Name: Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Aprende un modelo murino de trasplante heterotópico de pared torácica, timo y corazón en ratones. Esta técnica microquirúrgica permite estudiar la tolerancia inmunológica y mejorar la supervivencia del aloinjerto en investigación de trasplantes.

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Este trabajo fue financiado por el Premio Académico 2014 de la Asociación Americana de Cirujanos Plásticos.

Todos los procedimientos quirúrgicos se realizaron en cumplimiento de la Universidad Johns Hopkins y el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos y los requisitos del Servicio de Salud Pública. Este protocolo sigue el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Johns Hopkins, junta de revisión institucional aprobó directrices (número de protocolo M013M490). Datos de supervivencia final se registró durante los procedimientos quirúrgicos se describen a continuación. Tanto los animales donantes y receptores reciben anestesia preventivos utilizando buprenorfina a 0,1 mg / kg sc una hora antes de la cirugía y en el buprenorfina animal receptor es re-administrado a la misma dosis después del trasplante y re-dosifica según sea necesario en las primeras 48 horas después de cirugía. 1. Donantes aloinjerto Recuperación Nota: Comience la porción donante del trasplante de 40 minutos antes que el beneficiario del trasplante para minimizar el tiempo de anestesia destinatario y para facilitar una hora de finalización simultánea o ligeramente oídohora de finalización lier frente a la preparación destinatario. <ol><li> Utilice instrumentos de microcirugía estériles estándar y guantes estériles para el procedimiento. Nuestro laboratorio utiliza la esterilización en autoclave de los instrumentos de microcirugía. </li><li> Anestesiar el ratón donante (masculina) con vaporizador inducción isoflurano en el 4%. Uso de las podadoras mecánicas atraumáticos eliminar el pelo de la cervical, torácica y región abdominal. Colocar el animal en posición supina y mantener isoflurano en 1-2% a través de un cono de nariz. Asegurar una anestesia adecuada durante todo el procedimiento, mediante la evaluación periódica del reflejo de retirada pizca dedo del pie. </li><li> Antes de la incisión en la piel, ampliamente preparar el operativo mediante la aplicación de povidona yodada antiséptico seguida por el alcohol isopropílico con un hisopo de algodón estéril. </li><li> Comience con una incisión en la piel transverso superficial con unas tijeras a través de la piel cervical y abdominal. Conecte los dos incisiones de forma bilateral a lo largo de las líneas medioaxilares. </li><li> Con unas pinzas de microcirugíadiseccionar la región cervical bilateral para identificar, ligar y dividir las venas yugulares externas con sutura de seda 6-0 y tijeras. Luego, utilizando electrocauterio dividir los músculos esternocleidomastoideo para exponer las venas yugulares internas y las arterias carótidas comunes, de forma bilateral. Pasar una sutura de seda 6-0 bajo la del lado izquierdo y el lado derecho de la carótida común y venas yugulares internas en la moda al por mayor. NOTA: Se les ataron y se dividen después en el paso 1.9. </li><li> Bruscamente dividir a los músculos de la correa y el tejido areolar laxo asociado, situado por delante de la tráquea, utilizando tijeras para liberar a los apegos restantes de la región cervical. </li><li> El uso de electrocauterio bipolar y disección cortante, dividir los músculos principales y las clavículas pectorales para exponer los vasos subclavia y ligar (6-0 sutura de seda) y dividir proximal. </li><li> Luego, suavemente, agarre y retirar el pene del animal. A lo largo del dorso del pene visualizar la vena dorsal del pene, y desinfectar elregión con alcohol isopropílico. Usando una aguja 30 G, inyectar 30.000 unidades de heparina por vía intravenosa a través de la vena dorsal del pene y permiten a retroceder de nuevo a su posición original. Pueden producirse fugas parcial de la solución de heparina en el tejido circundante. </li><li> El uso de los lazos a granel previamente colocados alrededor de la arteria carótida común y la vena yugular interna, ligar y dividir las estructuras, de forma bilateral. </li><li> Uso de las tijeras Siguiente para hacer una incisión transversal intraabdominal. Eviscerar los intestinos para exponer la vena cava inferior infrahepática e inyectar 2 ml de solución fría cardioplegia Euro-Collins en el infrahepática vena cava inferior. Asegúrese de inyección adecuada mediante la visualización de la decoloración del hígado y el cese de los latidos del corazón antes de avanzar a la siguiente etapa. NOTA: la solución Euro-Collins es preparado en nuestro laboratorio, ver tabla de reactivos e instrumentos específicos. </li><li> Con una tijera acceder a la cavidad intratorácica a través de un diaph bilateralragmatic incisión del abdomen expuesto. Extienda la incisión cefálica través de los músculos intercostales y las costillas. Representativas de la pared torácica exponer el corazón, el timo, y los grandes vasos garantizando al mismo tiempo la conservación de los vasos torácicos internos a lo largo de la pared torácica. </li><li> Inyectar el suprahepática vena cava inferior con 4 ml de solución fría cardioplegia Euro-Collins. </li><li> Identificar la raíz de la aorta y rastrear de manera distal a la aorta descendente. Bruscamente cortar la aorta descendente (preservando longitud máxima). </li><li> Identificar el tronco pulmonar y dividir justo proximal a su punto de ramificación (preservación de longitud máxima). Luego, utilizando 2 ml de solución fría cardioplegia Euro-Collins, lave el tronco pulmonar y el corazón mediante la colocación de un catéter de punta de plástico blando en el lumen del tronco pulmonar. </li><li> Usando una sutura de seda 6-0, ligar y dividir la vena cava inferior, confluencia de las venas pulmonares, y las ramas accesorias de la vena cava superior bilateral. Luego elevary diseccionar el cefálica corazón de los apegos a lo largo de la principal bronquios y la tráquea, con cuidado de no entrar en la vía aérea. El uso de electrocauterio bipolar aguda y diseccionar la pared torácica, el timo, y el corazón liberar completamente del ratón donante. </li><li> Por último, recortar la pared torácica aloinjerto ex vivo a un tamaño más pequeño, con unas tijeras, a lo largo del esternón y costillas laterales, con cuidado de no romper los vasos torácicos internos (Figura 1A). Para minimizar la hemorragia después de la revascularización, utilice electrocauterio bipolar a lo largo de las fronteras del esternón osteomusculocutaneous. </li><li> Coloque el aloinjerto en 10 ml de frío (4 ° Celsius) solución Euro-Collins si el destinatario no está preparado para la inserción. Sin embargo, si el receptor está listo para inserción, transferir el aloinjerto directamente al campo operatorio destinatario. </li></ol> 2. Destinatario Preparación Nota: Para minimizar el tiempo de anestesia destinatario,comenzar la preparación receptor en una estación operativa separada aproximadamente 40 min antes de la finalización de la cosecha del injerto donante. <ol><li> Utilice un conjunto separado de instrumentos de microcirugía estériles estándar y guantes estériles para el procedimiento. </li><li> Anestesiar el ratón receptor (hombre o mujer) con vaporizador inducción isoflurano en el 4%. El uso de las podadoras mecánicas atraumáticos quitar el pelo de la región cervical y torácica derecha. </li><li> Coloque el ratón en la posición supina y el ángulo de la extremidad superior derecha ligeramente por abajo formando un ángulo de 110 grados entre la cabeza y el miembro superior derecho. Mantener la anestesia en el 1-2% isoflurano a través de un cono de la nariz. </li><li> Coloque petróleo ungüento oftálmico en los ojos de ratón utilizando un aplicador con punta de algodón. Antes de la incisión de la piel, ampliamente preparar el sitio de la operación usando povidona yodada antiséptico seguido por alcohol isopropílico. </li><li> Con unas tijeras, hacer una incisión en la piel de la línea media a lo largo del bor inferior derechoder de la mandíbula y extender la incisión infero-lateral a la región torácica derecha. Utilizando disección roma con pinzas microvasculares, movilizar a la vena yugular externa circunferencialmente libre del vaso de tejidos blandos y adventicia. Divida todas las ramas utilizando electrocauterio, y quitar el lóbulo derecho de la glándula submandibular mediante disección cortante y electrocauterio para liberar espacio para el aloinjerto. </li><li> Asegurar suficientemente la longitud de la vena yugular externa para la eversión sobre un manguito, y se liga la vena yugular externa utilizando una sutura de seda 6-0. Inserte la vena a través del lumen de un manguito de poliimida de precorte y utilizar una pinza microvascular bulldog para fijar el complejo buque-manguito en su lugar. Luego, utilizando tijeras, proximal dividir la vena yugular externa, Evert sobre el brazalete, y fijar en su lugar con una sutura de nylon 10-0. (Figura 1B) </li><li> Divida el músculo esternocleidomastoideo derecho con electrocauterio bipolar para exponer la arteria carótida común. Mafia circunferencialmenteilize la arteria cefálico al punto más distal dentro de la región cervical. Esto se logra utilizando disección roma del vaso con pinzas para eliminar el tejido blando y adventicia circundante. </li><li> El uso de sutura de seda 6-0, ligar y dividir la arteria carótida común. Pase la arteria a través de la luz de un manguito de poliimida precortadas y fijarlo en su lugar con una pinza microvascular bulldog tan cerca de la entrada torácica posible. Divida el vaso distal, dilatar suavemente el recipiente usando un dilatador microquirúrgica, Evert sobre el brazalete, y fijar en su lugar con una sutura de nylon 10-0. (Figura 1B) NOTA: El dilatador microquirúrgica específica se describe en la tabla de reactivos e instrumentos específicos. </li></ol> 3. aloinjerto Inserción <ol><li> Mantener la instrumentación estéril estándar y guantes estériles para colocar el injerto dentro de la región cervical destinatario en un revés y la posición oblicua. </li><li> A continuación, coloque el aor descendente donantelumen de tics más de la construcción del manguito arterial del receptor y fijarlo en su lugar con una sutura de nylon 10-0 (Figura 1C y 1D). </li><li> Moda mismo anastomosis como en el paso 3.2 entre la arteria pulmonar donante y la eversión constructo yugular venosa-manguito exterior del ratón receptor (Figura 1C y 1D). </li><li> Primero quite pinza microvascular venosa (pinza vena yugular externa) y luego liberar la pinza arterial (abrazadera de la arteria carótida común). Durante la reperfusión arterial, inspeccionar la totalidad del aloinjerto para abordar cualquier hemorragia. Si se visualiza la hemorragia, vuelva a aplicar la pinza arterial para minimizar la pérdida de sangre y mitigar la fuente de la hemorragia mediante electrocauterio bipolar. </li><li> Inspeccione el injerto y asegurar la hemostasia. Suelte y retire completamente la pinza microvascular arterial. Observar el corazón a mostrar signos de reperfusión, que serán instantáneamente evidente con la expansión de volumen rápida de las cámaras del corazón, y esperar a que bcomer para comenzar dentro de 0,5 a 1 min. Utilice solución salina tibia (35 ° Celsius) para humedecer el corazón. </li><li> Coloque la pared del pecho en una posición anatómica a fin de no inducir a cualquier formación de cocas o tensiones en las anastomosis. Cierre de la piel de la herida quirúrgica está utilizando 6-0 suturas de nylon continuo (Figura 1E). </li></ol> 4. Cuidado posoperatorio <ol><li> Administrar un bolo intraperitoneal 0,3 ml de solución salina normal inmediatamente después de la operación para la reposición de líquidos. </li><li> Entonces inyectar subcutáneamente buprenorfina (0,1 mg / kg) y enrofloxacina (5 mg / kg) para la profilaxis de dolor y la infección, respectivamente. </li><li> Colocar el animal bajo una lámpara de calor hasta que se despierta de la anestesia y volver al decúbito esternal. Durante la recuperación, inspeccione el cuello para visualizar el latido fibrilación del aloinjerto asegurar una adecuada perfusión del injerto. </li><li> Una vez despierto y en la posición reclinada, devuelva el ratón a una jaula separada (sin la compañía de otros ratones) Donde pueda recibir alimentos y agua ad libitum. Debido a cualquier movimiento restrictiva menor temporal de la extremidad superior derecha, deje una fuente de alimento de gelatina en el suelo de la jaula. </li><li> Observe el ratón receptor durante 1 hora después de la operación y luego regresar a su centro de la jaula donde pueda recibir alimentos y agua ad libitum y se inspeccionados tres veces al día durante las primeras 24 horas para la actividad y la ingesta nutricional. Monitorear los ratones para detectar signos de dolor y angustia y re-dosis con buprenorfina (0,1 mg / kg) por vía subcutánea dos veces al día según sea necesario para las primeras 72 horas. Examine los animales todos los días a partir de entonces y les pesan cada semana. </li><li> Consulte con un miembro del personal veterinario, si alguna ratones muestran signos de dolor, angustia, o disminución de la ingesta de alimento. Considere la eutanasia precoz (en nuestro protocolo de la técnica de la eutanasia emplea CO 2 sobredosis de 7 min, seguido por dislocación cervical). </li><li> El cese de los latidos del corazón del aloinjerto se define como un parámetro específico que provocó el ratón para ser sacrificed. </li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen ningún conflicto de intereses o divulgación financiera que declarar.

Hay una multitud de fenómenos que un factor en la investigación inmunológica de alotrasplante, que incluyen pero no se limitan a los mecanismos de rechazo agudo y crónico, la presentación directa e indirecta antígeno, la sensibilización destinatario, o la inducción de quimerismo mixto. 19 Los modelos animales se han convertido el estándar de oro para el estudio de la inmunología del trasplante y modelos de ratón se implementan popularmente debido a su bajo costo, la disponibilidad de ratones transgénicos y kn...

El trasplante cardíaco es el tratamiento de elección para la insuficiencia cardíaca terminal. Tanto los avances técnicos como las innovaciones farmacológicas han impulsado el campo a tasas de aceptación temprana del injerto superiores al 90%. 12,13 A pesar de ello, el 60-80% de la supervivencia del injerto a 5 años está estancada y el rechazo crónico, caracterizado por vasculopatía del trasplante, sigue siendo inevitable. 14-16 Además, los pacientes son sometidos a múltiples procedimientos quirúrgicos e inmunosupresión de por vida, que se asocian con deformidades de la pared torácica y secuelas médicas y toxicidades, respectivamente. La necesidad de enfoques innovadores para prolongar la supervivencia del aloinjerto, minimizar los requisitos inmunosupresores y ofrecer opciones reconstructivas para las deformidades anatómicas es apremiante.
El alotrasplante compuesto vascularizado ofrece una estrategia única para mejorar los resultados del trasplante de corazón tanto desde el punto de vista inmunológico como reconstructivo. 17 Los aloinjertos compuestos vascularizados también son únicos en el sentido de que tienen una fuente inherente de células madre hematopoyéticas derivadas de donantes que han demostrado una capacidad favorable para reducir la inmunosupresión e inducir y mantener el quimerismo mixto. 1-8 Además, se ha demostrado que el cotrasplante de timo prolonga la supervivencia tanto de los trasplantes de órganos sólidos como de los aloinjertos compuestos vascularizados. 2,9-11 La combinación de estas estrategias con el trasplante cardíaco ofrece una solución novedosa a los retos mencionados anteriormente a los que se enfrenta el trasplante cardíaco. 18
Los modelos murinos sirven como excelentes plataformas para la investigación mecanicista in vivo debido a la disponibilidad de anticuerpos y cepas endogámicas y knockout bien definidas. 19-21 Aunque el trasplante cardíaco en ratones se estudia comúnmente utilizando un modelo de trasplante de sutura microquirúrgico intraabdominal heterotópico22-25, un modelo heterotópico, cervical, sin manguito de sutura, ha demostrado ser extremadamente replicable, confiable y conlleva menos tasas de trombosis. 19,26,27 El objetivo de este estudio es desarrollar una técnica heterotópica en bloque de trasplante osteomiocutáneo de pared torácica, timo y corazón en ratones para estudiar los mecanismos inmunológicos del alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura. Este aloinjerto en racimo se perfunde a través de la anastomosis del donante, descendiendo la aorta hasta la arteria carótida común derecha y la arteria pulmonar del donante hasta la vena yugular externa derecha. La preservación de los vasos torácicos internos y las ramas del timo asociadas es primordial para la perfusión de la pared torácica (esternón, costillas, músculos y piel) y el timo.

<table><tbody><tr>Solución <td></td><td></td><td>Euro-Collins</td><td>La solución no se compra comercialmente, sino que se prepara en el laboratorio. Para hacer una solución de 500 ml, agregue el ingrediente que se enumera a continuación a 330 ml de agua destilada doble. Mezcle bien y luego llene el resto de los 170 ml de agua bidestilada en la solución hasta un volumen final de 500 ml. Ingredientes: 1,02 g KH2PO4, 3,66 g K2HPO4, 0,56 g de KCl, 0,42 g de NaHCO3 y 17,52 g de glucosa.</td></tr><tr><td>Sutura</td><td>Ethilon</td><td>MWI 72667</td><td>6-0 Ethilon

https://www.mwivet.com (MWI - Suministros Veterinarios)</td></tr><tr><td>Vena de manguito de poliimida (21G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0043</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr> <tr><td>Arteria de manguito de poliimida (24G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0027</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr> <tr><td>Catéter de punta de plástico blando</td><td>Terumo</td><td>SR*OX2419CA</td><td>24G x 3/4"&nbsp;</td></tr><tr><td>dilatador microquirúrgico</td><td>S& T</td><td>D-5a.1</td><td>Dilatador, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d</td></tr></tbody></table>

un microquirúrgica modelo novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Se debe continuar explorando nuevas estrategias en el trasplante de órganos para prolongar la supervivencia del injerto y minimizar la necesidad de inmunosupresión de mantenimiento a largo plazo. El empleo del trasplante de médula ósea vascularizada y el cotrasplante de timo se han mostrado prometedores en este sentido en varios modelos animales. 1-11 El trasplante de médula ósea vascularizada permite la transferencia ininterrumpida de células de médula ósea del donante dentro del microambiente del donante preservado, y se ha demostrado que la incorporación de tejido de timo con el trasplante de médula ósea vascularizada aumenta el quimerismo de las células T, lo que en última instancia desempeña un papel de apoyo en la inducción de la regulación inmunitaria. La combinación de alotrasplante de órganos sólidos y alotrasplante compuesto vascularizado puede combinar de manera única estas estrategias en forma de un nuevo modelo de trasplante. Los modelos murinos sirven como un excelente paradigma para explorar los mecanismos del rechazo agudo y crónico, el quimerismo y la inducción de tolerancia, proporcionando así la base para propagar estrategias superiores de supervivencia del injerto para modelos animales más grandes y futuras aplicaciones clínicas. En este trabajo, desarrollamos un nuevo modelo heterotópico heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura. La experiencia en trasplantes singénicos y alogénicos se describe para futuras investigaciones inmunológicas más amplias a través de un manuscrito instructivo y un suplemento de video.

Singénica C57BL / 6 trasplantes logra la supervivencia a largo plazo. El diseño del aloinjerto (Figura 1) demostró ser un éxito desde una perspectiva supervivencia de los animales y la capacidad de evaluar la supervivencia del aloinjerto en curso. Esto fue demostrado a través de la piel suprayacente seguir siendo viable, crecimiento activo aloinjerto permanente del cabello, y los latidos del corazón pudieron ser evaluados con la visualización y palpación del dedo. Los datos de supervivencia se represent...

Para estudiar el alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado, describimos un nuevo modelo heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón heterotópico en bloque en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

El objetivo general de este protocolo es introducir un nuevo modelo murino de alotrasplante compuesto vascularizado y de órganos sólidos para investigar los efectos del tejido hematopoyético vascularizado y linfoide primario derivado del donante sobre la tolerancia inmunitaria y la supervivencia prolongada del aloinjerto. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del trasplante reconstructivo, como el papel del hueso vascularizado y el timo en la inducción de la tolerancia. La principal ventaja de esta técnica es que, por primera vez, se está trasplantando médula ósea y timo vascularizados combinados con un órgano sólido, el corazón y el sistema de modelos de masa inmunológicamente versátil.Las implicaciones de esta técnica se extienden desde la investigación inmunológica básica hacia la traslación terapéutica al ámbito clínico para tratar defectos tisulares complejos y, al mismo tiempo, mejorar la supervivencia a largo plazo en el trasplante de órganos sólidos. Los que demuestren este procedimiento serán el Dr. BC Oh y el Dr. Georg Furtmuller, becarios postdoctorales en el departamento de cirugía plástica y reconstructiva de la Universidad Johns Hopkins. Para empezar, después de anestesiar a un ratón donante macho de acuerdo con el protocolo de texto, mientras usa guantes estériles, use maquinillas mecánicas para eliminar el vello de la región cervical, torácica y abdominal.Sobre una superficie quirúrgica estéril, coloque al animal en posición supina. Coloque un cono nasal y mantenga el isoflurano al 1 al 2%Antes de la incisión en la piel, prepare ampliamente el sitio de la incisión usando un hisopo de algodón estéril para aplicar povidona antiséptico yodado seguido de alcohol isopropílico. Con unas tijeras, realice una transferencia superficial de las incisiones cutáneas a través de la piel cervical y abdominal.Conecte ambas incisiones bilateralmente, a lo largo de las líneas axilares medias. Con micropinzas, diseccione la región cervical bilateralmente para identificar las venas yugulares externas. Y con sutura de seda 6-0, ligar los vasos antes de usar unas tijeras para dividirlos.Luego, con electrocauterización, divida los músculos esternocleidomastoideos para exponer bilateralmente las venas yugulares internas y las arterias carótidas comunes. Pasar una sutura de seda 6 0 por debajo de las arterias carótidas comunes izquierda y derecha y las venas yugulares internas, respectivamente, en forma masiva. Mediante electrocauterio bipolar y disección aguda, divida los músculos pectorales mayores y las clavículas para exponer los vasos subclavios.Se utilizó sutura de seda 6-0 para ligar y dividir los vasos proximalmente. A continuación, agarre y retire suavemente el pene del animal. A lo largo del dorso del pene, ubique la vena dorsal y use alcohol isopropílico para desinfectar la región.Luego, con una aguja de calibre 30, inyecte 30.000 unidades de heparina por vía intravenosa a través de la vena dorsal y permita que el pene retroceda a su posición original. Con los lazos de bulto previamente colocados alrededor de la arteria carótida común y la vena yugular interna, ligar y dividir las estructuras bilateralmente. Ahora use unas tijeras para hacer una incisión transversal para acceder a la cavidad abdominal.Eviscerar los intestinos para exponer la vena cava inferior intrahepática e inyectar dos mililitros de solución fría de cardioplejia EuroCollins en la vena cava inferior intrahepática. Asegúrese de que la inyección sea adecuada visualizando la decoloración del hígado y el cese de los latidos del corazón. Con ayuda de tijeras, se accede a la cavidad intratorácica a través de una incisión diafragmática bilateral desde el abdomen expuesto, extendiendo la incisión cefálica a través de los músculos intercostales y las costillas.El uso de hilo dental en el tronco pulmonar y el corazón mediante el uso de la solución EuroCollin es fundamental para evitar que el microtromboembolismo permanezca dentro de la circulación coronaria. Después de inyectar la solución fría de EuroCollins en la vena cava inferior superhepática de acuerdo con el protocolo de texto, identifique la raíz de la aorta y trace distalmente hasta la aorta descendente. Corte bruscamente la aorta descendente, conservando la longitud máxima.Ahora identifique el tronco pulmonar y divídalo justo proximal a su punto de ramificación, conservando la longitud máxima. Luego, usando dos mililitros de solución fría para cardioplejia EuroCollins, enjuague el tronco pulmonar y el corazón colocando un catéter de cinta plástica blanda en la luz del tronco pulmonar. Con sutura de seda 6-0, ligar y dividir la vena cava inferior, confluencia de venas pulmonares y ramas accesorias de la vena cava superior bilateral.A continuación, evalúe y diseccione el corazón cefálico de las inserciones a lo largo de los bronquios del tallo principal y la tráquea con cuidado, para no entrar en las vías respiratorias. Con electrocauterización aguda y bipolar, diseccionar la pared torácica, el timo y el corazón, liberándolo completamente del ratón donante. Finalmente, con unas tijeras, recorte la pared torácica del aloinjerto ex vivo a un tamaño más pequeño a lo largo del esternón y los costes laterales, teniendo cuidado de no alterar los vasos torácicos internos.Para minimizar la hemorragia después de la revascularización, utilice la electrocauterización bipolar a lo largo de los bordes del esternón osteomusculocutáneo. Después de preparar al ratón receptor de acuerdo con el protocolo de texto, coloque el ratón en posición supina e incline la extremidad superior derecha con una orientación ligeramente inferior, formando un ángulo de 110 grados entre la cabeza y la extremidad superior derecha. Hacer una incisión desde la línea media a lo largo del borde inferior derecho de la mandíbula y extender la incisión infralateralmente hasta la región torácica derecha.Con la disección roma con pinzas microvasculares, se moviliza la vena yugular externa liberando circunferencialmente el vaso de los tejidos blandos y la adventicia. Utilice la electrocauterización para dividir todas las ramas y extirpar el lóbulo derecho de la glándula submandibular con disección aguda y electrocauterización para liberar el espacio para el aloinjerto. Asegúrese de que la vena yugular tenga suficiente longitud para evertirla sobre un manguito y ligar la vena yugular externa con una sutura de seda 6-0.A continuación, inserte la vena a través del lumen de un manguito de poliamida precortado y utilice una pinza microvascular bulldog para fijar el complejo del manguito vascular en su lugar. Coloque el manguito y use una sutura de nailon 10-0 para fijarlo en su lugar. Al realizar la electrocauterización bipolar, divida el músculo esternocleidomastoideo derecho para exponer la arteria carótida común.Con fórceps y disección roma, movilizar circunferencialmente las arterias cefálicas hasta el punto más distal dentro de la región cervical mediante la extirpación de tejido blando y adventicia circundante. Con una sutura de seda 6-0, ligar y dividir la arteria carótida común. Pase la arteria a través del lumen de un manguito de poliamida precortado y use una pinza microvascular bulldog para fijarla en su lugar lo más cerca posible de la entrada torácica.A continuación, divida el vaso distalmente. Use un dilatador microquirúrgico para dilatar suavemente el vaso, inviértalo sobre el manguito y use una sutura de nailon 10-0 para fijarlo en su lugar. Mientras mantiene las condiciones estériles, coloque el lumen aórtico descendente del donante sobre la construcción del manguito arterial en el receptor y use una sutura de nailon 10-0 para fijarlo en su lugar.Forma una anastomosis similar entre la arteria pulmonar donante y la construcción del manguito de la vena yugular externa evertida del ratón receptor. A continuación, retire la pinza microvascular de Venus seguida de la pinza arterial. A continuación, inspeccione todo el aloinjerto en busca de hemorragia y, si está presente, mitigue el sangrado de acuerdo con el protocolo de texto.Inspeccione el injerto y asegúrese de que se hemostasia antes de liberar y retirar completamente la pinza microvascular arterial. Observe el corazón para identificar los signos de reperfusión, que serán instantáneamente aparentes con la rápida expansión del volumen de las cámaras cardíacas y espere a que comience el goteo dentro de los 30 a 60 segundos. Use solución salina tibia para humedecer el corazón, luego coloque la pared torácica en una posición anatómica para no inducir ninguna torcedura o tensión en las anastomosis.Por último, utilizar suturas de nylon 6-0 para cerrar la piel de la herida quirúrgica y realizar los cuidados postoperatorios según el protocolo de texto. Los pasos más críticos del procedimiento son la realización de una anastomosis del manguito sin sutura de extremo a extremo, el mantenimiento de una hemostasia meticulosa con electrocauterización durante la reperfusión y la garantía de la perfusión de todos los componentes del gráfico de tejido compuesto. El aloinjerto combinado de VCA y órgano sólido se monta sobre el manguito de poliamida previamente colocado en el cuello del receptor, lo que ilustra la posición óptima del injerto y el montaje meticuloso del vaso donante en la construcción del manguito.El diseño del aloinjerto demostrado aquí fue aprobado como factible para mantener la perfusión a la pared torácica con un impacto mínimo para el animal receptor. Aquí se presentan los datos de supervivencia de los ratones trasplantados singénicos. El tiempo medio de supervivencia fue superior a 109 días, lo que sugiere que el aspecto técnico del aloinjerto trasplantado está diseñado para perfundir la totalidad de la pared torácica, el timo y el corazón.Además, este modelo de ratón no solo es factible, sino que se puede replicar. Una vez dominada, esta técnica se puede hacer en 90 minutos si se realiza en un enfoque de dos equipos. Al intentar este procedimiento, es importante recordar que la hemostasia durante todo el procedimiento es primordial, y la minimización de las torceduras durante la inserción del injerto también es muy importante.Esta técnica allana el camino para que los investigadores en los campos del transporte reconstructivo y el transporte de órganos sólidos exploren el papel de la médula ósea vascularizada y el timo como posibles adjuntos al transporte de órganos sólidos para mejorar la supervivencia del aloinjerto. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo establecer un modelo murino de alotransporte combinado de órganos sólidos y compuestos vascularizados a través de un trasplante heterotópico de pared torácica, timo y corazón.

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Investigación

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Medicina

El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

El modelo de trasplante de corazón murino de cuello uterino es muy adecuado para inmunológica así como estudios de la lesión de reperfusión de isquemia. Hemos modificado el procedimiento utilizando una técnica de manguito no sutura y realizado más de 1.000 trasplantes de éxito con este enfoque.  En esto, proporcionamos detalles adicionales de esta técnica para complementar el vídeo.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Se demuestra una técnica para el procedimiento microquirúrgico para el trasplante heterotópico de corazones en ratones, incluyendo métodos simplificados para la recolección de donantes y la anastomosis de los vasos receptores.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

La técnica del manguito acorta y facilita el modelo de trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones al evitar anastomosis de sutura técnicamente desafiantes de vasos pequeños. Los detalles técnicos mostrados en este video artículo deberían permitir a los investigadores establecer este modelo en sus laboratorios.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

Aquí, describimos un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras.

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Una técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón del ratón se demuestra.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

En el presente protocolo, se utiliza un modelo de trasplante cardíaco de ratón para investigar el mecanismo del rechazo del aloinjerto cardíaco. En este modelo heterotópico de trasplante cardíaco, se mejora la eficiencia de la operación y la supervivencia de los injertos cardíacos se garantiza mediante una anastomosis cervical de extremo a extremo de la implantación cardíaca utilizando una técnica de manguito modificado.

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Este protocolo presenta una técnica de trasplante cardíaco heterotópico cervical sin manguito y basada en sutura, diseñada para permitir la colocación fiable de un segundo injerto cardíaco heterotópico para evaluar la tolerancia inmunitaria específica del donante bajo condiciones fisiológicas con mínima interferencia de material extraño.

Modelo cervical basado en suturas sin manguito para trasplante cardíaco heterotópico secundario con el fin de evaluar la tolerancia inmunitaria específica del donante en ratones

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Aprende un modelo murino de trasplante heterotópico de pared torácica, timo y corazón en ratones. Esta técnica microquirúrgica permite estudiar la tolerancia inmunológica y mejorar la supervivencia del aloinjerto en investigación de trasplantes.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

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