pinzas dentadas, pinzas Hudson, un portaagujas y un bisturí de hoja número 15. Prepare una mezcla de 425 microlitros de ketamina y 75 microlitros de silodsina en un tubo de microcentrífuga y transfiérala a una jeringa. A continuación, diluya 0,3 miligramos por mililitro de buprenorfina de uno a 20 en solución salina estéril.

Después de anestesiar el ratón de acuerdo con el protocolo de texto, colóquelo en un escenario, caliéntelo a 37 grados centígrados, para mantener la temperatura corporal normal, y use un vendaje adhesivo para asegurarlo al escenario. Con puntas de algodón, use yodo seguido de etanol al 70% para limpiar el sitio de la incisión y establecer un campo de trabajo aséptico. Después de verificar el nivel de sedación, use un bisturí para hacer incisiones a través de la piel desde la rodilla hasta el ligamento inguinal paralelo a los vasos femorales hasta que la arteria femoral y los vasos venosos estén expuestos.

Use pinzas o agujas para sujetar la piel. Luego, con tijeras de resorte y fórceps, comenzando en el AV femoral por debajo de la profunda y por encima de la bifurcación hasta el AV tibial y peroneo, aísle cuidadosamente la arteria femoral y los vasos venosos del tejido circundante. Deje la profunda intacta para preservar el flujo sanguíneo a la pierna y evitar disquemias posteriores.

A continuación, doble el injerto preparado previamente alrededor del AV femoral expuesto por debajo de la profunda y por encima de la bifurcación hacia el AV tibial y proneal y use 8-0 Suturas de seda para unir sus extremos. Para asegurar la vascularización del implante por los capilares que brotan de los vasos AV femorales únicamente, coloque un trozo de látex esterilizado debajo del injerto y luego envuélvalo alrededor del injerto y la sutura, utilizando seda 6-0. A continuación, utilice suturas de seda 4-0 para cerrar la piel suprayacente.

Inyecte bupreorfina por vía subcutánea dos veces al día durante dos o tres días. Vigile de cerca al ratón hasta que se recupere de la anestesia y todos los días a partir de entonces hasta que el injerto se transfiera como un colgajo. Una o dos semanas después de la implantación, después de anestesiar al ratón, coloque al animal en la etapa calentada y asegúrelo.

Después de limpiar el sitio de las incisiones como se demostró anteriormente en este video, use tijeras y fórceps para abrir cuidadosamente las suturas en la piel y, con un bisturí, haga una incisión en la piel perpendicular al ligamento inguinal, continuando a través de la piel ventral. Con un bisturí, haga una incisión en la pared abdominal ventral. Retire con cuidado la pieza de látex y exponga el colgajo vascularizado.

Luego, con tijeras y fórceps, diseccione el colgajo de tejido del tejido circundante. Con 8-0 sutura de seda, ligar el extremo distal del AV femoral para evitar el sangrado del AV. A continuación, cauterizar el AV a la altura de la rodilla, distal al tejido implantado plegado y el 8-0 suturas. Transfiera suavemente el AV femoral envuelto por el injerto hacia la pared abdominal ventral, evitando dañar la arteria, para determinar a qué distancia se debe realizar el defecto de espesor total.

Con unas tijeras de resorte, haga una incisión en el músculo recto abdominal y extraiga un segmento de aproximadamente un centímetro por 0,8 centímetros del músculo con la piel suprayacente. Transfiera el AV femoral envuelto por el injerto vascularizado como un colgajo axial al defecto de espesor completo en la pared abdominal ventral, utilizando 8-0 Suturas de seda para prevenir hernias. Sutura el colgajo al tejido muscular circundante.

Luego, con sedas 4-0, sutura la piel de la pierna y deja la piel ventral expuesta para imitar el efecto de un defecto completo de la pared abdominal. Con una gasa yodada y un vendaje estéril, cubra la herida en la piel para evitar la contaminación de la zona expuesta.

Administre buprenorfina como se describió anteriormente en este video. Vigile de cerca al animal hasta que se recupere de la anestesia y todos los días a partir de entonces hasta la recuperación del colgajo para los estudios descritos en el protocolo de texto. A la una y dos semanas después de la implantación, la observación macroscópica del área del injerto reveló injertos de tejido viables y altamente vascularizados según lo determinado por inmunotinción positiva de CD31.

Los injertos de tejido también estaban altamente perfundidos, como se vio en la inyección de vena de cola FITC-dextrano y las mediciones ecográficas. Este gráfico demuestra que muchos vasos ya se observaron una semana después de la implantación, un número que aumentó significativamente después de una semana adicional en las proximidades de los vasos AV. Como se observa aquí, la permeabilidad e integridad postfemoral después de la implantación del injerto se confirmaron mediante imágenes de ultrasonido en modo Doppler color.

El azul y el rojo representan el flujo sanguíneo en el injerto. Además, el examen gráfico ultrasónico reveló perfusión dentro del área del injerto, que fue ligeramente mayor después de la implantación en comparación con una semana. El examen macroscópico de los colgajos una semana después de la transferencia reveló que se sometieron a un firme apego a su entorno.

Al comparar los colgajos incrustados de células prevascularizadas, los injertos acelulares no vascularizados de control mostraron propiedades mecánicas superiores, incluyendo rigidez y resistencia, lo que también resultó en menos dehiscencia y hernia. Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en unos 30 minutos si se realiza correctamente. Después de su desarrollo, esta técnica allana el camino para que los cirujanos plásticos traten a pacientes que sufren un defecto de la pared abdominal de espesor completo, así como otros defectos complicados y significativos de los tejidos blandos.