Name: Modelado Encefalopatía del Prematuro El uso prenatal hipoxia-isquemia con lipopolisacárido intraamniótica en ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 36 s
Description: Aprenda a crear un modelo de lesión cerebral en ratas prematuras mediante hipoxia-isquemia transitoria in útero e inflamación intraamniótica con lipopolisacárido. Este método permite estudiar los mecanismos de daño perinatal y desarrollar estrategias terapéuticas dirigidas.

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Los autores agradecen a Dan Firl, Chris Corbett y Jesse Denson, PhD. La financiación fue proporcionada por el NIH NINDS R01 NS060765 a SR, el P30 Programa Piloto de Cobre a LJ y el Programa de Salud Infantil Firma de LJ en la Universidad de Nuevo México.

Atención Institucional y el empleo Comités en el Hospital de Niños de Boston, tanto y la Universidad de Nuevo Centro de Ciencias de Salud de Nuevo México aprobó todos los procedimientos experimentales. NOTA: Antes de comenzar el procedimiento, el sello, esterilizar y autoclave todos los instrumentos quirúrgicos y paños quirúrgicos. Además, preparar medicamentos post-operatorios en viales estériles incluyendo 0,125% bipivucaine y 0,1 mg / kg de buprenorfina. También hay que preparar la solución de lipopolisacárido (LPS) de forma estéril: 0,04 mg / ml de LPS (0111: B4) en solución salina estéril que contiene diluir colorante azul de Evan. 1. Anestesia <ol><li> Inducir la anestesia en un día embrionario 18 (E18) de ratas Sprague Dawley embarazada con una mezcla de 3% de isoflurano equilibrado 70% de nitrógeno y 30% de oxígeno. </li><li> Retire la rata de la cámara de inducción y coloque la supina rata en quirúrgico envuelto manta de agua que circula a 37 ° C. Traslado anestesia para cono de la nariz y reducir isofluranivel ne a 2%. </li><li> Aplique suavemente pomada oftálmica a cada ojo para prevenir la sequedad de la córnea. Durante el procedimiento de monitorear continuamente la temperatura, la tasa de respiración y la frecuencia cardiaca del animal. Fisiología materna debe permanecer estable durante todo el procedimiento. </li></ol> 2. Preparación quirúrgica y Scrub <ol><li> Usando pequeñas tijeras de animales eliminan todo el pelo en la región abdominal inferior. Afeitarse en un patrón rectangular con cuidado para evitar mellar los pezones o la generación de erupción de afeitar que puede ser irritante para el futuro de la enfermería de los cachorros nacidos vivos. </li><li> Preparar la piel abdominal por la alternancia de aplicación de povidona yodada y el 70% de etanol frote con hisopos de algodón estériles. Repita el matorral de tal manera que la povidona yodada y etanol 70% son cada aplicado 3x de forma alterna. Deje que se seque. </li><li> Confirme la profundidad de la anestesia a través de ausencia de reflejo toe-pinch. En ausencia de reflejo y estímulos de dolor, reducir el nivel de isoflurano al 1%. </li><li> El uso de toallas quirúrgicos estériles,cuelgue el animal. Tenga cuidado de colocar las cortinas en un ángulo apropiado de tal manera que maximizan la cantidad de fluido de irrigación que absorben mientras que no obstruye el flujo de sangre a los cuernos uterinos. </li></ol> 3. La laparotomía abdominal <ol><li> Con un bisturí hacer una incisión en la línea media de 3 cm en la piel abdominal preparada. Sin rodeos diseccionar la capa de piel de la fascia abdominal con tijeras. Usando fórceps y tijeras quirúrgicas, elevar la capa fascial abdominal y hacer una incisión de la línea alba avascular para obtener acceso a la cavidad peritoneal. </li><li> Coloque gasa quirúrgica en el exterior de la incisión y humedecer con solución salina estéril. Con unas pinzas romas y presión externa sobre el abdomen, retire con cuidado los cuernos uterinos de la cavidad peritoneal y organizar en la gasa humedecida. </li><li> Evitar con cuidado el enredo y el contacto con los intestinos. Organizar fetos utilizando pinzas contactando sólo el tejido muscular en entre sacos amnióticos individuales.Exponer y aislar a las 4 arterias uterinas mediante disección roma. NOTA: Se debe tener cuidado para diseccionar las arterias uterinas. Tejido circundante y los vasos mismos son extremadamente delicada. El daño a los vasos maternos puede causar sangrado, y en casos severos, muerte fetal y materna. </li></ol> 4. Colocación de los clips de aneurismas <ol><li> Coloque una G clip de aneurisma de la rata 30 en cada arteria uterina. Asegurar la cesación del flujo de sangre, incluyendo proximal y pulsos distales, y oscurecimiento de los vasos uterinos incluyendo placentas individuales. Cubra los cuernos a la vista y campo quirúrgico entero con una gasa y regar con solución salina estéril. Tenga cuidado de mantener el terreno húmedo con riego aproximadamente cada 10 min. </li><li> Después de 60 minutos, retire la gasa y el riego del campo. Asegúrese de que los cuernos uterinos y los vasos se humedecen de manera adecuada para la eliminación de clip de éxito. Retire con cuidado cada clip de aneurisma utilizando fórceps. Tenga cuidado de no causar traumatismos en el recipiente, y maintain la integridad del tejido durante la extracción. </li><li> Completamente regar los cuernos uterinos y el campo, teniendo cuidado de eliminar cualquier hilo callejeros de gasa de las bolsas amnióticas. </li></ol> 5. La inyección de lipopolisacárido para amniótico Sacs <ol><li> En la base de cada saco amniótico individual, justo anterior a la placa de la placenta, inyecte 100 l de LPS (4 mg / saco) con colorante azul diluido de Evan en el líquido amniótico. El uso de fórceps romos para estabilizar y girar cada saco amniótico para una posición óptima para la inyección. Colorante azul de Diluir Evan es un agente de contraste que es útil para confirmar la colocación correcta de la jeringa e inyección. NOTA: Utilice sólo un ultra-fino jeringa 0,3 ml de insulina con el adjunto 8 mm 31 G de agujas para las inyecciones intra-amniótica. El uso de grandes agujas de calibre dará lugar a la pérdida de líquido amniótico crónica, muerte fetal y reabsorción del embarazo. Pequeñas cantidades de fuga de líquido amniótico tras la retirada de la jeringa pueden ser mitiglización creada por presión directa en el saco amniótico. Algunos fetos de rata pueden tolerar un grado de oligohidramnios. Sin embargo, la pérdida de líquido amniótico aguda de la punción con grandes agujas de calibre, o punción accidental que resulta en pérdida de líquido crónica, los resultados en la pérdida fetal y en los casos graves, pérdida de embarazos vecinos. </li><li> Riegue el útero cuernos 3x con solución salina estéril. </li></ol> 6. Cierre de la laparotomía <ol><li> Con unas pinzas, devuelva cuidadosamente los cuernos uterinos de la cavidad peritoneal. Garantizar un espacio adecuado entre los sacos amnióticos y la incisión en la línea media, volver a aproximar los bordes de la capa musculofascial utilizando una sutura de seda 3-0 en funcionamiento. Sea consciente de la colocación de los sacos amnióticos mientras se cierra la incisión muscular. Tenga cuidado de no suturar hacia oa través de un saco. </li><li> Re-aproximar la capa de piel, utilizando una sutura de seda 3-0 en funcionamiento, el cierre de la capa de la piel. NOTA: La laparotomía debe ser cerrado en dos capas de suturas continuas que permitanpara la piel y la expansión muscular con el aumento de la gestación. Suturas continuas permiten la tensión de la herida uniformemente distribuida. Suturas interrumpidas son menos deseables como múltiples nudos son irritantes y pueden ser fácilmente masticadas por la rata tras recuperarse de la anestesia. Grapas quirúrgicas no son deseados. Las colas de los nudos quirúrgicos se deben cortar muy corto (&lt;3 mm). </li><li> Se inyecta 1 ml de 0,125% por vía subcutánea bupivacaína bordes alrededor de la herida utilizando una aguja de 26 G. Administrar una dosis de 0,1 mg / kg de buprenorfina por vía subcutánea en la nuca del cuello. </li><li> Apague el isoflurano y toalla rata seca como sea necesario. Colocar en jaula limpia y seguimiento de la recuperación de la anestesia. Asegurar la rata no se convierta en hipotermia. </li></ol> 7. Recuperación postoperatoria y Cuidado <ol><li> Supervisar la rata cada 8 a 12 horas durante 72 horas y luego todos los días hasta las crías nacen (aproximadamente E22 o E23). Administrar dosis adicionales de q8-12 buprenorfina hr / 72 hr o prn según lo dictado por el IACUC. </li><li> Monitorear las ratas para detectar signos de dolor, malestar, sangrado vaginal o sangrado de la zona quirúrgica. Inspeccione las suturas y la incisión y tener cuidado de asegurarse rata no está masticando o retirar sus suturas prematuramente. Aunque excepcionalmente raro, las ratas que comprometen sus suturas están en riesgo de dehiscencia de la herida. NOTA: De vez en cuando las ratas pueden ingerir cantidades excesivas de ropa de cama o artículos no alimentarios, llamado pica, como un efecto secundario de la administración de buprenorfina. Aunque es muy poco común, las ratas deben ser monitorizados para la pica y el potencial de obstrucción intestinal posterior. </li></ol> 8. Procesamiento de tejidos y cryosectioning <ol><li> Para prepararse para hematoxilina y eosina (H &amp; E) tinción del cerebro postnatal, retirar las crías de su jaula en postnatal día 2 (P2). Con unas tijeras quirúrgicas decapitan crías de ratas y suavemente retire el cerebro del cráneo. </li><li> Caída de corrección cerebro en un tubo cónico de 15 ml que contiene 7 ml de 4% de paraformaldehído en tampón fosfato salino(PBS). Coloque cerebro a 4 ° C y fijar durante 72 horas. </li><li> Después de 72 horas, transferir cerebros para una solución estéril que contiene 30% PBS sacarosa (w / v) y volver a 4 ° C. NOTA: Una vez que el cerebro caen en la solución de sacarosa que están listos para ser seccionado en un criostato. </li><li> Rápidamente congelar cerebros y montar en una maja criostato para la adquisición de secciones coronales congeladas. Cortar 20 micras secciones coronales congeladas y montar en las diapositivas. Asegurar secciones se recogen en serie. </li><li> Permitir que las diapositivas se sequen a temperatura ambiente durante la noche. Tienda desliza a -20 ° C. </li></ol> 9. hematoxilina y eosina tinción <ol><li> Tome diapositivas montadas secciones congeladas y caliente a temperatura ambiente. NOTA: Preparar todas las soluciones fresco. </li><li> Colocar los portaobjetos en una diapositiva conjunto más caliente a 50 ° C durante 2 horas. </li><li> Transferencia desliza a un estante de tinción. Dip desliza 10x en agua desionizada doblemente destilada (ddH2O). </li><li> Incubar los portaobjetos en 100% hematoxilina durante 5 min. Timí en hematoxilina se puede optimizar dependiendo del grado de coloración púrpura. </li><li> Diapositivas Dip 4x en grifo H2O, y dejar reposar en la limpia del grifo H2O durante 1 min. </li><li> Dip desliza 15x en alcohol ácido (250 ml 70% de etanol + 1 ml de ácido clorhídrico concentrado). </li><li> Diapositivas Dip 4x en grifo H2O, y dejar reposar en la limpia del grifo H2O durante 1 min. </li><li> Incubar en 1% de carbonato de litio durante 2 min. </li><li> Diapositivas Dip 4x en grifo H2O, y dejar reposar en la limpia del grifo H2O durante 1 min. </li><li> Incubar en etanol 95% durante 1 min. </li><li> Diapositivas Dip 7x en el 100% Eosina. Número de caídas en Eosina puede ser modificado en función del grado de coloración rosada. </li><li> Diapositivas Dip 5x en etanol al 95%. </li><li> 5x diapositivas inmersión en un nuevo cambio de etanol al 95%. </li><li> Incubar los portaobjetos en etanol al 100% durante 1 min. </li><li> Incubar los portaobjetos en un nuevo cambio de etanol 100% durante 1 min. </li><li> Incubar los portaobjetos en 100% xileno durante 15 min. NOTA: Los pasos de xileno ycubrición debe ocurrir en una campana de humos. </li><li> Incubar los portaobjetos en cambios frescas de xileno durante 15 min. </li><li> Cubreobjetos con Permount y dejar secar en campana de humos. </li><li> Imagen desliza con un microscopio óptico. </li></ol>

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<li>Bergeron, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((White+matter+injury+and+autistic+like+behavior+predominantly+affecting+male+rat+offspring+exposed+to+group+B+streptococcal+maternal+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Devel+Neurosci%22%5BJournal%5D)">White matter injury and autistic like behavior predominantly affecting male rat offspring exposed to group B streptococcal maternal inflammation.</a> Devel Neurosci. 35, 504-515 (2013).</li>
<li>Uchida, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Ureaplasma+parvum+lipoprotein+multiple+banded+antigen+on+pregnancy+outcome+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Reprod+Immunol%22%5BJournal%5D)">Effects of Ureaplasma parvum lipoprotein multiple banded antigen on pregnancy outcome in mice.</a> J Reprod Immunol. 100, 118-127 Forthcoming.</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Encefalopatía del prematuro es difícil de modelar en los animales debido a la compleja interacción de causas, evolución en el tiempo del desarrollo neurológico, complejidad de la formación de la red cerebral humana, mecanismos de lesión se superponen, y los diversos fenotipos de SNC insulta manifiesta en los recién nacidos prematuros humanos. EOP se asocia con vulnerabilidades específicas de tipo celular (es decir, los oligodendrocitos inmaduros) 21, así como diversos caminos regulados por el desarro...

Con más del 12% de los bebés nacidos en los Estados Unidos antes de la edad de las 37 semanas de gestación estimada 1, lesión cerebral perinatal (PBI) de la prematuridad es una causa importante de discapacidad permanente. PBI de la prematuridad, la encefalopatía también denominado del prematuro (EOP), afecta a todo el sistema nervioso central (SNC). Lesión del SNC a menudo comienza en el útero, y se ve exacerbada por procesos prenatales incluyendo corioamnionitis y las complicaciones postnatales tales como la hipoxia y sepsis. PBI de insultos sistémicos altera el desarrollo neurológico y conduce a la parálisis cerebral, epilepsia, retraso cognitivo y numerosos trastornos neuropsiquiátricos que afecta a la regulación emocional, la memoria y la función ejecutiva 1,2. Aunque se ha avanzado mucho, una comprensión limitada sigue siendo cómo las consecuencias celulares y moleculares de la lesión del SNC desde el nacimiento prematuro se traducen en la multitud de secuelas neurológicas en los niños que nacen prematuros. Esta falta de conocimiento traserares diagnóstico en tiempo real de la gravedad de la lesión del SNC y la dosificación informado de las intervenciones emergentes. Además, las estrategias terapéuticas apropiadas a su edad para esta población de pacientes vulnerables siguen siendo difícil de alcanzar. Inflamación intrauterina es muy común en la prematuridad extrema e implica una compleja cascada inflamatoria fetal-materno-placentaria 3. La infección intrauterina suele ser subclínica. Hallazgos placentarios específicos consistentes con la inflamación aguda o corioamnionitis histológica, son los principales determinantes de la respuesta inflamatoria fetal y son coincidentes con lesión cerebral asociada con el parto prematuro 3-5. De hecho, la respuesta inflamatoria fetal tiene implicaciones clínicas distintas de resultados a largo plazo desde el nacimiento prematuro. Los bebés que son pequeños para la edad gestacional (PEG) o que experimentar la infección son excepcionalmente vulnerables a los déficit neurológico 3,4. La corioamnionitis es un diagnóstico típico patológica tras el parto prematuro <sup&gt; 6,7, y el examen histológico revela signos de inflamación en el 70% de las placentas de los bebés nacidos muy prematuros 4. Además, la corioamnionitis se asocia con deterioro cognitivo a los dos años de 8. La evidencia de hipoperfusión vascular materna en la placenta de los recién nacidos extremadamente prematuros también se asocia con parálisis cerebral en la infancia 9. El impacto sinérgico de defectos de perfusión corioamnionitis y la placenta está bien ilustrado por el notable alto riesgo de resultados neurológicos anormales en esta población de pacientes a los dos años de 10,11 años. Para imitar los defectos de perfusión placentaria sistémicos humanos y corioamnionitis asociados con la inflamación inducida por patógenos, hemos desarrollado un modelo de prenatal transitoria hipoxia-isquemia sistémica (Tshi) combinado con lipopolisacárido intra-amniótica (LPS) en ratas. Nuestro objetivo era adaptar nuestro modelo de Tshi solo en ratas 12-16 para incluir la inflamación intrauterina,para facilitar el modelado preclínica de lesión del SNC asociado con el parto prematuro. Tshi solo ha revelado pérdida persistente de células del linaje oligodendroglial, las neuronas corticales, el aumento de la muerte celular, y niveles elevados de citoquinas pro-inflamatorias, con intervalos de isquemia progresiva que conduce a un patrón graduada de la lesión consistente con lesión cerebral prenatal 16. Las modificaciones a los componentes isquémicos de este modelo han demostrado también déficits en la codificación de la memoria, y la memoria a corto a largo plazo y alteraciones musculoesqueléticas leves en ratas, ya que 17-19 de envejecen. De hecho, hemos demostrado previamente que la combinación de Tshi + LPS recapitula las características fisiopatológicas de la EOP, incluyendo los oligodendrocitos y la pérdida neuronal, lesión axonal, la inflamación celular y las anormalidades funcionales 20.

<table><tbody><tr><td>Solución salina, 0.9%</td><td>Sigma</td><td>S8776</td><td></td></tr><tr><td>LPS 011B4</td><td>Sigma</td><td>L2630</td><td></td></tr><tr><td>Evan's Blue Dye</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Guantes quirúrgicos</td><td>Biogel</td><td>40870</td><td></td></tr><tr><td>OR Toallas</td><td>Cardinal Health</td><td>287000-008</td><td>Almohadillas estériles</td></tr><tr><td>de preparación de alcohol PDI</td><td>Fisherbrand</td><td>06-669-62</td><td></td></tr><tr><td>Mini Arco Maquinilla Recargable</td><td>Kent Scientific Corp.</td><td>CL8787</td><td></td></tr><tr><td>Exfoliante quirúrgico Betadine</td><td>Purdue Products L.P.</td><td>67618-151-17</td><td></td></tr><tr><td>Lubricante Ocular</td><td>Refresh Lacri Lube</td><td>00023-0312</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas romas</td><td>Roboz</td><td>RS-8100</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras</td><td>Roboz</td><td>RS-6808</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>Roboz</td><td>RS-5880</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>F.S.T.</td><td>14002-16</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa</td><td>BD</td><td>309628</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>Aguja</td><td>BD</td><td>305122</td><td>25G 5/8</td></tr><tr><td>Aguja</td><td>BD</td><td>305128</td><td>30G 1</td></tr><tr><td>Aplicadores con punta de algodón</td><td>Fisherbrand</td><td>23-400-114</td><td>Pequeña esponja</td></tr> de gasa de algodón estéril de 6 pulgadas <tr><td></td><td>Fisherbrand</td><td>22-362-178</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td>Kent Corporación Científica.</td><td>INS600109</td><td>12.5 CM STR</td></tr><tr><td>Clips para Recipientes Kent</td><td>Scientific Corp.</td><td>INS600120</td><td>30G Presión</td></tr><tr><td>3-0 Perma Hand Suturas de</td><td>seda Ethicon</td><td>1684G</td><td>Trenzado negro, 3-0 (2 métricos), 18", no absorbible,&nbsp; PS-1 Aguja de 24 mm, 3/8 círculos</td></tr><tr><td>Jeringas de insulina</td><td>BD 328438</td><td></td><td>0,3 cc 3 mm 31G</td></tr><tr><td>Pentobarbital</td> Buprenorfina <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaína</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carbonato de litio</td><td>Acros Chemicals</td><td>554-13-2</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Plus portaobjetos de microscopio</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxilina</td><td>Leica 3801521</td><td></td><td>Surgipath Gill II Hematoxilina</td></tr><tr><td>Eosina</td><td>Leica</td><td>3801601</td><td>Surgipath Eosina</td></tr><tr><td>Xilenos</td><td>Fisherbrand</td><td>X3S-4</td><td>Grado histológico</td></tr><tr><td>Permount</td><td>Fisherbrand</td><td>SP15-100</td><td></td></tr><tr><td>Cubertizo</td><td>Fisherbrand</td><td>12-548-5P</td><td>Cubreobjetos de primera calidad de Fisher Finest</td></tr></tbody></table>

modelado encefalopatía del prematuro el uso prenatal hipoxia-isquemia con lipopolisacárido intraamniótica en ratas

Modeling Encephalopathy of Prematurity Using Prenatal Hypoxia-ischemia with Intra-amniotic Lipopolysaccharide in Rats

Encefalopatía del prematuro (EOP) es un término que abarca el sistema nervioso central (SNC) anormalidades asociadas con el parto prematuro. Para mejores objetivos de traslación antelación y descubrir nuevas estrategias terapéuticas para la lesión cerebral asociada con el parto prematuro, modelos preclínicos de EOP deben incluir mecanismos similares de lesión mundial prenatal observado en los seres humanos y la participación de múltiples componentes del sistema materno-placentaria-fetal. Idealmente, los modelos deben producir un espectro similar de déficit funcional en el animal maduro y recapitular los múltiples aspectos de la fisiopatología. Para imitar los defectos humanos sistémicas placentarios perfusión, hipoperfusión placentaria y / o corioamnionitis asociados con la inflamación inducida por patógenos en el parto prematuro temprano, hemos desarrollado un modelo de prenatal transitoria hipoxia-isquemia sistémica (Tshi) combinado con lipopolisacárido intra-amniótica (LPS). En embarazadas ratas Sprague Dawley, Tshi través de oclusión de la arteria uterina on día embrionario 18 (E18) induce un defecto hipoperfusión placentaria graduada asociada con el aumento de daño en el SNC en el feto. Cuando se combina con inyecciones de LPS intra-amniótico, la placenta se incrementa la inflamación y daño en el SNC se ve agravado con la materia, de la marcha y de imagen anomalías blancos asociados. Prenatal Tshi y Tshi + LPS insultos prenatales cumplen varios de los criterios de un modelo de EOP incluyendo recapitulando el insulto intrauterino, causando la pérdida de neuronas, oligodendrocitos y los axones, la pérdida de la placa de conexión, y los déficits funcionales en animales adultos que imitan a los observados en los niños nacidos extremadamente prematuro. Además, este modelo permite la disección de la inflamación inducida por los tipos de lesiones divergentes.

Siguiendo Tshi + LPS a E18, hematoxilina y eosina revela anomalías significativas histopatológicos en tanto la placenta (Figura 1) y en el cerebro (Figura 2). Placentas examinadas en E19 y E21 son groseramente edematosa con micro-hemorragia y necrosis en toda la decidua y laberinto. También se observa infiltrado inflamatorio importante y aumento de la vascularización. Los cerebros examinados en P2 revelan ventrículomegalia, así como la materia blanca y la pérdida de neuronas sobre placa...

La encefalopatía del prematuro abarca las anomalías del sistema nervioso central asociadas con las lesiones del parto prematuro. Este informe describe un modelo de rata clínicamente relevante de hipoxia-isquemia sistémica transitoria en el útero y administración de lipopolisacáridos intraamnióticos (LPS) que imita la corioamnionitis, y el impacto relacionado de los estímulos infecciosos y la subperfusión placentaria en el desarrollo del SNC.

Modelado Encefalopatía del Prematuro El uso prenatal hipoxia-isquemia con lipopolisacárido intraamniótica en ratas

Encephalopathy of prematurity (EoP) is a term that encompasses the central nervous system (CNS) abnormalities associated with preterm birth. To best ...

El objetivo general de este procedimiento quirúrgico es proporcionar un modelo reproducible de lesión cerebral asociada al nacimiento extremadamente prematuro, mediante la inducción de hipoxia sistémica transitoria in utero, isquemia e inflamación intraamniótica para recapitular, en ratas, la insuficiencia placentaria y la corioamnionitis. Este método puede ayudar a responder preguntas clave sobre la patogénesis de la lesión cerebral perinatal que surgen de procesos intrauterinos, facilitando así el desarrollo de estrategias terapéuticas dirigidas. La principal ventaja de esta técnica es que induce una lesión sistémica que simula los daños intrauterinos provocados tanto por infección como por hipoxia e isquemia, produciendo déficits neurológicos funcionales en la rata adulta. Este modelo es particularmente adecuado para analizar los mecanismos de lesión relacionados con la inflamación. Dado que los estímulos de hipoxia, isquemia e infección se pueden probar individualmente o como una lesión combinada, el procedimiento será demostrado por Lindsey Chan, una técnica de nuestro laboratorio. Antes de comenzar el procedimiento, utilice una afeitadora para animales pequeños para eliminar

modeling-encephalopathy-prematurity-using-prenatal-hypoxia-ischemia

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El modelo de rata postnatal para la lesión cerebral hipóxico-isquémica es un modelo bien establecido de los derechos humanos neonatal encefalopatía hipóxica isquémica (EHI). En este artículo se describe el modelo de HIE en crías de ratas post-natal.

El modelo de encefalopatía isquémica hipóxica de la isquemia perinatal

Se establecieron modelos de ratón de leucomalacia periventricular (LPV), la lesión cerebral predominante en los bebés prematuros se caracteriza por lesiones de sustancia blanca periventricular. Hipoxia / isquemia con / sin infección sistémica son las causas principales de la FPV. La ligadura de carótida unilateral y la exposición hipoxia con / sin inyección de lipopolisacárido crea PVL-como lesiones en los ratones P6.

Los modelos de ratón de la Retinopatía

Este video muestra el proceso de inducción de la ruptura de la barrera hematoencefálica (BBB) y microhemorragias cerebrales en un modelo de rata que utiliza lipopolisacárido (LPS). Destaca la secuencia de respuestas inmunitarias que conducen a un aumento de la permeabilidad de la BBB y al posterior daño del tejido cerebral.

Inducción de microhemorragias cerebrales en un modelo de rata utilizando lipopolisacárido

Fuente: Jantzie, L. L., et. al. Modelado de la encefalopatía del prematuro mediante hipoxia-isquemia prenatal con lipopolisacárido intraamniótico en ratas. J. Vis. Exp. (2015)Este video muestra un protocolo para inducir condiciones hipóxico-isquémicas e inflamatorias en ratas fetales mediante la restricción del flujo sanguíneo uterino y la inyección de LPS, modelando la neuroinflamación y el desarrollo cerebral interrumpido relevante para los estudios de nacimientos prematuros.

Inducción de condiciones hipóxico-isquémicas e inflamatorias para modelar la encefalopatía en ratas prenatales

La encefalopatía hipóxico-isquémica después de la asfixia perinatal se puede estudiar utilizando modelos animales. Demostramos los procedimientos necesarios para establecer un modelo de lechón de encefalopatía hipóxico-isquémica neonatal.

Un modelo del cochinillo de Neonatología encefalopatía hipóxico-isquémica

Leve hipoperfusión intrauterino fue producido por estenosis de la arteria con microcoils metálicos envueltos alrededor de las arterias uterinas y ováricas en ratas en el día embrionario 17. Este procedimiento produce hipoperfusión prenatal y restricción del crecimiento intrauterino.

Un modelo de rata de hipoperfusión leve intrauterina con microcoil de transcatheter estenosis

El método describe la lesión cerebral hipoxic-isquémica e hiperoxica con sensibilidad a la inflamación-sensificada e hiperoxica en el hurón P17 para modelar la interacción compleja entre la inflamación prolongada y la lesión cerebral oxidativa experimentada en una serie de bebés prematuros tardíos.

Un modelo de hurón de lesión cerebral hipoxic-isquémica tardía con sensibilidad tardía

Presentamos un modelo de hemorragia intraventricular neonatal utilizando crías de rata que imita la patología observada en humanos.

Modelado de hemorragia intraventricular neonatal a través de la inyección intraventricular de hemoglobina

La hidrocefalia poshemorrágica del prematuro (PHHP, por sus siglas en inglés) se puede modelar en ratas neonatas mediante la combinación de corioamnionitis y hemorragia intraventricular. La combinación de estos eventos prenatales y postnatales recapitula con precisión las características clínicas distintivas de la PHHP, incluida la macrocefalia, la ventriculomegalia y la presión intracraneal elevada, a lo largo de la vida.

Modelización de la hidrocefalia poshemorrágica de la prematuridad en ratas

Oclusión filamentosa de la arteria cerebral media es un modelo común para el estudio de ACV isquémico en los ratones.

Modelado de accidente cerebrovascular en ratones - Oclusión arteria cerebral media con el modelo de filamento

Aprenda a crear un modelo de lesión cerebral en ratas prematuras mediante hipoxia-isquemia transitoria in útero e inflamación intraamniótica con lipopolisacárido. Este método permite estudiar los mecanismos de daño perinatal y desarrollar estrategias terapéuticas dirigidas.

Modelado Encefalopatía del Prematuro El uso prenatal hipoxia-isquemia con lipopolisacárido intraamniótica en ratas

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