Name: Diseñado vascularizado colgajo de músculo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-11T09:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Aprende a diseñar un colgajo muscular vascularizado con pedículo autólogo para reconstruir defectos abdominales de espesor completo. Este método utiliza un andamio biodegradable y células endoteliales, musculares y fibroblastos para lograr una vascularización efectiva mediante anastomosis con vasos del huésped en modelo murino.

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Esta investigación fue financiada por el 281501 de Subvenciones del Consejo Europeo de Investigación del 7º PM, ENGVASC.

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Los avances en la ingeniería de tejidos se han encontrado con una creciente demanda de tejidos sustitutos para la reconstrucción de los diversos tipos de tejidos. Una variedad de materiales sintéticos y biológicos 1,17,18 14-16, así como métodos de fabricación han sido evaluados por su capacidad para hacer frente a estas demandas. Sin embargo, a pesar de los avances en la atención clínica y en la ingeniería de tejidos, la restauración de defectos de la pared abdominal de espesor completo sigue sien...

Defectos de la pared abdominal a menudo surgen después de un trauma severo, el tratamiento del cáncer, quemaduras y la eliminación de la malla infectada. Estos defectos implican a menudo la pérdida de tejido significativa, requiriendo procedimientos quirúrgicos complicados y presentar un gran reto para los cirujanos de reconstrucción de plástico 1-4. Investigadores de ingeniería de tejidos que buscan nuevas fuentes de tejidos artificiales han explorado diferentes materiales, fuentes de células y factores de crecimiento. Se informó anteriormente restauraciones exitosas de diversos tejidos, tales como 5,6 tráquea, vejiga 7, 8 córnea, hueso 9 y la piel 10, mediante la implantación de tejidos de ingeniería. Sin embargo, la fabricación de un tejido vascularizado ingeniería de espesor, en particular para la reconstrucción de defectos grandes, sigue siendo un desafío significativo en la ingeniería de tejidos. Uno de los principales factores que limitan el espesor de una construcción de tejido viable es el control de suministro de oxígeno a sus contrascélulas tituent. Cuando se depende de la difusión, la construcción de espesor se limita a la de una capa muy delgada. La distancia máxima entre oxígeno y nutrientes capilares de suministro in vivo es de aproximadamente 200 micras, que se correlaciona con el límite de difusión de oxígeno 11,12. Vascularización insuficiente puede resultar en isquemia tisular y escalar a la resorción de tejido o necrosis 13. Además, el material ideal utilizado para la reconstrucción de tejidos debe ser biocompatible y no inmunogénico. También debe ser capaz de promover una mayor integración de las células huésped con el biomaterial, y el mantenimiento de la integridad estructural. Varios biológicos 14-16 y sintéticos 1,17,18 matrices se han explorado previamente para la reconstrucción de tejidos, sin embargo su uso quedará limitado debido a la falta de suministro de sangre eficaz, las infecciones o la fuerza del tejido insuficiente. En este estudio, un biocompatible, célula-embandamio edded compuesto de Food and Drug Administration (FDA) de ácido L-láctico con aprobación para poli (PLLA) / poli ácido láctico-co-glicólico (PLGA), se implantó alrededor de los vasos de la arteria femoral y la vena (AV) de un ratón desnudo y separado del tejido circundante, lo que garantiza la vascularización de sólo los vasos AV. Una semana después de la implantación, el injerto era viable, grueso y bien vascularizado. Este tejido vascularizado grueso con los vasos de AV, fue trasladado como un colgajo pediculado a un defecto de espesor total abdominal en el mismo ratón. Una semana después de la transferencia, la aleta era viable, vascularizado y bien integrado con el tejido circundante, teniendo resistencia suficiente para soportar las vísceras abdominales. Por lo tanto, el espesor, colgajo de tejido vascularizado ingeniería, teniendo un pedículo autólogo, se presenta un método novedoso para la reparación de defectos de la pared abdominal de espesor completo.

<table><tbody><tr><td>tijera recta pequeña y fina</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>tijera de resorte</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>pinza recta con punta fina</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>pinza dentada&nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>portaagujas</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizador de recipientes pequeños&nbsp;</td><td>Herramientas de ciencia fina (FST)</td><td>18000-00</td><td></td></tr><tr><td>Duratears</td><td>Alcon</td><td>5686</td><td></td></tr><tr><td>Sedaxylan</td><td>Euravet</td><td>DJ03</td><td></td></tr><tr><td>Clorketam 1000</td><td>Vetoquinol</td><td>4A0726B</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>vetmarket</td><td>B15100</td><td></td></tr><tr><td>4-0 suturas de seda Suturas</td><td>Assut</td><td>647</td><td></td></tr><tr><td>6-0 suturas de polipropileno</td><td>Suturas Assut</td><td>9351F</td><td></td></tr><tr><td>8-0 suturas de seda</td><td>Suturas Assut</td><td>684568</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de insulina (aguja de 6 mm)</td><td>BD</td><td>324911</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 ecógrafo de alta resolución</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transductor no lineal MS250</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromarcador agente de contraste no dirigido</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11694</td><td></td></tr><tr><td>catéter de vena de cola</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11912</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 software</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dextrano conjugado con isotiocianato de fluoresceína</td><td>Sigma</td><td>FD500S</td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks, MA, EE. UU.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimtech</td><td>34120</td><td></td></tr><tr><td>solución de desenmascaramiento de antígenos</td><td>Laboratorios vectoriales</td><td>H-3300</td><td></td></tr><tr><td>anticuerpo anti-CD31</td><td>Abcam&nbsp;</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>anticuerpo biotinilado de cabra anti-conejo (secundario)</td><td>Laboratorios de vectores</td><td>BA-1000</td><td></td></tr><tr><td>estreptavidina-peroxidasa</td><td>Jackson&nbsp;</td><td>016-030-084</td><td></td></tr><tr><td>Solución de hamatoxilina de Mayer</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS-16</td><td></td></tr><tr><td>aminoetilcarbazol (AEC) kit de sustrato</td><td>Life technologies, Invitrogen&nbsp;</td><td>00-2007</td><td></td></tr><tr><td>Vectamount</td><td>Laboratorios de vectores</td><td>H-5501</td><td></td></tr></tbody></table>

diseñado vascularizado colgajo de músculo

Engineered Vascularized Muscle Flap

Uno de los principales factores que limitan el grosor de una construcción de tejido y su consecuente viabilidad y aplicabilidad in vivo, es el control del suministro de oxígeno al microambiente celular, ya que la difusión pasiva se limita a una capa muy delgada. Aunque se han descrito varios materiales para restaurar la integridad de los defectos de espesor total de la pared abdominal, ningún material ha demostrado ser óptimo, debido a la baja vascularización del injerto, el rechazo del tejido, la infección o las propiedades mecánicas inadecuadas. Este protocolo describe un medio de ingeniería de un colgajo completamente vascularizado, con un grosor relevante para la reconstrucción del tejido muscular. Las construcciones de ácido poli L-láctico/ácido poliláctico-co-glicólico incrustadas en células se implantan alrededor de la arteria y la vena femoral del ratón y se mantienen in vivo durante un período de una o dos semanas. A continuación, el injerto vascularizado se transfiere como un colgajo hacia un defecto de espesor total formado en el abdomen. Esta técnica reemplaza la necesidad de sacrificios de tejido autólogo y puede permitir el uso de colgajos vascularizados diseñados in vitro en muchas aplicaciones quirúrgicas.

Vascularización del injerto y la perfusión in vivo Los injertos fueron implantados uno o dos semanas antes de su transferencia como aletas axiales. A la una y dos semanas después de la implantación, la observación bruto de la zona del injerto reveló injertos de tejidos viables y vascularizados. Estos injertos demostraron ser altamente vascularizado, como se determina por inmunotinción positiva CD31 (Figura 1A), y altamente perfundidos, como se evidencia por las medi...

Hasta la fecha, los defectos de tejido grueso se reconstruyen típicamente mediante la aplicación de colgajos de tejido autólogo o tejidos de ingeniería. En este protocolo, presentamos un nuevo método para diseñar un colgajo de tejido vascularizado con un pedículo autólogo, para que sirva como sustituto de los colgajos autólogos.

Diseñado vascularizado colgajo de músculo

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

El objetivo general de este procedimiento es crear un colgajo de tejido bien vascularizado que se pueda aprovechar para la reconstrucción de defectos de la pared abdominal de espesor completo. Esto se logra primero preparando un andamiaje biodegradable de ácido poliláctico y ácido poliláctico-co-glicólico. A continuación, se siembran células endoteliales, células musculares y fibroblastos, y el injerto se cultiva in vitro para permitir que las células se autoensamblen.Luego, el tejido diseñado se implanta alrededor de la arteria y las venas femorales del ratón, donde experimenta una anastomosis con los vasos del hospedador y se vasculariza ampliamente. Finalmente, el tejido se traslada como colgajo pediculado a un defecto de espesor completo en la pared abdominal. En última instancia, se demuestra la vascularización del injerto mediante ecografía, la inyección de dextrano T, e inmunotinción para CD31, y se examina la rigidez del colgajo utilizando un instrumento de prueba biodinámico.Las principales ventajas de este método frente a los existentes son la menor movilidad del sitio donante y la alta viabilidad del colgajo ingenierado, que puede utilizarse para la construcción de tejidos blandos de espesor completo. Este método puede ayudar a pacientes con defectos de la pared abdominal de espesor completo. La demostración del procedimiento será realizada por la Dra. Dana Egozi, cirujana plástica, quien trabaja en colaboración con mi laboratorio, y Anina Freimann la asistirá.Después de preparar los andamiajes e incrustar las células según el protocolo descrito, autoclave los siguientes instrumentos quirúrgicos: unas pequeñas tijeras rectas finas, unas tijeras de resorte, una pinza recta de punta fina, una pinza dentada, pinzas Hudson, un portagujas y un escalpelo con hoja número 15. Prepare una mezcla de 425 microlitros de ketamina y 75 microlitros de silodsin en un tubo de microcentrifugado y transfiera a una jeringa. Luego, diluya 0,3 miligramos por mililitro de buprenorfina uno a 20 en solución salina estéril.Después de anestesiar el ratón según el protocolo descrito, colóquelo sobre una plataforma, caliente a 37 grados Celsius para mantener la temperatura corporal normal y utilice una venda adhesiva para asegurarlo a la plataforma. Con punteros de algodón, use yodo seguido de etanol al 70 % para limpiar el sitio de incisión y establecer un campo de trabajo aséptico. Después de verificar el nivel de sedación, use un bisturí para realizar una incisión a través de la piel desde la rodilla hasta el ligamento inguinal, paralela a los vasos femorales, hasta exponer las estructuras de la arteria y la vena femorales.Utilice clips o agujas para sujetar la piel. Luego, con tijeras de resorte y fórceps, comience en la arteria femoral por debajo de la arteria profunda y por encima de la bifurcación hacia las arterias tibial y peronea, y aísle cuidadosamente la arteria y la vena femoral del tejido circundante. Deje la arteria profunda intacta para preservar el flujo sanguíneo hacia la pierna y prevenir isquemia posterior.A continuación, enrolle el injerto previamente preparado alrededor de la arteria y vena femorales expuestas por debajo de la profunda y por encima de la bifurcación hacia las arterias y venas tibial y peronea, y use suturas de seda 8-0 para unir sus extremos. Para asegurar la vascularización del implante únicamente mediante los capilares que brotan de los vasos de la arteria y vena femorales, coloque un trozo de látex esterilizado debajo del injerto, luego enróllelo alrededor del injerto y la sutura, utilizando seda 6-0. A continuación, use suturas de seda 4-0 para cerrar la piel sobreyacente.Inyecte subcutáneamente buprenorfina dos veces al día durante dos o tres días. Observe al ratón cuidadosamente hasta su recuperación de la anestesia y todos los días posteriores hasta que el injerto se transfiera como un colgajo. Una o dos semanas después del implante, tras anestesiar al ratón, colóquelo sobre la plataforma calentada y asegúrelo.Después de limpiar el sitio de las incisiones como se demostró anteriormente en este video, use tijeras y fórceps para abrir cuidadosamente las suturas en la piel, y con un escalpelo realice una incisión en la piel perpendicular al ligamento inguinal, continuando a través de la piel ventral. Utilizando un escalpelo, haga una incisión en la pared abdominal ventral. Retire cuidadosamente la pieza de látex y exponga el colgajo vascularizado.Luego, con tijeras y fórceps, disecar el colgajo de tejido del tejido circundante. Con sutura de seda 8-0, ligar el extremo distal de la AV femoral para prevenir sangrado desde la AV. A continuación, cauterizar la AV a nivel de la rodilla, distal al tejido implantado plegado y a las suturas de 8-0. Transferir suavemente la AV femoral envuelta por el injerto hacia la pared abdominal ventral, evitando dañar la arteria, para determinar a qué distancia debe realizarse el defecto de espesor completo.Con tijeras quirúrgicas, realice una incisión en el músculo recto abdominal y extraiga un segmento de aproximadamente un centímetro por 0,8 centímetros del músculo junto con la piel sobreyacente. Transplante el AV femoral envuelto por el injerto vascularizado como un colgajo axial al defecto de espesor completo en la pared abdominal ventral, utilizando suturas de seda 8-0 para prevenir una hernia. Suture el colgajo al tejido muscular circundante.Luego, con seda 4-0, suturar la piel de la extremidad. Dejar la piel ventral expuesta para imitar el efecto de un defecto completo de la pared abdominal. Con gasa yodada y un vendaje estéril, cubrir la herida en la piel para prevenir la contaminación del área expuesta.Administre buprenorfina como se describió previamente en este video. Observe cuidadosamente al animal hasta la recuperación de la anestesia y todos los días posteriores hasta la recuperación del colgajo para los estudios descritos en el protocolo del texto. A la una y dos semanas posteriores al implante, la observación macroscópica del área del injerto reveló injertos de tejido viables y altamente vascularizados, determinado mediante tinción inmunológica positiva para CD31.Los injertos de tejido también presentaron una perfusión muy elevada, tal como se observó mediante la inyección intravenosa en la cola de dextrano marcado con FITC y mediciones por ultrasonido. Este gráfico demuestra que ya se observaron muchos vasos a la semana posterior al implante, número que aumentó significativamente tras una semana adicional en las proximidades de los vasos AV. Como se muestra aquí, la permeabilidad e integridad post-femorales tras la implantación del injerto se confirmaron mediante imágenes por ultrasonido en modo Doppler en color.El azul y el rojo representan el flujo sanguíneo en el injerto. Además, el examen gráfico ultrasónico reveló perfusión dentro del área del injerto, que fue ligeramente mayor tras el implante en comparación con una semana después. El examen macroscópico de los colgajos una semana después de la transferencia reveló que habían logrado una fijación firme a sus estructuras circundantes.Al comparar los colgajos con células embebidas prevascularizados con los injertos acelulares de control no vascularizados, los primeros mostraron propiedades mecánicas superiores, incluyendo rigidez y resistencia, lo que también resultó en una menor dehiscencia y herniación. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en aproximadamente 30 minutos si se lleva a cabo correctamente. Tras su desarrollo, esta técnica allana el camino para que los cirujanos plásticos traten a pacientes que padecen defectos de la pared abdominal de espesor completo, así como otros defectos complejos y significativos del tejido blando.

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