Name: Ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 15 s
Description: Aprende el trasplante ortotópico de extremidad posterior en ratón mediante la técnica de manguito sin sutura para anastomosis microvascular. Este modelo facilita el estudio de respuestas aloinmunes en trasplantes compuestos vascularizados.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo fue apoyado por el Ejército, la Marina, el NIH, la Fuerza Aérea, VA y Asuntos de la Salud para apoyar el esfuerzo AFIRM II, en virtud de la adjudicación núm W81XWH-13-2-0053. El Ejército de los EE.UU. de Investigación Médica Adquisición Actividad, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702 a 5014 es la oficina de adquisición y administración de adjudicación. Las opiniones, interpretaciones, conclusiones y recomendaciones son las del autor y no necesariamente son compartidas por el Departamento de Defensa. Los autores desean agradecer a Jessica Izzi, DVM, Caroline Garrett, DVM y Julie Watson, DVM, por su excelente apoyo veterinario durante este estudio.

Todos los experimentos se llevaron a cabo de conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio del Instituto Nacional de Salud (NIH) y fueron aprobados por el Comité de la Universidad Johns Hopkins y Uso Animal Care (JHUACUC). Los procedimientos específicos se realizaron bajo el protocolo ACUC MO13M108 aprobado. 1. Operación del Donante <ol><li> Administrar analgesia en el punto de tiempo apropiado para cada formulación farmacológica antes de la cirugía. De acuerdo con el cuidado de los animales y el uso del protocolo aprobado el uso de 0,1 mg / kg de peso corporal por vía subcutánea de buprenorfina 1 hora antes de la incisión de la piel. </li><li> Sedar al donante con isoflurano aplica a través de una cámara unida a un vaporizador de isoflurano al 4%; mantener sedación y anestesia en 2% a través de un cono de nariz. Realizar toe retirada pizca reflexión para controlar la profundidad de la anestesia antes de la iniciación del procedimiento. </li><li> Use mascarillas, batas y guantes desechables de aislamiento. </li><li> Afeitar el ar quirúrgicaea, en particular, la extremidad posterior y la ingle, y de preparación con 10% de povidona - yodo. </li><li> Utilice un paño campo estéril, instrumentos esterilizados en autoclave y un microscopio de gran aumento (40X). </li><li> Hacer incisión en la piel de la ingle con tijeras proximalmente a la zona de la mitad del muslo y conectar circunferencialmente la incisión para demarcar la extremidad posterior del resto del cuerpo del ratón. </li><li> Identificar y disecar la arteria femoral, la vena y el nervio. Separar las tres estructuras utilizando fórceps y micro-tijeras. </li><li> Una vez se diseca el pedículo vascular dividir los vasos a nivel del ligamento inguinal usando micro tijeras. </li><li> A continuación, continuar dividiéndose los individuales ventral (gracilis y los músculos del muslo medial) y grupos de músculos dorsales 20 proximal a la altura de la mitad del muslo para separar el injerto del animal donante con unas tijeras. </li><li> Seccionar el fémur y cortar a la mitad de la diáfisis femoral con unas tijeras. </li><li> La eutanasia a los animales por sobredosis de isoflurano folguido por dislocación cervical. Confirmar el cese de los latidos del corazón y la respiración. </li><li> Enjuague el miembro con 2 ml heparinizada (30 IE) frío (4 ° C) de solución salina mediante el uso de un 33 G de lavado de la aguja montada en una jeringa (ver Materiales Tabla). </li><li> Coloque un manguito de poliamida en la vena femoral y la arteria, respectivamente. </li><li> Envolver injerto en gasa de algodón húmeda, lugar en placa de Petri y se almacena a 4 ° C hasta su inserción. </li></ol> 2. Receptor Operación <ol><li> La eliminación de la extremidad posterior <ol><li> Administrar analgesia en el punto de tiempo apropiado para cada formulación farmacológica antes de la cirugía. De acuerdo con el cuidado de los animales y el uso del protocolo aprobado el uso de 0,1 mg / kg de peso corporal de buprenorfina SC 1 hora antes de la incisión de la piel. </li><li> Sedar al donante con isoflurano aplica a través de una cámara unida a un vaporizador de isoflurano al 4%; mantener sedación y anestesia en 2% a través de un cono de nariz. Realizar la retirada del dedo del pie pizca de reflexión para supervisar el departamentoh de la anestesia antes de la iniciación del procedimiento. </li><li> Utilice la pomada veterinaria en los ojos del ratón para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia. </li><li> Afeitar el área quirúrgica, en particular, la extremidad posterior y la ingle y de preparación con 10% de povidona - yodo. </li><li> Hacer incisión en la piel de la ingle con tijeras proximalmente a la zona de la mitad del muslo y conectar circunferencialmente la incisión para demarcar la extremidad posterior del resto del cuerpo del ratón. </li><li> Identificar y disecar la arteria femoral, la vena y el nervio y separar las tres estructuras utilizando fórceps y micro-tijeras. </li><li> Una vez se diseca el pedículo vascular, sujetar los vasos femorales en el nivel del ligamento inguinal. </li><li> Cortar los vasos distal a nivel de la arteria epigástrica superficial. </li><li> A continuación, continuar dividiéndose los individuales ventral (gracilis y los músculos del muslo medial) y grupos de músculos dorsales 20 proximal a la altura de la mitad del muslo para separar el li trasera nativamb de los animales receptores con unas tijeras. </li><li> Seccionar el fémur en el medio del eje femoral usando tijeras. </li><li> Cauterizar los músculos del muslo previamente cortados transversalmente para prevenir el sangrado del sitio de la disección y por lo tanto la pérdida de sangre del receptor. </li></ol></li><li> Implantación <ol><li> Minimizar la pérdida de fluido mediante la irrigación del campo operatorio con solución salina caliente (37 ° C) y la inyección de 0,3 ml de solución salina caliente antes y después de la operación. </li><li> Coloque el injerto de una manera que refleja la posición anatómica precisa de la extremidad posterior nativa alineando el hueso del fémur del receptor y el injerto y la conexión mediante una aguja espinal 20 G como una varilla intramedular. </li><li> Coaptar los grupos de músculos dorsales y ventrales utilizando material de sutura absorbible (6-0 Polysorb). </li><li> Conectar los vasos femorales utilizando la técnica de manguito no de sutura; en detalle, tire de la parte receptora de la embarcación durante los puños montados previamente en el recipiente extremos de los Graft. Utilice una sutura de nylon 10-0 y realizar un empate circunferencial para fijar el buque receptor en el manguito. </li><li> A continuación liberar las abrazaderas. En esta etapa verificar visualmente la rotación del manguito y un posicionamiento óptimo para evitar errores de rotación y el retorcimiento de los vasos. </li><li> Realice una hemostasia meticulosa usando cauterio electro con un enfoque particular en la interfase con el donante receptor muscular y los extremos de los huesos. </li><li> Cierre la piel con suturas de nylon no absorbibles (6-0 Ethilon). </li><li> Establecer las condiciones normotérmicas permitiendo que el animal se recupere en su jaula bajo una lámpara de calentamiento. Continuar el seguimiento regular durante al menos 4 horas antes de devolverlo a la instalación de la vivienda. </li><li> Proporcionar analgesia postoperatoria con buprenorfina a una dosis de 0,1 mg / kg SC cada 6-8 horas durante 3 días. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Khalifian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+transplantation%3A+the+first+9+years%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Facial transplantation: the first 9 years.</a> Lancet. , (2014).</li>
<li>Petruzzo, P., Dubernard, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+International+Registry+on+Hand+and+Composite+Tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Transpl%22%5BJournal%5D)">The International Registry on Hand and Composite Tissue allotransplantation.</a> Clin. Transpl. , 247-253 (2011).</li>
<li>Shores, J. T., Brandacher, G., Lee, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hand+and+Upper+Extremity+Transplantation%3A+An+Update+of+Outcomes+in+the+Worldwide+Experience%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Hand and Upper Extremity Transplantation: An Update of Outcomes in the Worldwide Experience.</a> Plast. Reconstr. Surg. , (2014).</li>
<li>Levi, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+abdominal+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the abdominal wall.</a> Lancet. 361, 2173-2176 (2003).</li>
<li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22N.Engl.J.+Med%22%5BJournal%5D)">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> N.Engl.J. Med. 344, 1676-1679 (2001).</li>
<li>Rose, K. G., Sesterhenn, K., Wustrow, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+allotransplantation+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Tracheal allotransplantation in man.</a> Lancet. 1, 433(1979).</li>
<li>Hofmann, G. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allogeneic+vascularized+transplantation+of+human+femoral+diaphyses+and+total+knee+joints--first+clinical+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Allogeneic vascularized transplantation of human femoral diaphyses and total knee joints--first clinical experiences.</a> Transplant. Proc. 30, 2754-2761 (1998).</li>
<li>Hu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preliminary+report+of+penile+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Urol%22%5BJournal%5D)">A preliminary report of penile transplantation.</a> Eur. Urol. 50, 851-853 (2006).</li>
<li>Brannstrom, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Livebirth+after+uterus+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Livebirth after uterus transplantation.</a> Lancet. , (2014).</li>
<li>Sarhane, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnosing+skin+rejection+in+vascularized+composite+allotransplantation%3A+advances+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Diagnosing skin rejection in vascularized composite allotransplantation: advances and challenges.</a> Clin. Transplant. 28, 277-285 (2014).</li>
<li>Schneeberger, S., Khalifian, S., Brandacher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunosuppression+and+monitoring+of+rejection+in+hand+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Tech.+Hand+Up.+Extrem.+Surg%22%5BJournal%5D)">Immunosuppression and monitoring of rejection in hand transplantation.</a> Tech. Hand Up. Extrem. Surg. 17, 208-214 (2013).</li>
<li>Lee, W. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relative+antigenicity+of+components+of+a+vascularized+limb+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Relative antigenicity of components of a vascularized limb allograft.</a> Plast. Reconstr. Surg. 87, 401-411 (1991).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemiface+allotransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Hemiface allotransplantation in the mouse.</a> Plast. Reconstr. Surg. 129, 867-870 (2012).</li>
<li>Ibrahim, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+heterotopic+swine+hind+limb+transplant+model+for+translational+vascularized+composite+allotransplantation+%28VCA%29+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research.</a> J Vis Exp. , (2013).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> J Vis Exp. , (2014).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+hind+limb+transplantation%3A+a+new+composite+tissue+allotransplantation+model+using+nonsuture+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery.</a> Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).</li>
<li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141, 682-689 (2007).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+heterotopic+arterialized+liver+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse.</a> J. Surg. Res. 93, 97-100 (2000).</li>
<li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse limb transplantation model.</a> Microsurgery. 19, 209-213 (1999).</li>
<li>Schneeberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper-extremity+transplantation+using+a+cell-based+protocol+to+minimize+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Upper-extremity transplantation using a cell-based protocol to minimize immunosuppression.</a> Ann. Surg. 257, 345-351 (2013).</li>
<li>Azari, K., Brandacher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite allotransplantation.</a> Curr Opin Organ Transplant. 18, 631-632 (2013).</li>
<li>Pomahac, B., Gobble, R. M., Schneeberger, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+and+hand+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Perspect.+Med%22%5BJournal%5D)">Facial and hand allotransplantation.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, (2014).</li>
<li>Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+and+limits+of+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Perspect.+Med%22%5BJournal%5D)">Lessons and limits of mouse models.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Med. 3, a015495(2013).</li>
<li>Lin, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neck+as+a+preferred+recipient+site+for+vascularized+composite+allotransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse.</a> Plast. Reconstr. Surg. 133, 133e-141e (2014).</li>
<li>Shapiro, R. I., Cerra, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+reimplantation+and+transplantation+of+a+complex+organ%3A+the+rat+hind+limb%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb.</a> J. Surg. Res. 24, 501-506 (1978).</li>
<li>Leto Barone, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+gracilis+myocutaneous+free+flap+in+swine%3A+an+advantageous+preclinical+model+for+vascularized+composite+allograft+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">The gracilis myocutaneous free flap in swine: an advantageous preclinical model for vascularized composite allograft transplantation research.</a> Microsurgery. 33, 51-55 (2013).</li>
<li>Mathes, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preclinical+canine+model+for+composite+tissue+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">A preclinical canine model for composite tissue transplantation.</a> J. Reconstr. Microsurg. 26, 201-207 (2010).</li>
<li>Barth, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+survival+of+composite+facial+allografts+in+non-human+primates+associated+with+posttransplant+lymphoproliferative+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Prolonged survival of composite facial allografts in non-human primates associated with posttransplant lymphoproliferative disorder.</a> Transplantation. 88, 1242-1250 (2009).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Res+C+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Res C Embryo Today. 96, 39-50 (2012).</li>
<li>Foster, R. D., Liu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hindlimb+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hindlimb transplantation in the mouse.</a> J. Reconstr. Microsurg. 19, 49(2002).</li>
<li>Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Mouse+Model+for+Heterotopic+Limb+and+Composite-Tissue+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Development of a Mouse Model for Heterotopic Limb and Composite-Tissue Transplantation.</a> J. Reconstr. Microsurg. 17, 267-274 (2001).</li>
<li>Zhang, F., Shi, D. Y., Kryger, Z., Moon, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse limb transplantation model.</a> Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).</li>
<li>Schneeberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atypical+acute+rejection+after+hand+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Atypical acute rejection after hand transplantation.</a> Am. J. Transplant. 8, 688-696 (2008).</li>
<li>Mathes, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+mixed+hematopoietic+chimerism+permits+tolerance+of+vascularized+composite+allografts+across+a+full+major+histocompatibility+mismatch+in+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Int%22%5BJournal%5D)">Stable mixed hematopoietic chimerism permits tolerance of vascularized composite allografts across a full major histocompatibility mismatch in swine.</a> Transpl. Int. 27, 1086-1096 (2014).</li>
<li>Yamada, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+CTLA4Ig+for+induction+of+mixed+chimerism+and+renal+allograft+tolerance+in+nonhuman+primates%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Use of CTLA4Ig for induction of mixed chimerism and renal allograft tolerance in nonhuman primates.</a> Am. J. Transplant. 14, 2704-2712 (2014).</li>
<li>Sachs, D. H., Kawai, T., Sykes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+tolerance+through+mixed+chimerism%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Perspect.+Med%22%5BJournal%5D)">Induction of tolerance through mixed chimerism.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, a015529(2014).</li>
<li>Kawai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> N. Engl. J. Med. 358, 353-361 (2008).</li>
<li>Kawai, T., Sachs, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tolerance+induction%3A+hematopoietic+chimerism%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Tolerance induction: hematopoietic chimerism.</a> Curr Opin Organ Transplant. 18, 402-407 (2013).</li>
<li>Kawai, T., Sachs, D. H., Sykes, M., Cosimi, A. .B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> N. Engl. J. Med. 368, 1850-1852 (2013).</li>
<li>Leventhal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimerism+and+tolerance+without+GVHD+or+engraftment+syndrome+in+HLA-mismatched+combined+kidney+and+hematopoietic+stem+cell+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Transl.+Med%22%5BJournal%5D)">Chimerism and tolerance without GVHD or engraftment syndrome in HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation.</a> Sci. Transl. Med. 4, 124-128 (2012).</li>
<li>Cendales, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Banff+2007+working+classification+of+skin-containing+composite+tissue+allograft+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">The Banff 2007 working classification of skin-containing composite tissue allograft pathology.</a> Am. J. Transplant. 8, 1396-1400 (2008).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen ningún interés financiero contrapuesto.

Vascularizado compuesto alotrasplante, tales como las extremidades superiores y el trasplante de cara para la reconstrucción de defectos de tejidos devastadores, se ha desarrollado como una opción válida de tratamiento para los pacientes que no modificables a procesos de reconstrucción convencionales. Los avances técnicos en el campo de la microcirugía reconstructiva, así como una vasta experiencia con potente inmunosupresor y terapias inmunomoduladoras en el trasplante de órganos sólidos, ahora permite la supervivencia...

A finales de los noventa se anunciaron los días pioneros del trasplante reconstructivo con el primer trasplante de mano exitoso realizado en Francia en 1998. Desde entonces, el uso de VCA para la reconstrucción de defectos tisulares devastadores se ha empleado con éxito en un amplio espectro de pacientes. Hasta la fecha, el mundo cuenta con 76 receptores de 112 extremidades superiores, así como 31 rostros 1-3. Además, se han realizado varios otros tipos de VCA como la pared abdominal 4, la laringe 5, la tráquea 6, las articulaciones vascularizadas 7 e incluso el pene 8. Además, recientemente se ha reportado el nacimiento vivo de un bebé después de un trasplante de útero 9. Esta creciente experiencia mundial es indicativa de cómo el trasplante reconstructivo se ha convertido en una opción terapéutica válida para los pacientes que sufren defectos tisulares funcionales significativos que no pueden ser modificados por la cirugía y el tratamiento reconstructivo y restaurador convencional. 
Si bien la idea de reemplazar "igual por igual" despertó entusiasmo clínico, el escepticismo inicial aún prevalece con respecto a los efectos secundarios de la inmunosupresión convencional de dosis alta necesaria para mantener los aloinjertos y su función 10,11. Sin embargo, como se muestra en el trabajo seminal de Lee et al., estos injertos compuestos tienen menos probabilidades de rechazarse que sus componentes individuales y, además, algunos de los componentes del tejido, como el compartimento óseo vascularizado, han alimentado el optimismo, ya que podrían ejercer efectos inmunológicos únicos en el equilibrio de la aceptación y el rechazo inmunológico 12. 
Nuestro grupo fue pionero en varios modelos animales microquirúrgicos para el trasplante de órganos sólidos, así como para el alotrasplante compuesto vascularizado 13-19. En este trabajo describimos un procedimiento quirúrgico novedoso que utiliza una técnica de manguito sin sutura para realizar una anastomosis supermicrovascular en un modelo ortotópico de trasplante de extremidades traseras de ratón. Este modelo de trasplante proporciona una herramienta útil para investigar los mecanismos de aceptación y rechazo inmunitarios, así como el papel de los componentes individuales del tejido, como el compartimento de la médula ósea vascularizada, hacia la inducción de la tolerancia en el entorno inmunológicamente versátil de la especie de ratón. Además, la colocación ortotópica de la extremidad abre las posibilidades para la regeneración nerviosa y los estudios de resultados funcionales, que son de vital importancia para el establecimiento de la VCA.

<table><tbody><tr><td>Sutura, 6-0 Nylon</td><td>MWI</td><td>31849</td><td></td></tr><tr><td>Sutura, 6-0 Polysorb</td><td>MWI</td><td>72667</td><td></td></tr><tr><td>Sutura, 10-0 Nylon</td><td>Aero Surgical</td><td>TK-107038</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de poliimida, tamaño 25</td><td>Vention Medical</td><td>141-0023</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de poliimida, tamaño 27</td><td>Vention Medical</td><td>141-0015</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas microvasculares (individuales)</td><td>Synovis</td><td>00396</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Microvasculares (Dobles)</td><td>Synovis</td><td>00414</td><td></td></tr><tr><td>Microtijeras</td><td>Synovis</td><td>SAS-18</td><td></td></tr><tr><td>Micropinzas</td><td>Synovis</td><td>FRS-15 RM-8</td><td></td></tr><tr><td>Microdilatadores</td><td>Synovis</td><td>FRS-15 RM-8D.1</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Needledriver</td><td>Synovis</td><td>C-14</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de micro-abrazadera</td><td>Synovis</td><td>CAF-4</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de microlavado</td><td>Hamilton</td><td></td><td>10 mm, 30 grados, 33 g</td></tr><tr><td>Solución de timbres lactatos</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9968051</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>Número DEA requerido; Se obtiene de la farmacia hospitalaria.</td></tr><tr><td>Enrofloxacina; Baytril</td><td>Bayer Health Care</td><td>186599</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td></td><td></td><td>Obtenida de farmacia hospitalaria</td></tr></tbody></table>

ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

Los sistemas de modelos animales in vivo, y en particular los modelos de ratón, han evolucionado hasta convertirse en herramientas científicas potentes y versátiles indispensables para la investigación básica y traslacional en el campo de la medicina de trasplantes. Una amplia gama de reactivos está disponible exclusivamente en este entorno, incluidos los anticuerpos monoclonales y policlonales para aplicaciones diagnósticas e intervencionistas. Además, un gran número de cepas genotipadas, endogámicas, transgénicas y knock out permiten una investigación detallada de las contribuciones individuales de los componentes humorales y celulares a la compleja interacción de una respuesta inmunitaria y convierten al ratón en el estándar de oro para la investigación inmunológica. 
El alotrasplante compuesto vascularizado (VCA) delinea un nuevo campo de trasplante utilizando aloinjertos para reemplazar "lo similar con lo similar" en pacientes que sufren pérdida de tejido traumática o congénita. Este protocolo metodológico quirúrgico muestra el uso de una técnica de manguito sin sutura para la anastomosis supermicrovascular en un modelo ortotópico de trasplante de extremidades traseras de ratón. El modelo permite específicamente la comparación entre los paradigmas establecidos en el trasplante de órganos sólidos con una nueva forma de trasplante que consiste en varios componentes tisulares diferentes. De manera única, este modelo permite el trasplante de un compartimento y nicho de médula ósea vascularizada viable que tiene el potencial de ejercer un efecto beneficioso sobre el equilibrio de la aceptación y el rechazo inmunológico. Esta técnica proporciona una herramienta para investigar el reconocimiento de aloantígenos y el rechazo y la aceptación del aloinjerto, así como permite la realización de estudios de regeneración funcional del nervio para avanzar aún más en este nuevo campo del trasplante.

Realización de alotrasplante compuesto vascularizado en un modelo de ratón usando una técnica no sutura del manguito permite lograr una excelente y de larga supervivencia del injerto plazo y animal como se muestra en la Figura 1. Además, se representa un método fiable de obtener resultados reproducibles de rechazo gradual aloinjerto en compuesto vascularizado alotrasplante como se documenta por las imágenes que se muestran en la Figura <...

Este modelo novedoso para posterior trasplante ortotópico extremidad en el ratón, la aplicación de una técnica de manguito no de sutura para la anastomosis super-microvascular, proporciona una herramienta poderosa para la investigación inmunológica in vivo mecanicista relacionada con alotrasplante compuesto vascularizado (VCA).

Ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

El objetivo general de este video instructivo es presentar un modelo murino de trasplante ortotópico de extremidad inferior utilizando una técnica de manguito sin sutura para la anastomosis supermicrovascular. Los modelos animales son fundamentales para comprender y tratar las enfermedades humanas, y han allanado el camino para que el trasplante reconstructivo se convierta en una realidad clínica durante las últimas dos décadas. Este modelo en particular puede ayudar a responder preguntas clave relacionadas con la fisiología de la respuesta aloinmune específica de los injertos compuestos vascularizados.La principal ventaja de la técnica es que la técnica de manguito sin sutura reduce significativamente la complejidad y aumenta la tasa de éxito de este procedimiento supermicrovascular. Tras confirmar el nivel adecuado de sedación mediante el pellizco del dedo del pie, afeite la extremidad trasera y la ingle del animal donante. A continuación, desinfecte la piel con yodo povidona al 10 % y coloque el ratón bajo un microscopio estereoscópico.Con tijeras, comience la extracción del miembro donante mediante una incisión en la piel de la ingle, proximal a la región media del muslo. Conecte circunstancialmente la incisión para delimitar la extremidad trasera del resto del cuerpo. Identifique y diseque la arteria, la vena y el nervio femorales.Luego, utilice pinzas y microtijeras para separar las tres estructuras. Es fundamental evitar el microtrauma en la pared del vaso mediante una técnica de no contacto para garantizar el éxito del procedimiento. Una vez que se haya diseccionado el pedículo vascular, use las microtijeras para dividir los vasos en el ligamento inguinal.Continúe dividiendo los grupos musculares ventrales y dorsales individuales aproximadamente a la mitad del muslo para separar el injerto del animal donante. Luego, seccione el fémur cortando en la parte media del eje femoral. Utilizando una jeringa equipada con una aguja de calibre 33, lave el miembro extraído con dos ml de solución salina heparinizada a cuatro grados Celsius.Luego, coloque fundas individuales de poliimida sobre la vena y la arteria femoral. Y guarde el injerto en gasa de algodón húmeda dentro de una placa de Petri a cuatro grados Celsius hasta su inserción. La colocación del pesis sobre las fundas de poliimida es la etapa única más crítica del procedimiento.Como la mala posición puede afectar el flujo sanguíneo y una presión inadecuada sobre los tejidos puede exponer algunos tejidos a antibióticos, aumentando la probabilidad de formación de trombosis. Para retirar la extremidad trasera del receptor, inyecte 0,3 mL de solución salina tibia por vía intraperitoneal. Realice una incisión circunferencial alrededor de la extremidad trasera e identifique y diseque la arteria, la vena y el nervio femorales tal como se acaba de demostrar.Una vez que se haya diseccionado el pedículo vascular, coloque una pinza en los vasos femorales a nivel del ligamento inguinal y corte los vasos distalmente en la arteria epigástrica superficial. Continúe dividiendo los grupos musculares ventrales y dorsales individuales aproximadamente a la mitad del muslo para separar la extremidad trasera nativa del animal receptor.Luego, seccione el fémur en la mitad del cuerpo del fémur. A continuación, utilice una aguja espinal de calibre 20 como varilla intramedular y alinee los huesos femorales del receptor y del injerto en la posición nativa de la extremidad trasera. Conecte los huesos femorales del donante y del receptor.Utilice material de sutura absorbible para coaptar los grupos musculares ventral y dorsal. Realizar esta alineación con precisión y rapidez evita una pérdida sanguínea prolongada desde la cavidad ósea. Para conectar los vasos femorales, tire del lado del receptor del vaso sobre las cánulas de poliimida.Y utilice una sutura de nylon 10-0 para fijar el vaso receptor al manguito con un lazo circunferencial. Una vez que el vaso esté estabilizado, libere las pinzas. Y verifique visualmente que los manguitos no estén mal rotados.Verifique visualmente la hemostasia y utilice electrocoagulación para detener cualquier fuente de sangrado. Luego cierre la piel con suturas de nylon no absorbibles. Y supervise al animal hasta que se recupere completamente.La realización de trasplantes compuestos vascularizados en un modelo murino utilizando esta técnica de manguito sin sutura facilita lograr una supervivencia excelente y a largo plazo del injerto y del animal. Además, esta técnica representa un método confiable para obtener resultados reproducibles de rechazo gradual del aloinjerto y un modelo de trasplante compuesto vascularizado, como lo documentan las imágenes. De hecho, el análisis histológico de tejidos obtenidos de animales que experimentan rechazo subraya aún más la dinámica reproducible del rechazo del aloinjerto en este modelo murino.Una vez dominada, esta técnica puede completarse en 90 a 120 minutos, si se realiza adecuadamente. Al intentar este procedimiento, es fundamental recordar prestar la máxima atención al manejo del tejido y evitar cualquier tipo de sangrado. Después de su desarrollo, esta técnica puede allanar el camino para los investigadores en el campo del trasplante reconstructivo.Para explorar preguntas mecanicistas básicas relacionadas con la aloinmunidad de los injertos alogénicos compuestos vascularizados. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar todos los pasos críticos de un trasplante ortotópico de extremidad trasera en el ratón.

orthotopic-hind-limb-transplantation-in-the-mouse

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

A continuación se describe la rata ortotópico patas traseras procedimiento de trasplante, lo que parece ser el estándar de...

Ortotópico patas traseras trasplante en ratas

Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

El trasplante ortotópico aórtica en los ratones para el Estudio de la Enfermedad Vascular

Se demuestra una técnica para el procedimiento microquirúrgico para el trasplante heterotópico de corazones en ratones, incluyendo métodos simplificados para la recolección de donantes y la anastomosis de los vasos receptores.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

Para estudiar el alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado, describimos un nuevo modelo heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón heterotópico en bloque en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Este protocolo presenta un modelo robusto y reproducible de alotrasplante compuesto vascularizado (VCA) orientado al estudio simultáneo de la inmunología y la recuperación funcional. El tiempo invertido en la técnica meticulosa en un trasplante ortotópico de las extremidades traseras de la parte media derecha con anastomosas vasculares cosidas a mano y coaptación neuronal produce la capacidad de estudiar la recuperación funcional.

Dar el siguiente paso: un modelo de trasplante de extremidades hindópicos ortotópicos de coaptación neuronal para maximizar la recuperación funcional en rata

Este trabajo presenta un protocolo de trasplante de colgajo osteomiocutáneo heterotópico parcial en ratas y sus posibles resultados en el seguimiento a medio plazo.

Modelo de trasplante parcial de extremidades posteriores heterotópicas en ratas

En este protocolo, discutimos la implementación de un modelo de trasplante hepático ortotópico (OLT) exitoso en ratones. Además, también se discuten los adyuvantes para analizar más a fondo la permeabilidad del aloinjerto después de una OLT exitosa en un ratón, específicamente utilizando exploraciones de microtomografía computarizada (microCT).

Trasplante hepático ortotópico exitoso en ratones mediante angiografía por microtomografía computarizada

Presentamos un modelo reproducible de ratón de alotrasplante compuesto vascularizado de extremidades posteriores a cuello heterotópico. Este protocolo supermicroquirúrgico, que implica anastomosis de vasos de 0,3-0,5 mm, integra guía con filamento de nailon y esposas venosas. Proporciona una plataforma fiable para estudios traslacionales sobre tolerancia, lesiones por isquemia-reperfusión y mecanismos inmunológicos en alotrasplantes compuestos vascularizados.

Trasplante heterotópico de extremidad posterior a cuello en ratón: un modelo supermicroquirúrgico de alotrasplante compuesto vascularizado

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Aprende el trasplante ortotópico de extremidad posterior en ratón mediante la técnica de manguito sin sutura para anastomosis microvascular. Este modelo facilita el estudio de respuestas aloinmunes en trasplantes compuestos vascularizados.

Ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón

Explorar más videos