Name: Difusión de superficies y inmunotinción de cromosomas de la levadura (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 6 s
Description: Aprende la técnica de difusión de superficie e inmunotinción de cromosomas en levadura para visualizar proteínas asociadas a cromosomas mediante microscopía de fluorescencia. Este método mejora la comprensión de la biología cromosómica.

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Este trabajo fue apoyado por la subvención de los NIH GM50936 a DKB.

NOTA: Algunos de los pasos del protocolo a continuación requieren trabajar en una campana de extracción limpia. Además, el método requiere un microscopio de disección tétrada levadura equipado con un objetivo 10X distancia larga de trabajo para supervisar formación de esferoplastos. El microscopio debe establecerse en la campana antes de tiempo. Retire el brazo micromanipulador y soporte de la placa del ámbito de aplicación y colocar estos elementos en un lugar seguro lejos de la zona de trabajo. 1. Preparación de esferoplastos <ol><li> Crecer levadura bajo las condiciones deseadas. Utilice aproximadamente 2 x 10 8 células para cada muestra, por ejemplo, 4 ml de un cultivo a DO600 = 1,4 5 x 10 7 células / ml. Aunque el procesamiento inmediato de las muestras puede ser preferible en algunos casos, para la mayoría de aplicaciones, alícuotas de células pueden ser almacenadas en hielo durante hasta 8 horas antes de ser procesados. </li><li> Transferir la suspensión celular a un tubo de centrífuga de 15 ml y centrifugado en una centrifugadora clínica en la configuración 5 (2345 rpm / 857,5 xg) durante 3 min para sedimentar las células. </li&gt; <li> Decantar el medio toma cuidado de no perder las células del sedimento. Resuspender las células en tampón de ZK 1 ml y luego añadir 40 l 1 M ditiotreitol (DTT). Incubar 2 minutos con agitación suave. Células de pellets como antes (ver el paso 1.2). </li><li> Gránulos Resuspender en tampón de ZK 1 ml. Añadir 5 l de una solución recién preparada de 100T zimoliasa que se ha mezclado a fondo. Incubar durante 20 a 30 minutos a 30 ° C para eliminar la pared celular y producir esferoplastos. </li><li> Ensayar una gotita de 10 l de suspensión de células en un portaobjetos de microscopio para determinar si es completa formación de esferoplastos. Las células vistos bajo el microscopio de disección sin cubreobjetos. Las células deben aparecer hinchada y redonda en lugar de un poco oblonga y deben lisar tras la adición de 20 l de agua. Si las células no pueden lisar, devolver la muestra a 30 ° C y re-ensayo cada 10 min hasta que se observa fácilmente inducida agua de lisis. Células de pellets como antes (ver el paso 1.2). </li><li> Resuspender suavemente y lavar las células de pellets in 2,5 ml MES / tampón sorbitol frío. Células de pellets como antes (ver el paso 1.2). Resuspender suavemente el sedimento celular en 300-400 l MES frío / tampón sorbitol. Las células se pueden mantener en el hielo en esta etapa durante varias horas. </li></ol> 2. Difundir Cromosoma NOTA: Las superficies de vidrio sobre el cual los cromosomas se diapositivas o bien repartidas-cubreobjetos-debe estar preparado antes de tiempo. Cada portaobjetos o cubreobjetos deben ser sumergidos en agua, a continuación, EtOH, después se dejó secar, y se pule con papel para lentes. Si los cromosomas se repartirán en cubreobjetos, el cubreobjetos debe ser colocada en una diapositiva con cinta adhesiva o pegamento de caucho. A menos que se indique lo contrario, el resto del protocolo describirá la difusión ya sea en un portaobjetos o cubreobjetos <ol><li> Usando una pipeta P20, pipeta de 20 l de suspensión celular sobre la superficie de un portaobjetos limpio. </li><li> Utilizando una pipeta P200, añadir 40 l de la PFA / solución de sacarosa al 3% y mezclar suavemente el solution por &quot;remolinos&quot; la diapositiva con la mano hasta que las líneas Schlieren desaparecen. Coloque diapositiva bajo el microscopio y confirmar que las células están en foco. La solución PFA debe ser recién preparado en la campana de humos en el día de uso. NOTA: Si la proteína de interés no ha sido examinada por el método anteriormente, es aconsejable preparar diapositivas adicionales utilizando soluciones que contienen 2 y 4% PFA para determinar si la retención de la proteína es sensible a las condiciones de fijación. Una solución / sacarosa 4% PFA se utiliza en los casos en los que es deseable para visualizar los microtúbulos de tubulina asociados. La desventaja de la concentración fijador superior es que los cromosomas serán &quot;underspread,&quot; 2% PFA también tiende a producir cromosomas &quot;underspread&quot;. </li><li> Usando una pipeta P200, añadir 80 l de 1% Lipsol, girar como antes para mezclar soluciones tan completamente como sea posible, se inicia un temporizador. Si Lipsol no está disponible, 80 l 1% NP40 o 80 l dH 2 O, se puedensustituido (ver resultados representativos, Figura 2). </li><li> Ver las células con cuidado y suavemente girar la diapositiva cada 15 seg. Cuando más o menos 80% de las células se han lisado (desaparecido) detener el temporizador, retire inmediatamente el portaobjetos del microscopio, añadir 80 l de PFA / solución de sacarosa, y agitar para mezclar. Lisis debe ocurrir de entre 30 y 90 seg después de comenzar el temporizador. NOTA: Si varias diapositivas muestran lisis en aproximadamente el mismo tiempo, uno eventualmente puede omitir la supervisión microscópica para el resto de las diapositivas y simplemente el tiempo cuidadosamente el periodo entre la adición de lipsol y la adición de la alícuota final del fijador. Sin embargo, este atajo sólo es fiable cuando se preparan varias diapositivas de la misma muestra. Lo mejor es controlar la lisis de cada muestra microscópicamente cuando diferentes diapositivas se preparan a partir de muestras tomadas en diferentes épocas o de diferentes culturas. </li><li> Colocar el portaobjetos en una superficie plana y limpia y difundir el líquido a través de todo el surfac unfrostede de la corredera usando el lado de A, pipeta desechable limpio Pasto mantenido por debajo del menisco de la &quot;charco&quot;, pero por encima de la superficie de la misma diapositiva, es decir. no &quot;rastrillo&quot; la superficie de la corredera con la pipeta. No vuelva a utilizar la pipeta en diferentes diapositivas para evitar la contaminación de las muestras. </li><li> Deja las diapositivas que se seque durante la noche en la campana de humos. Componentes nucleares insolubles se depositan sobre la superficie de deslizamiento y se unen a ella. Para grandes experimentos, la planificación del uso del espacio para la etapa de secado es importante. </li><li> Una vez secos, los resultados óptimos se obtienen por progresar a la etapa de inmunotinción en el mismo día. Sin embargo, la solución de sacarosa se secó incrusta los cromosomas de propagación en un &quot;miel&quot; que permite la congelación de las muestras: las diapositivas pueden ser transferidos a una caja de portaobjetos de plástico y se almacenaron a -20 ° C durante años. </li></ol> 3. La inmunotinción <ol><li> Diapositivas Dip en 0,2% Foto-Flo para 30 seg. para eliminar la miel. Diapositivas de Lean enun borde, con el borde que descansa sobre una toalla de papel, para eliminar residuos Photo-Flo. </li><li> Diapositivas Dip en 1x TBS durante 5 min para lavar. Retire el exceso de líquido apoyándose diapositivas en un borde, pero no deje que se sequen. </li><li> Coloque las diapositivas helado hacia arriba, pipeta 300 l TBS / BSA sobre el portaobjetos través de la porción no glaseado de la diapositiva. </li><li> Incubar en una cámara húmeda a temperatura ambiente durante 15 min. (Recipiente grande de plástico llena de agua saturada de toallas de papel debajo de una caja de diapositivas placa de metal o de plástico perforada con toallas de papel saturadas). </li><li> Escurrir diapositivas descansando un borde corto de la diapositiva en una toalla de papel y se inclina la diapositiva contra un soporte apropiado (como un bastidor de tubo de ensayo). No permita que la superficie se seque. </li><li> Inmediatamente aplique 80 l de tampón TBS / BSA que contiene la dilución apropiada de anticuerpo primario. Si el anticuerpo está limitando, utilice 40 ly un mm cubreobjetos de 22 x 22. Para suero de conejo crudo, esto es típicamente entre una dilución de 1/50 y 1/500. NOTA:Realizar las valoraciones para nuevos preparaciones de anticuerpos. Se elige la preparación más diluida que da la señal de alto por encima del fondo. Para controlar el nivel de la tinción de fondo, los núcleos deben prepararse a partir de la cepa mutante de deleción apropiado y / o diapositivas duplicados deben teñirse con suero pre-inmune. </li><li> Coloque una pulida 22 x 50 mm cubreobjetos sobre el portaobjetos evitando burbujas. Para ello, la celebración de la cubreobjetos entre el pulgar y el dedo índice a lo largo del borde largo en posiciones cerca de un borde corto. Sosteniendo el cubreobjetos en un ángulo de 30 ° con respecto al deslizamiento, la más alejada del borde corto de los dedos se baja hasta que descanse en la diapositiva justo dentro del borde de la &quot;charco&quot; más cercano a la región de esmerilado de la diapositiva. Entonces baje lentamente el cubreobjetos en un movimiento suave hasta que los dedos que sostienen el toque de diapositivas el banco, y luego suelte. No intente ajustar la posición del cubreobjetos vez aterriza. NOTA: Si extensiones de cromosomas se prepararon encubreobjetos adosadas (en lugar de directamente sobre la superficie de diapositivas), este cubreobjetos muestra permanecerá fijado a la corredera a través de los pasos de tinción y lavado. Un cubreobjetos adicional se colocará en la parte superior del cubreobjetos muestra para distribuir uniformemente la solución de anticuerpo durante la tinción y luego desechado. </li><li> Coloque los portaobjetos en una cámara húmeda sellado e incubar durante la noche a 4 ° C. </li><li> La celebración de la transferencia de borde esmerilado las diapositivas a un estante de tinción de portaobjetos de vidrio y sumergirse en un frasco de tinción que contiene TBS. </li><li> Sumergir suavemente la diapositiva arriba y abajo para quitar el cubreobjetos. Trate de no usar demasiada fuerza para hacer esto. Lave las diapositivas 2x 10 min sumergiendo en TBS. Eliminar diapositivas de cremallera y drenar el exceso de líquido al tocar el borde de la toalla de papel. No deje secar la superficie. </li><li> Trabajando bajo la luz tenue, añadir inmediatamente 80 l TBS / BSA que contiene una dilución veces 1/1000 del anticuerpo secundario conjugado con fluorocromo (o 40 l con un cubreobjetos de 22 x 22 mm). Una dd cubreobjetos como antes y se incuba a 4 ° C durante 2 horas en la cámara húmeda en la oscuridad. </li><li> Retire cubreobjetos como antes, drene diapositivas, y permitir que la superficie se seque al aire durante 1 a 2 horas en la oscuridad. Diapositivas de Lean sobre toallas de papel como antes. NOTA: Si la difusión se realizó en un cubreobjetos montados, separar el cubreobjetos de la corredera antes de secar. Los cubreobjetos se secan a continuación como se ha descrito para las diapositivas en el paso anterior. </li><li> Trabajando bajo la luz tenue, añadir unos 30 l de medio que contiene DAPI (10 gotas tres mu l) de montaje y luego baje cuidadosamente un cubreobjetos. Si los márgenes son en cubreobjetos, coloque las gotas de medio de montaje sobre un portaobjetos limpio y bajar el cubreobjetos, lado cromosoma abajo, sobre el portaobjetos. </li><li> Todavía bajo la luz tenue, espere 2 minutos para cubreobjetos para asentarse y sellar los bordes de cubreobjetos con esmalte de uñas transparente. Coloque las diapositivas en una caja de compuerta plana. NOTA: Para microscopía STED, monte con prolongar Gold. Utilice 30 l de prolongar Orosin DAPI y deje curar durante la noche. Sellado con esmalte de uñas es innecesario. </li><li> Ver diapositivas mediante microscopía de epifluorescencia de campo amplio con un 40 u objetivo 100X utilizando un conjunto de filtros apropiados para DAPI para enfocar. Opcionalmente almacenar el portaobjetos en la oscuridad a 4 ° C durante varias semanas. No lo congele. </li></ol>

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<li>Loidl, J., Klein, F., Engebrecht, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+and+morphological+approaches+for+the+analysis+of+meiotic+chromosomes+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+cell+biology%22%5BJournal%5D)">Genetic and morphological approaches for the analysis of meiotic chromosomes in yeast.</a> Methods in cell biology. 53, 257-285 (1998).</li>
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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

La aparición de núcleos extendidos depende críticamente del equilibrio entre la fijación y el tratamiento de lisis / detergente. Como se discutió anteriormente, la preservación de estructuras celulares variables requiere el uso de diferentes concentraciones de PFA. Para la mayoría de las proteínas, el 3% de PFA es óptimo. Sin embargo, la conservación de los husillos requiere el uso de PFA al 4%. Incluso con un solo conjunto de reactivos, el momento de la lisis en relación con la fijación también puede afectar la calida...

La incipiente levadura Saccharomyces cerevisiae ofrece muchas ventajas para el estudio de los mecanismos moleculares de los procesos biológicos, incluyendo el estudio de las proteínas que controlan la función cromosoma. Aunque hay ventajas bien conocidas de la levadura en ciernes para estudios genéticos, moleculares, y bioquímicos, los estudios citológicos de la distribución de las proteínas en el núcleo de la célula se complica por su pequeño tamaño. El núcleo típico de levadura tiene un diámetro de menos de una micra, que está a sólo unos 5 veces el límite de resolución de la luz visible. Por lo tanto, la cantidad de información acerca de la distribución de las proteínas nucleares que se puede obtener a partir de la inmunotinción convencional o mediante el uso de etiquetas de proteínas fluorescentes, tales como la proteína fluorescente verde (GFP), es limitado. Un enfoque útil para caracterizar la distribución de las proteínas es subnuclear superficie cromosoma propagación. Este enfoque implica la eliminación de la pared celular, lo que altera las células y membranas nucleares, y unllowing los contenidos insolubles del núcleo se asienten sobre la superficie de un portaobjetos de microscopio. Estos componentes insolubles incluyen la matriz nuclear y los cromosomas. Además de permitir la eliminación de los contenidos nucleares solubles, lo que mejora la capacidad de detectar las proteínas unidas de la cromatina, el cromosoma propagación método da como resultado la descompresión sustancial de los cromosomas de tal manera que los núcleos de propagación tienen diámetros de alrededor de 3 a 5 micras (para núcleos diploides meióticas) y de 2 a 3 micras para núcleos mitóticos diploides. Esta descompresión permite la detección de la subestructura nuclear que es relativamente difícil o imposible de resolver en los núcleos intactos. Un inconveniente obvio para el cromosoma de ensanchamiento es la posibilidad de que el procedimiento de difusión puede interrumpir parcial o totalmente la estructura de interés. De particular preocupación es que una proteína unida cromosoma particular, podría perderse como consecuencia del procedimiento de difusión. Este potencial shou complicaciónld tenerse en cuenta al interpretar los datos. Un ejemplo de una proteína que es sensible a la propagación de procedimiento es beta-tubulina. Bajo algunas condiciones, el husillo, que se compone principalmente de la tubulina, se conserva durante la extensión 3. Visualización del husillo es a menudo útil para organizar los núcleos de interés. Sin embargo, la visualización de la tubulina requiere tratamiento con un fijador alta concentración; husillos se pierden en las condiciones estándar descritas a continuación. Este ejemplo ilustra que, al analizar la distribución de una proteína no caracterizado previamente, es importante para variar la concentración de fijador para determinar la sensibilidad de la proteína es a tal variación. A pesar de la preocupación por el impacto de las condiciones de propagación en la estructura cromosómica, la utilidad y el poder del método de propagación se ha demostrado en muchos contextos y tiene amplia utilidad en la caracterización de mitótico y, especialmente células meióticas 4-7. Two métodos de propagación se han utilizado ampliamente. El primero de estos métodos, desarrollados por Dresser and Giroux 8, evita el uso de detergente y puede producir preparaciones separadas que parecen tener relativamente bien conservado morfología cromosómica cuando se tiñen para el ADN específico de tinte DAPI. Sin embargo, este método es relativamente difícil de perfeccionar y la calidad de los núcleos de propagación varía dramáticamente, cuando una región de una diapositiva se compara con otras regiones. Este problema se puede complicar enfoques cuantitativos que implican la formación de imágenes muchos núcleos no seleccionadas de una diapositiva para evitar el sesgo de datos de adquisición. El segundo cromosoma método de propagación, desarrollado por Loidl y Klein 1, consiste en equilibrar la fijación de paraformaldehído, con la lisis y descompresión cromatina promovido por una solución de detergente. Cuando se realiza correctamente, este método da resultados muy reproducibles con menos variación de región a región en comparación con el método de Dresser y Giroux. Esta presentación se centra en un modified versión del método de Loidl y Klein, debido a su fiabilidad y la sencillez. Cromosoma propagación no es complicado ni requiere mucho tiempo; hasta 100 diapositivas se pueden preparar para inmunotinción en un solo día. Además, las preparaciones de cálculo se pueden almacenar en el congelador durante años antes de la inmunotinción, y por lo tanto los laboratorios pueden desarrollar un repositorio de extensiones de cromosomas congelados que se puede utilizar cuando surgen nuevas cuestiones biológicas o nuevos reactivos de tinción estén disponibles. El método de propagación de cromosoma se usa más comúnmente en combinación con inmunotinción y microscopía de fluorescencia de campo amplio, pero también es posible preparar diapositivas para super-resolución métodos microscópicos de luz tales como el agotamiento de la emisión estimulada (STED) microscopía.

<table><tbody><tr><td>Zymolyase</td><td>US Biological&nbsp;</td><td>Z1004</td><td>Prepare una solución de 20 mg/mL en 50 mM Tris pH 7,5 suplementada con glucosa al 2%. Prepare fresco cada experimento y guárdelo a 4 & grados; C hasta que esté listo para su uso.</td></tr><tr><td>Lipsol&nbsp;</td><td>L.I.P. Ltd&nbsp;</td><td>ya no está disponible comercialmente</td><td>Prepare una solución al 1% (v/v) en agua. Almacenar en hielo.</td></tr><tr><td>NP-40</td><td>USB</td><td>19628</td><td>Prepare una solución al 1% (v/v) en agua. Almacenar en hielo.</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma</td><td>P2287</td><td></td></tr><tr><td>Slides</td><td>Corning</td><td>2948-75x25</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos estándar</td><td>Fisher</td><td>12-544-E o 12-540-B</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos de alta resolución</td><td>Fisher</td><td>12-542-B</td><td></td></tr><tr><td>Photo-Flo 200 solution</td><td>Kodak</td><td>P-7417</td><td>Prepare una solución al 0,2% (v/v) en agua.</td></tr><tr><td>TBS</td><td></td><td></td><td>137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 24,7 mM Tris, pH 8</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A2153</td><td>Prepare una solución al 1% (p/v) en TBS. Almacene a 4&deg; C hasta por un mes.</td></tr><tr><td>Anticuerpo</td><td></td><td></td><td></td>primario</tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Donkey Anti-Rabbit</td><td>Invitrogen</td><td>A-21206</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo</td><td></td><td></td><td></td>IgG (H+L)</tr><tr><td>Medios de montaje Vectashield con DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold</td><td>Invitrogen</td><td>P36930</td><td></td></tr><tr><td>Caja portaobjetos de plástico</td><td>Fisher</td><td>03-448-1</td><td>Guarde los portaobjetos que contienen pastas secas para untar en ranuras a -20 °C. Además, úselo como cámara húmeda.</td></tr><tr><td>Caja de cartón para portaobjetos</td><td>Fisher</td><td>12-587-10</td><td>Úsela para transportar cómodamente portaobjetos manchados/sellados o guárdela a 4 grados centígrados.</td></tr><tr><td>Tarro Coplin</td><td>Fisher</td><td>08-816</td><td>Úselo como lavabo para toboganes.</td></tr></tbody></table>

difusión de superficies y inmunotinción de cromosomas de la levadura

Surface Spreading and Immunostaining of Yeast Chromosomes

El pequeño tamaño de los núcleos de la levadura en ciernes Saccharomyces cerevisiae limita la utilidad de la microscopía óptica para el análisis de la distribución subnuclear de las proteínas unidas a la cromatina. La dispersión superficial de los núcleos de levadura da como resultado la expansión de la cromatina sin pérdida de proteínas unidas. Un método para la difusión superficial equilibra la fijación de proteínas unidas al ADN con un tratamiento con detergente. El método demostrado es ligeramente modificado del descrito por Josef Loidl y Franz Klein1,2. El método se ha utilizado para caracterizar la localización de muchas proteínas unidas a la cromatina en varias etapas del ciclo celular mitótico, pero es especialmente útil para el estudio de las estructuras cromosómicas meióticas, como los recombinosomas meióticos y el complejo sinaptonémico. También describimos una modificación que no requiere el uso de Lipsol, un detergente patentado, que se requería en el procedimiento original, pero que ya no está disponible comercialmente. También se describe un protocolo de inmunotinción compatible con el método de diseminación cromosómica.

La aparición de núcleos de propagación depende críticamente sobre el equilibrio entre el cromosoma fijación y de-compactación. Incluso cuando los reactivos se equilibran correctamente, la variación en el grado de cromosoma de-compactación puede ocurrir en diferentes regiones de la misma diapositiva y / o entre diferentes diapositivas. Por lo tanto, la calidad de los diferenciales en una región determinada de una diapositiva debe evaluarse antes se interpretan las imágenes. Los efectos de la ...

Se presenta un método para la dispersión superficial de los cromosomas a partir de levaduras en ciernes. Este método se deriva de un método descrito previamente por Loidl y Klein. Además, demostramos un procedimiento para la inmunotinción de cromosomas diseminados.

Difusión de superficies y inmunotinción de cromosomas de la levadura

The small size of nuclei of the budding yeast Saccharomyces cerevisiae limits the utility of light microscopy for analysis of the subnuclear distribution ...

El objetivo general de este procedimiento es visualizar proteínas unidas a los cromosomas mediante microscopía de fluorescencia. Esto se logra primero eliminando la pared celular mediante tratamiento con enzimas. I'm olis.El segundo paso consiste en lisar la célula para romper las membranas nucleares mediante un choque osmótico, generalmente con la ayuda de un detergente. Esto se realiza en presencia de una concentración baja de fijador para preservar la estructura de las proteínas. Tras la lisis celular, se incrementa la concentración de fijador para estabilizar aún más las estructuras proteicas.Las células lisadas se depositan entonces sobre un portaobjetos de microscopio y se permite que los núcleos sedimenten sobre la superficie del portaobjetos. El paso final consiste en inmunotincionar las muestras. El método de inmunotinción indirecta demostrado aquí utiliza un anticuerpo primario que se une a la proteína de interés y un anticuerpo secundario marcado con fluorescencia que se une al anticuerpo primario.Finalmente, se utiliza la microscopía de inmunofluorescencia para examinar la distribución de las proteínas unidas a los cromosomas. Estas imágenes representativas corresponden a un núcleo mitótico extendido, marcado inmunológicamente para las proteínas de recombinación DMC1 y RAD51. La principal ventaja de esta técnica frente al otro método comúnmente utilizado, introducido por Mike Dresser y Craig Deru, es que la mayor parte de la superficie del portaobjetos contendrá núcleos extendidos de forma óptima, lo que facilita obtener imágenes de un gran número de núcleos extendidos a partir de un solo portaobjetos.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el estudio de estructuras subnucleares, como, ¿dos proteínas se colocalizan o depende la formación de una estructura subnuclear particular de la función de un gen de interés determinado? Hacemos hincapié en que este método fue desarrollado originalmente por Franz Klein y Yosef Lole. Esperamos que este video ayude a otros a dominar nuestra versión de la técnica.Los eschirulos se preparan a partir de células de levadura cultivadas bajo las condiciones deseadas. Utilice aproximadamente dos veces 10 a la ocho células para cada muestra. Transfiera la suspensión celular a tubos cónicos de 15 mililitros.Centrifugar los tubos en una centrífuga clínica a una velocidad de cinco durante tres minutos para sedimentar las células. Decantar el medio, teniendo cuidado de no perder células del sedimento. Suspender suavemente las células en un mililitro de tampón ZK y luego agregar 40 microlitros de ditiobisnitrobenzoato (DTNB) uno molar.Tres etol incubar durante dos minutos a temperatura ambiente con mezcla suave. Precipitar las células como antes de resus. Suspender cada precipitado en un mililitro de tampón ZK.Agregue cinco microlitros de una solución recién preparada de zy liase 100 T que haya sido mezclada completamente. Incube a 30 grados Celsius durante 20 a 30 minutos para eliminar la pared celular y producir esferoplastos. Analice 10 microlitros de la suspensión celular bajo un microscopio para determinar si la formación de esferoplastos está completa.Antes de la eliminación de la pared celular, las células de levadura aparecen ligeramente alargadas; las células esferoplásticas deben verse hinchadas y redondeadas. Tras la adición de agua, las células esferoplásticas deben resuspenderse suavemente. Lave el botón celular con 2,5 mililitros de tampón MES frío orbital. Después de la centrifugación, resuspenda nuevamente el botón celular suavemente en 300 a 400 microlitros de tampón MES frío orbital. En esta etapa, las células pueden mantenerse en hielo durante varias horas.Este procedimiento requiere un microscopio de disección tetra para levaduras equipado con un objetivo de larga distancia de trabajo de 10 x instalado en la campana extractora; la aguja de microdisección debe retirarse. La superficie de vidrio sobre la cual se extenderán los cromosomas también debe prepararse con antelación: utilizando una pipeta P20, coloque 20 microlitros de la suspensión celular sobre la superficie de un portaobjetos limpio; con una pipeta P200, agregue 40 microlitros de una solución recién preparada de paraformaldehído al 3 % y sacarosa al 3,4 %, y mezcle suavemente la solución girando el portaobjetos con la mano hasta que desaparezcan las líneas de Schlein. Coloque el portaobjetos bajo el microscopio y confirme que las células estén enfocadas.Utilizando un pipeta P200, agregue 80 microlitros de Lip Sal al 1 % y mezcle como antes para homogeneizar las soluciones lo más completamente posible e inicie un cronómetro. Si no hay disponible Lip Sal, puede utilizarse el mismo volumen de MP 40 al 1 % o agua destilada. En su lugar, observe cuidadosamente las células y agite suavemente la preparación cada 15 segundos.Este clip de video muestra lo que se debe observar cuando aproximadamente entre el 80 y el 90% de las células han lizado. Detenga el temporizador y retire inmediatamente la preparación del microscopio. La lisis debe ocurrir entre 30 y 90 segundos.Después de iniciar el cronómetro, agregue 80 microlitros de la solución de paraformaldehído y sacarosa y agite suavemente para mezclar. Coloque el portaobjetos sobre una superficie plana y limpia. Utilice el lateral de una pipeta Pasteur desechable y limpia, sostenida por debajo del menisco del charco, pero por encima de la superficie del portaobjetos, para extender el líquido por toda la superficie no esmerilada del portaobjetos.No raigre la superficie del portaobjetos con la pipeta. Utilice una pipeta nueva para cada portaobjetos para evitar la contaminación de las muestras. Deje los portaobjetos secar durante la noche en la campana extractora; los componentes nucleares insolubles, incluyendo los cromosomas, se depositarán sobre la superficie del portaobjetos y se unirán a ella una vez que los portaobjetos estén secos.Se obtienen resultados óptimos al proceder con la inmunotinción el mismo día. Sumerja los portaobjetos en Photo flow al 0,2 % durante 30 segundos. Para eliminar la solución de sacarosa seca, coloque los portaobjetos en un borde con dicho borde apoyado sobre una toalla de papel para retirar el exceso de Photo flow.Sumerja los portaobjetos en un baño de XTBS durante cinco minutos para lavarlos. Elimine el exceso de líquido inclinando los portaobjetos sobre un borde, pero no permita que se sequen. A continuación, coloque los portaobjetos con la cara mate hacia arriba y agregue por pipeta 300 microlitros de T-B-S-B-S-A sobre cada portaobjeto, cubriendo la porción sin mate.Incube los portaobjetos en una cámara húmeda a temperatura ambiente durante 15 minutos. Después de 15 minutos, drene los portaobjetos colocando un borde corto de cada uno sobre una toalla de papel e inclinándolos contra un soporte adecuado, como una rejilla para tubos de ensayo. No permita que la superficie se seque inmediatamente.Aplique 80 microlitros de tampón T-B-S-B-S-A que contenga la dilución adecuada del anticuerpo primario para suero crudo de conejo. Esta dilución suele estar entre 1:50 y 1:500. Coloque un cubreobjetos pulido de 22 por 50 milímetros sobre la preparación, evitando la formación de burbujas.Haga esto sosteniendo la cubreobjetos entre el pulgar y el índice a lo largo del borde largo en posiciones cercanas a uno de los bordes cortos. Mientras sostiene la cubreobjetos en un ángulo de 30 grados con respecto al portaobjetos, baje el borde corto más alejado de los dedos hasta que descanse sobre el portaobjetos justo en el interior del borde de la gota más cercana a la región esmerilada del portaobjetos.Baje lentamente la cubreobjetos con un movimiento suave hasta que los dedos toquen el portaobjetos y luego suelte. No intente ajustar la posición de la cubreobjetos una vez que haya quedado colocada. Coloque los portaobjetos en una cámara húmeda sellada e incube durante toda la noche a cuatro grados Celsius al día siguiente, sosteniendo los portaobjetos por el borde esmerilado. Sumerja cada uno en un frasco de tinción que contenga TBS.Mueva suavemente las portaobjetos sumergidos hacia arriba y hacia abajo para retirar la cubreobjetos. Intente no usar demasiada fuerza para hacer esto. Lave las portaobjetos sumergiéndolas en TBS dos veces durante 10 minutos cada vez.Sustituya el tampón después del primer lavado. Retire las laminillas del soporte y elimine el líquido en exceso tocando sus bordes con toallas de papel. No permita que la superficie se seque inmediatamente.Añada a cada portaobjetos 80 microlitros de T-B-S-B-S-A que contenga una dilución uno a mil de anticuerpo secundario conjugado con fluorocromo. Coloque la cubierta como antes e incube en la cámara húmeda a cuatro grados Celsius durante dos horas en la oscuridad. Después de dos horas, retire las cubiertas, lave como antes y seque los portaobjetos.Colóquelos sobre toallas de papel. Deje que su superficie se seque al aire durante una o dos horas en la oscuridad, trabajando bajo luz tenue, con aproximadamente 30 microlitros de medio de montaje que contiene dbi. Luego, baje cuidadosamente una lámina de cobertura.Espere dos minutos más bajo luz tenue para que la cubreobjetos se asiente y luego selle los bordes de la cubreobjetos con esmalte de uñas transparente. Coloque los portaobjetos en una caja para portaobjetos plana. Los portaobjetos pueden almacenarse en la oscuridad a cuatro grados Celsius hasta que estén listos para su observación.No congele. Los portaobjetos en este paso mostrados son dos ejemplos de núcleos meióticos óptimamente extendidos con doble inmunotinción para las dos proteínas de intercambio de cadena eucariotas RAD51 y DMC1, y contratincción para el ADN con DAPI. Para células diploides, los núcleos meióticos óptimamente extendidos tienen diámetros de aproximadamente cinco micrómetros. En un núcleo insuficientemente extendido, se resuelven menos focos de RAD51 y DMC1, y no todas las estructuras pueden observarse en un solo plano focal porque la muestra no es lo suficientemente plana; en núcleos excesivamente extendidos, ocurren artefactos similares.Quedan menos focos de RAD51 y DMC1 debido a una fijación insuficiente y/o un exceso de detergente. También se realizaron experimentos de tratamiento en los que lip-sal, que ya no está disponible comercialmente, se reemplazó por MP-40, obteniéndose resultados satisfactorios, como se muestra en la tinción del núcleo meiótico extendido para RAD51 y Zip1, un componente de la región central del complejo sinaptonemal. Reemplazar lip-sal con agua destilada también produjo resultados satisfactorios.En ambos casos, la compactación cromosómica que ocurre cuando las células transitan de leptina NEA a PAA se conservó en gran medida. Este método de extensión es adecuado para su uso con métodos de microscopía de superresolución. En esta imagen del complejo sinap nélico, el núcleo Paki INE se mantuvo para zip uno y rojo uno.Componentes del complejo sinaptonémico y visualizados mediante microscopía de agotamiento por emisión estimulada. Obsérvese que el anticuerpo zip uno utilizado aquí, mostrado en verde, se une cerca de los elementos laterales, como lo demuestra el patrón de tinción lineal paralelo. Los elementos laterales están separados aproximadamente 100 nanómetros y no pueden resolverse mediante microscopía convencional.Una vez dominada, la técnica de plaqueo y distribución puede realizarse en un período de dos a cuatro horas, dependiendo del número de muestras y con práctica; mediante este método, se pueden preparar hasta 100 portaobjetos. Es recomendable preparar uno o más portaobjetos duplicados de cada muestra. Los duplicados pueden almacenarse para uso futuro a menos 20 grados Celsius tras el paso de secado nocturno.Las láminas generalmente se conservan durante años cuando se almacenan de esta manera.

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Investigación

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