Name: Un ratón neonatal lesión de médula espinal de compresión Modelo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
Description: Aprende a generar una lesión compresiva de médula espinal reproducible en ratones neonatos mediante laminectomía dorsal y clip modificado. Este modelo permite estudiar la plasticidad adaptativa subyacente a la recuperación funcional espontánea.

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Este trabajo ha sido financiado por subvenciones de la Autoridad Regional de Salud del Sureste de Noruega (JLB, 2014119; JCG, números de proyecto 2015045 y 2012065), por el Consejo Noruego de Investigación (JCG, número de proyecto 23 00 00) y la Universidad de Oslo.

Este protocolo experimental ha sido aprobado por la Autoridad Nacional de Investigación de Animales en Noruega (Forsøksdyrutvalget, número local experimental aprobación 12.4591), en cumplimiento de la normativa de la Unión Europea mantenimiento de animales (Asociación Europea de Ciencia Animal de Laboratorio Federación). Se hicieron esfuerzos para reducir al mínimo el número de animales utilizados y su sufrimiento. En este artículo se describe el procedimiento utilizado el 1 de tipo salvaje ICR (Región de impresión de datos de control) ratones postnatal (P) día (Jackson, EE.UU.), pero el mismo método también se puede utilizar en las etapas posteriores. 1. La construcción de un sistema de anestesia de gas para ratones recién nacidos (Figura 1) <ol><li> Construir una nariz-máscara de la punta de una jeringa. Conectar este a la llave de paso de 3 vías con un tubo de plástico (Figura 1 - tubo de color rojo y la Figura 2A1). </li><li> Perforar un pequeño agujero en el lado de la máscara de la nariz y conectarlo a un tubo de plástico para eliminar el desbordamiento de gas de lamáscara. Poner fin a la tubería, ya sea en una bomba de vacío para fijar una ligera presión negativa, o en una campana de humos (Figura 1 - tubos de color verde brillante). </li><li> Hacer una cámara de anestesia de un plástico x 25 mm placa de Petri de 150 mm (Figura 2A2). <ol><li> Por un lado, hacer un agujero lo suficientemente grande como para acomodar la cabeza del ratón y la máscara de la nariz. </li><li> En el lado opuesto, hacer dos agujeros más pequeños a través del cual se pueden insertar los tubos de plástico hacia y desde la máscara de la nariz (Figura 1 - tubing verde rojo y brillante, respectivamente). </li><li> Hacer un tercer agujero en la parte superior de la tapa y se unen a esta tercera tubo de plástico que termina en la bomba de vacío (Figura 1 - tubo verde oscuro). El propósito de esta tercera tubo es asegurar que cualquier exceso de gas que no ha sido capturado por la salida de la máscara de la nariz se retira. </li></ol></li><li> Construir una cámara de sueño al hacer un agujero en la parte inferior de cualquier tipo de plato de laboratorio que es lo suficientemente grande como para contain el ratón y tiene un borde suave y uniforme (la abertura del plato debe estar a nivel con la mesa para evitar fugas de gas). Conectar el agujero de la cámara a la de 3 vías llave de paso con un tubo de plástico (Figura 1 - tubo marrón). Coloque la cámara de dormir bajo una campana de humos. </li><li> Conectar una llave de paso de 3 vías al tubo de salida del vaporizador (Figura 1 - tubo de color amarillo y la Figura 2A3). </li><li> Conectar la entrada del vaporizador para el suministro de oxígeno (Figura 1 - tubo azul). </li></ol> 2. La modificación de un Aneurisma Yasargil Temporal Mini-clip para crear la herramienta de compresión (Figura 2 y Tabla 1) <ol><li> Colocar el clip firmemente a un soporte con una abrazadera. El uso de una lupa binocular para el control visual, presente por la superficie exterior de la punta de cada cuchilla clip para un espesor final de aproximadamente 150 micras utilizando una piedra de afilar montado en un taladro (Figura 2B y C). </li&gt; <li> Hacer un tapón para el clip mediante la reducción de un corto tramo de tubo capilar de polietileno (Tabla 1) bajo un estereomicroscopio utilizando un micro-cuchillo (Tabla 1), y colocar esta en una de las hojas (Figura 2A4 y las Figuras 2B y C). Esto evita el cierre completo del clip y crea dimensiones estandarizadas de compresión. Cuando el clip se cierra la distancia interblade es de aproximadamente 230 micras. Hacer un nuevo tapón para cada experimento como el material de polietileno puede comprimir durante su uso, lo que alteraría el espacio interblade. Nota: La tensión del resorte de la pinza disminuye con el tiempo de tal manera que después de aproximadamente 80 compresiones el clip ya no se cierra totalmente al tapón y necesita ser reemplazado. </li></ol> 3. Preparación antes de la cirugía <ol><li> Coloque el ratón en la cámara de sueño (Figura 1) e iniciar la anestesia con isoflurano al 4% (Figura 2A5 </strong&gt;) Vaporizado en oxígeno puro, usando un vaporizador (Figura 2A3 y en la Tabla 1). </li><li> Pruebe el reflejo de retirada del ratón suavemente pellizcando la red de la piel entre los dedos de los pies con unas finas pinzas de plástico. Haga esto con cuidado ya que los ratones recién nacidos se lesionan con facilidad. Pellizcos resultados demasiado duras en hematomas inmediata. La realización de esta prueba en el inicio de la sedación desencadena el reflejo y proporciona una buena indicación de la cantidad de fuerza necesaria. </li><li> Una vez que se abolió el reflejo, retire el ratón de la cámara de sueño y colocarlo en una posición boca abajo en la mesa de operaciones con el morro insertado en la máscara de la nariz que proporciona un suministro continuo de 4% de isoflurano mezclado en oxígeno puro (Figura 1). Asegúrese de que la almohadilla de calentamiento se enciende y se ajusta a 37-38 ° C, según la hipotermia durante la cirugía puede ser fatal. </li><li> Para lograr una analgesia completa, inyecta por vía subcutánea 50 l de anestésico local bupivacaína (2,5 mg / ml, <strong&gt; Figura 2A6) en el sitio de la cirugía (en los experimentos aquí, esto es a nivel torácico (T) 9-T11). Utilice una jeringa de insulina (300 l, 30 G, Figura 2A7 y Tabla 1) para realizar la inyección. </li><li> Reducir la concentración de isoflurano entregado a la máscara de la nariz a un 1-2%. </li></ol> 4. La laminectomía dorsal <ol><li> Realizar la cirugía bajo control microscópico. </li><li> Después de limpiar el área de la cirugía con gluconato de clorhexidina (Tabla 1 # 19) durante al menos 30 seg, hacer una incisión en la piel transversal 1-2 mm en T9-T11 usando un microknife (Figura 2A8). Nota: En los ratones ICR neonatal la parte rostral del estómago, visible cuando contiene leche, se enfrenta a los niveles vertebrales T12-T13 (Figura 3). Otro punto de referencia es la parte rostral del agregado de tejido adiposo subcutáneo torácico que termina en alrededor de T8-9. Este punto de referencia es visible sólo después de la incisión de la piel. </li><li&gt; El uso de fórceps (Figura 2A9 y A10) para ensanchar la abertura de la piel en una dirección transversal a 8-9 mm tirando de la piel con suavidad rostral y caudal (la piel desgarra fácilmente, creando una herida liso y recto). Esto proporciona suficiente acceso lateral a la columna vertebral. </li><li> Retraer los bordes de la incisión en la piel de las estructuras subyacentes mediante la inserción de piezas estériles de esponja de gelatina hemostática (Figura 2A11 y en la Tabla 1) por vía subcutánea rostral y caudal a la incisión. Esto agranda la abertura y evita que la piel se retraiga y oscureciendo la zona durante la cirugía. La esponja de gelatina hemostática no necesita ser remojados en solución salina antes de su uso. </li><li> Para exponer la columna vertebral, disecar los músculos paravertebrales con unas tijeras finas (Figura 2A12 y la Tabla 1). Cortar las inserciones de los músculos de la columna vertebral y exponer la lámina (Figura 4A). NoE también que en esta etapa del proceso espinal es poco desarrollada. </li><li> Identificar la línea media y cortar transversalmente entre las dos láminas (que en esta etapa es cartilaginoso) con unas tijeras finas (Figura 4B). Con cuidado, coloque una hoja de un fórceps fino entre la lámina y la duramadre (Figura 4C), sujete la lámina con las pinzas y tire de él con cuidado hasta que una pieza se rompe, dejando intacta la duramadre (Figura 4D). Repita esto 2-3 veces para obtener una larga laminectomía 1-2 segmento. </li><li> Usando las pinzas finas como gubias, eliminar partes de las carillas articulares de forma bilateral para ganar espacio suficiente para colocar el clip dentro del canal vertebral. Limpiar la zona quirúrgica y controlar la hemorragia con pequeños trozos de esponja de gelatina hemostática. </li></ol> 5. Lesión de Médula Espinal Compresión <ol><li> Abrir el aneurisma de mini-clip modificado en el soporte de pinza (Figura 2A13 y la Figura 2B) y el lugar THe cuchillas en cada lado de la médula espinal en los espacios entre la faceta Las uniones y el cable. Asegúrese de que las cuchillas se insertan lo suficiente como para afectar a la parte ventral de la médula espinal. Si esto no es posible, eliminar más de las carillas articulares. </li><li> Suelte el mini-pinza rápidamente, manteniéndolo en su lugar con el soporte de clip para evitar que se deslice. Mantener la compresión durante 15 s. </li><li> Abrir el mini clip de forma rápida y eliminarlo. Para lograr una compresión simétrica, invertir la orientación de la mini-clip, y el uso de la marca fácilmente visto hecha por el edema hemorrágico de la primera compresión como guía, vuelva a colocar el clip en la orientación inversa para una segunda compresión de 15 segundos (antes experimento demostró que esto genera déficits histológicos y fisiológicos simétricas, mientras que las compresiones individuales no 1). La duramadre no debe ser dañado por la compresión. </li><li> Limpiar la zona y mantener la hemostasis en trozos de esponja de gelatina hemostática.</li><li> Retire las piezas de esponja de gelatina hemostática que fueron colocados debajo de los bordes de la incisión en la piel en el inicio de la cirugía y cerrar la incisión de la piel con 6,0 sutura estéril y un soporte de aguja (Figura 2A14 y 15). </li><li> Inyectar por vía subcutánea 0,75 mg / kg de peso corporal de buprenorfina (Figura 2A16) diluido en PBS estéril usando una jeringa de insulina (300 l, 30 G). </li></ol> 6. Cuidado posoperatorio <ol><li> Retire el ratón de la máscara de la nariz y colocarlo en un conjunto de cámara de temperatura controlada a 30 ° C hasta que el efecto de la anestesia y el ratón se pone en alerta (1-3 horas es normalmente suficiente). </li><li> Inyectar Diazepam (Figura 2B17) por vía intraperitoneal en la madre (8 g / kg de peso corporal). Esto crea un sopor que disminuye el riesgo de canibalismo durante la primera noche, cuando el riesgo es máximo. </li><li> Devolver el ratón funciona a la basura. </li><li> Si la camada es large (&gt; 12 cachorros), eliminar algunas de las crías no operados, preferencialmente los animales más grandes si difieren en tamaño, para reducir la competencia por la leche. atención materna de los cachorros es mejor operados en la línea de ICR si el tamaño de la camada es de alrededor de 9 cachorros. </li><li> Para el manejo del dolor, administrar buprenorfina (0,75 mg / kg de peso corporal) por vía subcutánea una vez al día durante los primeros días del postoperatorio, utilizando una jeringa de insulina (300 l, 30 g). Un volumen apropiado para inyección subcutánea es de 30-50 l. En la vocalización ratones recién nacidos y la agitación son buenos indicadores de dolor. </li><li> Realizar un examen diario de los ratones lesionados utilizando una hoja de puntuación para evaluar la nutrición, el peso corporal, deshidratación, dolor, cicatrización de heridas, la retención de la orina y el estado de infección. De acuerdo con la puntuación obtenida, proporcionar cuidados especiales, tales como inyecciones de una solución estéril Nutrición Pediátrica (Tabla 1 # 18) en el caso de la nutrición anormal. La hoja de la cuenta también0; define los criterios de punto final humanas. Una madre que no rechaza los cachorros heridos es el mejor cuidador. </li><li> En el caso poco común de disfunción de la vejiga, la vejiga realizar el masaje dos veces al día hasta que se restaure la función. Esto se hace colocando el ratón en una posición supina en una mano y masajear suavemente la parte inferior del abdomen en una dirección rostro-caudal usando la punta del dedo. </li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este artículo se describen los procedimientos para una lesión generada clip-SCC en ratones P1. Los mismos procedimientos se pueden también realizar en etapas posteriores. Lesiones de compresión se realizaron con éxito en P5, P7, P9 y P12 (Züchner, et al., Manuscrito en preparación). En todas las etapas postnatales, la anestesia general se obtiene con isoflurano vaporizado en oxígeno puro, pero la calidad de la anestesia depende en gran medida de la edad. En intentos iniciales de P1-P4, antes de la anestesia local, se introdujo en el protocolo, era difícil obtener una sedación profunda y prolongada debido a una ventana de dosis-efecto estrecho entre la sedación insuficiente y sobredosis. Además, las preocupaciones relacionadas con un efecto neurotóxico de isoflurano en animales recién nacidos se han planteado 27-30. Una combinación de isoflurano y los resultados anestésico local de bupivacaína en una anestesia más profunda y más estable, mientras que permitan una reducción de la dosis de isoflurano en un factor de 2-3. Los diferentes tipos de anesthesia se han descrito para los roedores neonatales, incluyendo crioanestesia 31,32, pero un inconveniente potencial de crioanestesia es su efecto neuroprotector (revisado por 33,34), lo que podría complicar la generación de una lesión eficiente y reproducible. La anestesia basada en barbitúrico se considera que tiene una menor eficiencia en ratones recién nacidos debido a los niveles más bajos de albúmina sérica y la grasa corporal que en los adultos 35,36. Aunque es bastante invasiva y traumática, una vez que el procedimiento se estableció la tasa de mortalidad durante la cirugía es baja. Sin embargo, hay pasos críticos durante el procedimiento que requieren especial atención para mejorar la recuperación y supervivencia de los ratones operados. Una cuestión importante es seleccionar cachorros que tendrán la mejor oportunidad de sobrevivir a la cirugía. Cuando la camada es grande el estado nutricional de las crías individuales varía. Además de la hemorragia inevitable que se produce durante la cirugía, los cachorros operados pasan horass lejos de la madre, y que a menudo no toman leche antes de la mañana siguiente. Por lo tanto, es una ventaja para seleccionar cachorros que ya tienen una cierta cantidad de leche en el estómago. Esto es fácilmente visible a través de la piel abdominal de P0 a P7. Durante la primera noche, el cachorro es operada en un gran riesgo de ser canibalizado por la madre. Durante el desarrollo inicial de este modelo más de la mitad de los ratones operados faltaban a la mañana siguiente, con claros signos de sangre en la jaula. Necrofagia, el canibalismo y el infanticidio en los roedores se han estudiado durante décadas 37-40. En este estudio, el canibalismo sólo era testigo de una vez, pero se consideró una explicación más probable de necrofagia porque los cachorros que fueron devueltos a la jaula eran por lo general en tan buena forma que la muerte por causas naturales durante la noche parecía improbable. Esto llevó a la idea de utilizar un agente farmacológico reversible, como el diazepam para reducir la ansiedad y la agresividad in la madre (revisado por 41). La inyección intraperitoneal de Diazepam mejorado en gran medida la situación, dejando caer la mortalidad durante la primera noche de más de 60% a menos del 20%. La reducción de tamaño de la camada, tras el sacrificio y perturbar la camada tan poco como sea posible después de la recuperación postoperatoria son elementos adicionales que pueden beneficiar a los animales operados. Sin embargo, dejando solamente las crías operados con la madre no es beneficioso. El mejor equilibrio de las crías no operadas operadas / puede variar de acuerdo a la línea, pero para ratones ICR y SCID-ICR dejando 4-5 cachorros operados (lesión o tratamiento simulado) en conjunto con 3-4 crías no operados dio los mejores resultados. En un sentido general, la limitación principal de este modelo SCI neonatal es que la médula espinal neonatal difiere en muchos aspectos de la médula espinal del adulto, y por lo tanto pueden no proporcionar resultados experimentales que son comparables a los obtenidos a partir de modelos SCI adultos. Tales diferencias incluyen el tamaño general yvolumen de la médula espinal, el número de células, la infrarrepresentación de determinados tipos de células tales como oligodendrocitos, las respuestas inmunes inmaduros y circuitos neuronales inmaduras. Por lo tanto, las conclusiones extraídas de los experimentos en este modelo deben ser considerados cuidadosamente. Por otro lado, el modelo es relevante para el escenario relativamente menos investigado de SCI pediátrica. Por otra parte, la debilidad evidente con respecto a los modelos SCI adultos es también una fuerza potencial ya que puede permitir el esclarecimiento de los mecanismos de plasticidad que, aunque mínimamente existente en la médula espinal del adulto, podrían representar un sustrato terapéutico si reintegrados. Es concebible que el restablecimiento de las condiciones neonatales o incluso embrionarias podría ser implementado a través de la implantación de células o tejidos menos desarrollados o por tratamiento con reactivos que generan el tejido adulto con las características anteriores del desarrollo. El uso de enzimas para eliminar las redes perineuronales es un ejemplo de este último enfoque 42,43. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; Una cuestión importante al establecer un modelo animal para el SCI es la obtención de una lesión estandarizada. Este es un aspecto importante que se ha tratado en múltiples modelos SCI, por ejemplo, la transección, hemisección, impactadores, compresión con balón, aplastar con fórceps, compresión peso estático, etc. En lo que respecta a los dispositivos de impacto, los esfuerzos en esta dirección han dado lugar a modelos SCI en roedores adultos que múltiples parámetros de impacto, como la velocidad, la fuerza y la duración pueden ser manipulados (revisado por 44). Otro enfoque, que implica menos equipo, emplea una modificación de la pinza de aneurisma Kerr-Lougheed 45,46. Estos 2 enfoques son complementarios como el impactador imita una lesión por contusión mientras que los imitadores de clip de una lesión por compresión con un cierto grado de isquemia concurrente. Debido a las limitaciones de tamaño considerable y una mayor vulnerabilidad de los ratones recién nacidos, la mayor mortalidad asociada con el tiempo quirúrgico, así como los costos de desarrollo de equipos de menor escala, se optó por desarrollar una compresión generada clip-en lugar de un enfoque contusión generada impactador. Esto se logró mediante la adaptación de un aneurisma de mini-clip disponible en el mercado para acomodar el tamaño de la columna vertebral de ratones recién nacidos 1. Adición de un tapón garantiza un ancho de compresión estandarizado, y siempre que la tensión de la pinza comprime hasta el límite del tapón, la fuerza de la compresión durante la fase estática en anchura mínima debe variar poco. Lo que no ha sido estandarizada es la velocidad de la compresión durante su fase dinámica, ya que esto puede variar a medida que cambia clip de tensión durante su vida útil. Como la fase estática de la compresión dura mucho más que la fase dinámica, y hay poco para sugerir que el tejido de la médula espinal ejerce gran parte de una contrafuerza contra las cuchillas de mini-clips, es probable que la gravedad de la lesión es más dependiente de la fase estática. Esto, sin embargo, aún no se ha probado. Lesióngravedad es probable que dependa de varios factores, incluyendo la fuerza estática de compresión y la duración, la velocidad de compresión y descompresión, la posición de la mini-clip, y el número de compresiones realizadas en el mismo sitio. Por lo tanto, la variación combinatoria de estos parámetros podría resultar en la generación de un espectro de gravedad de lesiones de débil a severa. A pesar del potencial de variabilidad, en nuestro estudio publicado anteriormente 1 se obtuvieron resultados consistentes en histológico, los niveles fisiológicos y de comportamiento, por lo que hay poco que sugiera que la normalización aceptable es difícil de lograr. Observamos que en ese estudio hemos utilizado varios métodos de validación en cada nivel, incluyendo pruebas de comportamiento tales como aire paso a paso como se muestra en la Figura 5. En este modelo SCI neonatal la lesión ahorra una cierta proporción de los axones y de ese modo proporciona una situación favorable para la obtención de la plasticidad de adaptación a través de la re-modeling de conexiones ahorrado y la formación de nuevos circuitos. Además, como el ratón neonatal es muy adecuado para la investigación por muchos métodos experimentales, es posible utilizar este modelo para estudiar la recuperación funcional y la plasticidad adaptativa con un enfoque integrador, incluyendo pruebas de comportamiento, la localización axonal retrógrado y anterógrado, inmunohistoquímica, electrofisiología y alto de grabación óptica -throughput 1. A modo de ejemplo, tomamos ventaja de este enfoque integrador para demostrar red de remodelación en el nivel de las entradas descendente específicos utilizando imágenes de calcio de alto rendimiento en la ex vivo preparaciones wholemount del tronco del encéfalo y la médula espinal lesionada 1. Esto puede ser empujado aún más mediante el uso de herramientas de neuro-optogenético y farmacología optogenético para evaluar la remodelación de las conexiones sinápticas entre las subpoblaciones específicas de neuronas de la médula.

Durante la última década, cada vez más evidencia obtenida de diferentes modelos de lesiones medulares (LME) ha demostrado que las redes espinales pueden reorganizarse espontáneamente para contribuir a la recuperación funcional1-9. Como consecuencia, la plasticidad adaptativa se ha convertido en un tema importante en la investigación de la LME. Se ha demostrado que la plasticidad abarca el recrecimiento de los axones preservados, la aparición de nuevos axones colaterales y la formación de nuevas conexiones sinápticas. Gran parte de este conocimiento se ha obtenido de estudios conductuales o anatómicos en animales adultos. Una limitación importante de los estudios de la médula espinal en adultos es la dificultad de realizar una evaluación fisiológica de alto rendimiento, que es más fácil en las preparaciones neonatales1. Una diferencia importante es que las preparaciones ex vivo enteras del tronco encefálico y la médula espinal adultas tienen baja viabilidad. Otra es que el tejido espinal adulto es más opaco a la luz porque es más grueso y mielinizado. Aunque los avances recientes en la obtención de imágenes in vivo (véase, por ejemplo, 10-12) pueden superar parcialmente estos problemas, la posibilidad de realizar imágenes de alto rendimiento a cualquier profundidad dorsoventral deseada en múltiples sitios a lo largo de una determinada preparación del tronco encefálico y la médula espinal sólo es factible actualmente en neonatos. El estado inmaduro de la mielinización de los axones en la médula espinal neonatal facilita el registro óptico ex vivo de alto rendimiento, lo que permite una evaluación dinámica de las conexiones sinápticas funcionales13-17. Combinados con los reporteros de calcio codificados genéticamente y las herramientas de estimulación optogenética y farmacología, los enfoques ópticos pueden contribuir a una comprensión más profunda de los mecanismos subyacentes a la plasticidad adaptativa.
Se estima que entre el 1-10% de todas las lesiones de la médula espinal afectan a lactantes y niñosde 18-22 años. A diferencia de la LME en adultos, la patogenia y el potencial de recuperación espontánea en la LME pediátrica son menos estudiados. Por lo tanto, el uso de un modelo de LME neonatal puede proporcionar más información sobre la LME pediátrica y contribuir a una mejor comprensión de los mecanismos patogenéticos y de recuperación involucrados. Además, se cree que la plasticidad post-LME que apoya la recuperación funcional en la médula espinal adulta involucra, al menos en parte, los mismos mecanismos que gobiernan el desarrollo del sistema nervioso central, como el crecimiento de los axones, la ramificación y la formación de nuevas sinapsis23-26. Por lo tanto, el uso de un modelo de LME neonatal podría proporcionar información importante sobre los mecanismos que también están operativos en la médula espinal adulta, o que potencialmente podrían restablecerse en la médula espinal adulta (por ejemplo, mediante la implantación de células o tejido fetal o de tejido construido de novo a partir de células madre pluripotentes) para facilitar la recuperación.
El ratón neonatal proporciona así una plataforma para un enfoque integrador y multimetodológico para investigar la plasticidad adaptativa después de una lesión de la médula espinal, en el que se puede emplear fácilmente una combinación de métodos conductuales, fisiológicos, anatómicos, moleculares y genéticos. El establecimiento de modelos estandarizados de lesiones neonatales es un paso importante en la implementación de dichos estudios.

<table><tbody><tr><td>Jeringa de plástico (30 o 50&nbsp; ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri de plástico (150 x 25&nbsp; mm)</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>Fortec Cyprane</td><td></td><td>Utilizamos un dispositivo antiguo fuera de producción, consulte el enlace para el dispositivo más nuevo</td></tr><tr><td>Yasargil aneurisma temporal mini-clip</td><td>&AElig; sculap</td><td>FE681K</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de polietileno de diámetro fino ID 0.58&nbsp; mm, OD 0,96&nbsp; mm</td><td>Smiths Medical</td><td>800/100/200</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano (Foreno)</td><td>Abbott GmbH & Co. KG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Marcain (Bupivacaína)</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insulina jeringa 0.3&nbsp; ml 30&nbsp; G x 8&nbsp; mm</td><td>VWR</td><td>80086-442</td><td></td></tr><tr><td>Micro Cuchillo Ultrafino 5&nbsp; mm filo de corte</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Graefe Extra Finas &ndash; 0.5&nbsp; mm Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>1153-10</td><td>Realmente no es necesario, a menudo los dientes son demasiado grandes</td></tr><tr><td>Pinzas SuperGrip Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td>Son necesarias dos pinzas</td></tr><tr><td>Spongostan Special 70 x 50 x 1&nbsp; mm</td><td>Ferrosan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vannas Tijeras de resorte &ndash; 2&nbsp; mm Cuchillas Rectas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Vario Clip Pinza de Aplicación</td><td>Aesculap</td><td>FE502T</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 6&ndash; 0 (Ethicon)</td><td>Johnson and Johnson</td><td>J105G</td><td></td></tr><tr><td>Micro portaagujas</td><td></td> Diethrich <td>11-510-20</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic (buprenorfina)</td><td>Schering-Plough</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stesolid (diazepam)</td><td>Actavis</td><td></td><td>También conocido como Valium</td></tr><tr><td>Pedamix</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klorhexidinsprit (gluconato de clorhexidina)</td><td>Fresenius Kabi</td><td>D08A C02</td><td></td></tr></tbody></table>

un ratón neonatal lesión de médula espinal de compresión modelo

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

lesión de la médula espinal (SCI) suele causar déficits neurológicos devastadores, sobre todo a través del daño a las fibras descendentes desde el cerebro a la médula espinal. Un área importante de la actual investigación se centra en los mecanismos de plasticidad adaptativa que subyacen a la recuperación funcional espontánea o inducida después de SCI. recuperación funcional espontánea se informa, es mayor temprano en la vida, que plantea interrogantes interesantes sobre cómo los cambios de plasticidad adaptativa medida que se desarrolla la médula espinal. Para facilitar la investigación de esta dinámica, hemos desarrollado un modelo de SCI en el ratón neonatal. El modelo tiene relevancia para el SCI pediátrica, que está muy poco estudiada. Debido a la plasticidad neuronal en el adulto implica algunos de los mismos mecanismos que la plasticidad neuronal en la vida temprana 1, este modelo puede potencialmente tener alguna relevancia también para los adultos SCI. Aquí se describe el procedimiento completo para la generación de una lesión reproducible de compresión de la médula espinal (SCC) en el ratón neonataltan pronto como postnatal días (P) 1. SCC se consigue mediante la realización de una laminectomía a nivel espinal determinado (aquí se describe en los niveles torácicos 9-11) y luego usando un aneurisma Yasargil mini-clip modificado para comprimir y descomprimir la médula espinal rápidamente . Como se describió anteriormente, los ratones neonatal lesionado puede ser probado por déficit de comportamiento o sacrificada por análisis fisiológico ex vivo de la conectividad sináptica utilizando técnicas de grabación óptica electrofisiológicas y de alto rendimiento 1. Anteriores y en curso los estudios que utilizan la evaluación conductual y fisiológica han demostrado un deterioro dramático de la motilidad aguda de las extremidades posteriores seguida de una recuperación funcional completa dentro de 2 semanas, y la primera evidencia de cambios en los circuitos funcionales a nivel de las conexiones sinápticas identificadas descendente 1.

Lesión de la médula espinal de compresión y pérdida de función Como se ha descrito anteriormente, mediante la optimización de los procedimientos preoperatorios, quirúrgicos y postoperatorios, un modelo SCI de compresión reproducible en el ratón neonatal se puede obtener 1. El tapón de polietileno colocada en una hoja de la pinza (Figura 2B y C) impide el cierre completo de la pinza y mantiene la distancia entre hojas consistente en alrededor de 230 micras. La inversión de la orientación del clip en entre los dos resultados compresiones en una lesión simétrica, como se juzga por secuelas histológico (Figura 5A y 1). Inmediatamente después de la eliminación de mini-clip, el tejido de la médula espinal comprimida se vuelve más oscura debido a la contusión hemorrágica y edema. La observación de las secciones de serie de la médula espinal lesionada teñidas para la eosina y hematoxilina ya un día a lalesión espués revela deterioro gradual del tejido cuando se aproxima al epicentro de la lesión (Figura 5A). La presencia de cavidades intraespinal o sangre en la lesión no es inusual. Evaluación de comportamiento, por ejemplo mediante el seguimiento de las trayectorias de las patas traseras en condiciones no peso condiciones que llevan unas pocas horas después de la cirugía, muestra un deterioro dramático de la motilidad de las extremidades posteriores en ratones lesionados SCC en comparación con los ratones de control simulado en el que se lleva a cabo solamente una laminectomía (Figura 5B y 1) . Esta prueba se puede repetir hasta que el ratón es capaz de llevar a cabo otras pruebas de comportamiento que requieren que llevan su propio peso 1. La mortalidad y la recuperación después de la cirugía la mortalidad intraoperatoria se debe principalmente a la apnea y paro cardíaco causado por la alta concentración de isoflurano necesaria para alcanzar la suficiente anesthesia. Presentación de la anestesia La bupivacaína local en el protocolo quirúrgico permite la reducción de la concentración de isoflurano y por lo tanto disminuye significativamente la tasa de mortalidad. En una serie experimental reciente que incluye más de 20 animales, la mortalidad intraoperatoria fue nula. Por el contrario, la supervivencia postoperatoria está influenciado principalmente por la aceptación de los ratones operados por su madre. Una mejora significativa se produjo cuando la ansiedad y la agresividad se redujo mediante la entrega de una única inyección de diazepam (ip 8 g / kg de peso corporal) a la madre antes de regresar a los ratones operados de la camada 1. La aceptación y la recuperación postoperatoria de los ratones operados pueden ser monitoreados por la presencia de la leche en el estómago. El estómago de un ratón P1-P7 que tiene la leche borracho es claramente visible a través de blanco y la piel abdominal (Figura 3). Comparación de la alimentación en operada, simulacro de control y los ratones no operado es útil para evaluar el estado nutricional de lesionarratones d. Evaluar el crecimiento de accionamiento frente a ratones no operado muestra que a pesar de un poco de pérdida de peso durante el primer día post-operatorio, la curva de crecimiento de los ratones operados normaliza rápidamente a partir de entonces (Figura 6). La mortalidad relacionada con la disfunción de la vejiga o infección no se observó incluso en los ratones estudiados por hasta 7 semanas. <table border="1"><tbody><tr><td> Número en la Fig. 2 </td><td> Nombre </td><td> Fabricante / Proveedor </td><td> Referencia # </td><td colspan="3"> Enlazar </td><td> Comentario </td></tr><tr><td> 1 </td><td> jeringa de plástico (30 o 50 ml) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td> placa de Petri de plástico (150 x 25 mm) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td> vaporizador de isoflurano Fortec </td><td> Cypranordeste </td><td></td><td colspan="3"> http://www.mssmedical.co.uk/products/new-vaporisers/ </td><td> Nos usar y dispositivo antiguo de la producción, comprobamos el enlace para más nuevo dispositivo </td></tr><tr><td> 4a </td><td> Yasargil aneurisma temporal de mini-clip </td><td> Aesculap </td><td> FE681K </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 4b </td><td> Fine orificio capilar de polietileno Identificación tubo 0,58 mm, 0,96 mm OD </td><td> Smiths Medical </td><td> 800/100/200 </td><td colspan="3"> http://www.smiths-medical.com/industrialproducts/8/39/ </td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td> Isoflurano (Forene) </td><td> Abbott GmbH &amp; Co. KG </td><td></td><td colspan="3"> http://www.life-sciences-europe.com/product/forene-abbott-gmbh-wiesbaden-group-narcotic-germany-west-2001-1858.html </td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> Marcain (bupivacaína) </td><td> AstraZeneca </td><td></td><td colspan="3"> http://www.astrazeneca.co.uk/medicines01/neuroscience/Product/marcaine </td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> jeringa de insulina de 0,3 ml 30 G x 8mm </td><td> VWR </td><td> 80086-442 </td><td colspan="3"> https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4646138 </td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td> borde de corte de 5 mm Fine Micro cuchillo Ultra </td><td> Fine Science Tools </td><td> 10315-12 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat y suchkatalog = 0019900000 y reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td> Adicionales pinzas finas Graefe - 0,5 mm Tip </td><td> Fine Science Tools </td><td> 1153-1110 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat y suchkatalog = 0055700000 y reloadmenu = 1 </td><td> En realidad, no es necesario, a menudo los dientes son demasiado grandes </td></tr><tr> &lt;td&gt; 10 </td><td> Fórceps recto Supergrip </td><td> Fine Science Tools </td><td> 00632-11 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat y suchkatalog = 0053500000 y reloadmenu = 1 </td><td> Dos pinzas son necesarias </td></tr><tr><td> 11 </td><td> Spongostan Especial 70 x 50 x 1 mm </td><td> Ferrosan </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 12 </td><td> Vannas Spring Tijeras - 2 mm hojas rectas </td><td> Fine Science Tools </td><td> 15000-03 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat y suchkatalog = 0012800000 y reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 13 </td><td> La aplicación de fórceps Vario Clip </td><td> Aesculap </td><td> FE502T </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 14 </td><td> Vicryl 6-; 0 (Ethicon) </td><td> Johnson y Johnson </td><td> J105G </td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 15 </td><td> porta-agujas micro Diethrich </td><td></td><td> 11-510-20 </td><td colspan="3"> http://trimed-ltd.com/Products/Suture-Instruments/Micro-Needle-Holders-With-Tungsten-Carbide-Inserts/Ref-11-29.html </td><td></td></tr><tr><td> dieciséis </td><td> Temgesic (buprenorfina) </td><td> Schering-Plough </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 17 </td><td> Stesolid (diazepam) </td><td> Actavis </td><td></td><td colspan="3"></td><td> También conocido como Valium </td></tr><tr><td> 18 </td><td> Pedamix </td><td> Fresenius Kabi </td><td></td><td colspan="3"> http://www.helsebiblioteket.no/retningslinjer/pediatri/mage-tarm-lever-ern%C3%A6ring/parenteral-ern%C3%A6ring </td><td></td></tr><tr><td> 19 </td><td> Klorhexidinsprit (gluconato de clorhexidina) </td><td> Fresenius Kabi </td><td> D08A C02 </td><td colspan="3"> http://www.felleskatalogen.no/medisin/klorhexidinsprit-fresenius-kabi-klorhexidinsprit-farget-fresenius-kabi-fresenius-kabi-560639 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabla 1. Lista de herramientas y equipos para la generación de una lesión en la compresión de la médula espinal clip-conducido en un ratón neonatal. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema de la configuración de la anestesia. Este esquema presenta la configuración de la anestesia diseñada para el ratón neonatal, con una cámara de sueño durante la anestesia inicial y un dispositivo de máscara de la nariz para la anestesia continua durante la cirugía. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig2.jpg" /> Figura 2. Principales herramientas y pinza de compresión. (A) Las herramientas utilizadas durante el procedimiento. Los números corresponden a la anotación utilizada en la Tabla 1. (B y C) Un aneurisma temporal mini-clip de Yasargil con la punta de cada hoja recortado manualmente hasta aproximadamente 150 micras de espesor. Un tapón hecho de un trozo de tubo de polietileno (Tabla 1) se coloca en una de las cuchillas para evitar el cierre completo de la pinza. Barra de escala: 2 mm. Aplicación: aplicador de pinzas (# 12 en A); St:. Tapón <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig3.jpg" /> Figura 3. Punto de referencia para la evaluación preoperatoria de nivel espinal en ratón ICR neonatal. (A) Vista lateral de un ratón ICR P1 con leche blanca en los s<html> coincidir. La parte rostral del estómago corresponde a T12-T13 nivel espinal. (B) del ratón P1 ICR bajo anestesia en una posición de decúbito prono. Aunque más difícil de visualizar que en (A), el estómago lleno de leche es reconocible. La parte rostral del estómago indica T12-T13 nivel espinal. Barras de escala: 0,5 cm. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig4.jpg" /> Figura 4. dorsal laminectomía. (A) Disección de los músculos paravertebrales. Tenga en cuenta que a esta edad el proceso espinal es poco desarrollada. (B) de corte transversal de la lámina con unas tijeras finas. (C) La introducción de una pala de una delgada fórceps entre la lámina y la dura. El punto de entrada se muestra por la punta de flecha. (D) La eliminación de la lámina. Barra de escala: 2 mm. archivos / ftp_upload / 53498 / 53498fig5.jpg &quot;/&gt; Figura 5. histológico y resultados del comportamiento después de una lesión por compresión de la médula espinal en P1. (A) eosina y hematoxilina tinción en las secciones de la médula espinal de un ratón lesionada (1 día después de la lesión) a una distancia diferente del epicentro lesión. (B) restos representativos de las extremidades anteriores y miembros posteriores trayectorias observó 6 horas después de la lesión o después de una laminectomía control simulado. Rastros en la parte superior representan trayectorias, desde una vista lateral del animal. Las huellas de la parte inferior representan trayectorias vistos desde el aspecto ventral del animal. Ver también 1. Barra de escala: 250 micras. DH: asta dorsal; L, izquierda; R: right; SCC: compresión de la médula espinal; VH:. Asta ventral <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt = &quot;Figura 6&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53498 / 53498fig6.jpg&quot; /&gt; Figura 6. curvas de crecimiento Comparativos. Histograma que muestra el aumento de peso de los ratones lesionados no operado y SCC de día postnatal 1 a día postnatal 9.

Este artículo describe un método para generar una lesión por compresión de la médula espinal (LME) reproducible en el ratón neonatal. El modelo proporciona una plataforma ventajosa para estudiar los mecanismos de plasticidad adaptativa que subyacen a la recuperación funcional espontánea.

Un ratón neonatal lesión de médula espinal de compresión Modelo

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

El objetivo general de este procedimiento es realizar una lesión por compresión de la médula espinal reproducible en un ratón neonato. Esto se logra primero anestesiando profundamente al ratón y luego realizando una laminectomía dorsal para exponer la médula espinal.Y finalmente, realizando la lesión por compresión. Recientemente hemos establecido un modelo de ratón neonatal para la lesión de la médula espinal y hemos demostrado que los ratones recién nacidos exhiben un grado asombroso de plasticidad adaptativa. El estudio de este mecanismo subyacente a la recuperación podría proporcionar información importante, que se podría utilizar en el tratamiento de lesiones de la médula espinal.En este video, demostraremos cómo realizar una lesión por compresión de la médula espinal en un ratón de un día de edad. Este procedimiento quirúrgico incluye anestesia, laminectomía y dos compresiones epidurales mediante pinzas. Preparación para la cirugía.La cirugía se realiza bajo un microscopio estereoscópico. Coloque una almohadilla calefactora debajo del microscopio. Es fundamental mantener al cachorro caliente para evitar la muerte súbita durante la cirugía.Coloque una manta quirúrgica o una hoja grande de papel de laboratorio limpio y suave sobre la almohadilla de calentamiento. Para la analgesia prequirúrgica, prepare una jeringa de insulina de 0,3 mililitros con aguja de calibre 30, cargada con el anestésico local Marcaine, diluido con PBS estéril, hasta una concentración final de 2,5 miligramos por mililitro. Para la incisión cutánea, la eliminación muscular y la laminectomía, utilice un microcuchillo, pinzas finas y tijeras de iridectomía finas.Tenga en cuenta que aquí también utilizamos pinzas cuyas puntas hemos doblado para formar dientes. Estas funcionan mejor que las pinzas dentadas comercialmente disponibles porque los dientes deben ser muy pequeños. Para la compresión de la médula espinal, utilice un miniclips especial modificado para aneurismas temporales Yasargil, que describiremos más adelante.También es necesario un pequeño trozo de tubo capilar de plástico para fabricar un tapón que evite el cierre completo del clip, y un aplicador de clips para colocar el clip. Para la sutura, utilice un portagujas y tijeras pequeñas para cortar el hilo. Para el tratamiento del dolor, diluya Temgesic en PBS estéril hasta una concentración de 0,03 miligramos por mililitro.La lesión de la médula espinal implica una compresión mediante un clip, utilizando un miniclip temporal para aneurisma Yasargil. Antes de su uso, el clip debe modificarse mecánicamente, reduciendo el grosor de las láminas hasta 150 micrómetros mediante una piedra de afilar. Justo antes de la cirugía, corte un pequeño tramo de tubo de plástico y colóquelo sobre una de las láminas del clip.El tubo actúa como un tapón para evitar el cierre completo del clip. Anestesia y analgesia. Para la anestesia gaseosa, utilizamos un vaporizador de suprane conectado a un tanque de oxígeno.El isoflurano es el anestésico que se vaporiza en oxígeno puro. Para administrar la mezcla de isoflurano y oxígeno al ratón, es necesario construir una mascarilla nasal adaptada para neonatos. Los ratones neonatos son tan pequeños que la mascarilla puede elaborarse con la punta de una jeringa, que sirve como entrada para el tubo plástico conectado a la salida del vaporizador.En un costado de la máscara, taladre un pequeño orificio para conectar un tubo de evacuación que termine, bien en una bomba de vacío regulada con una unidad de recolección, bien simplemente en una campana extractora. Elabore una cámara de sobredosis de anestesia utilizando una placa de Petri plástica de 150 por 25 mililitros. En un costado, haga un orificio lo suficientemente grande para la cabeza del ratón.En el lado opuesto, haga dos orificios más pequeños del diámetro del tubo plástico. Por último, haga un orificio de evacuación, más pequeño que los demás, en la parte superior del recipiente. Corte la punta de una punta de pipeta de 250 microlitros e introdúzcala en este último orificio.La punta de la pipeta funciona como un conector para el tubo de evacuación, que está conectado a un dispositivo de vacío ajustado a una ligera presión negativa. Con plastilina, fije la máscara justo dentro del orificio para la cabeza del ratón. Con cinta adhesiva o plastilina, asegure el tubo de plástico al techo de la cámara, asegurándose de que los tubos estén bien posicionados en los orificios correspondientes.Coloque la cámara sobre la manta quirúrgica bajo el microscopio. Todo el sistema está representado en este esquema. Se coloca una llave de paso de tres vías en la salida del vaporizador.Aquí, la trayectoria hacia la cámara de sueño está libre, mientras que el camino hacia la máscara está bloqueado y el ratón puede colocarse en la cámara de sueño para iniciar la sedación. Girar la llave de paso de tres vías hacia la derecha permite que el gas fluya hacia la máscara y bloquea el paso hacia la cámara de sueño. En esta configuración, el ratón puede transferirse a la máscara.La fuga de gas se elimina mediante vacío desde la cámara de desbordamiento. Seleccione una cría de ratón que haya estado bebiendo leche recientemente, como lo indica el color blanco visible a través de la piel. Coloque la cría en la cámara de sueño e introduzca Isoflurano vaporizado al 4% para lograr una sedación rápida.Transfiera la cría a la mascarilla. Coloque cuidadosamente el hocico del ratón profundamente dentro de la mascarilla para asegurar una exposición suficiente al gas anestésico. Gire la llave de paso de tres vías para desviar el gas hacia la mascarilla.Administre por vía subcutánea 50 microlitros de Marcaine al 2,5 miligramos por mililitro en el sitio deseado para la cirugía. Tenga cuidado de no inyectar demasiado profundo, ya que los vasos sanguíneos pueden ser fácilmente alcanzados y la introducción de Marcaine en un vaso sanguíneo es letal. Retire el exceso de Marcaine con una compresa estéril pequeña.Laminectomía dorsal. Reduzca la concentración de isoflurano a uno a dos por ciento. Después de unos minutos, perfore la piel con un microcuchillo y realice una abertura de ocho a nueve milímetros de longitud mediante un suave estiramiento de la piel en dirección craneal a caudal.Una abertura de transferencia es mucho más conveniente y proporciona un mejor acceso lateral para realizar la laminectomía. Retraiga los bordes de la incisión cutánea desde el tejido subyacente insertando trozos de esponjistatina, por vía subcutánea, craneal y caudal a la incisión. Corte los músculos prevertebrales con tijeras finas para exponer la columna vertebral.Tenga en cuenta que en el recién nacido, el proceso espinoso no está completamente desarrollado. Identifique la línea media y corte la lámina transversalmente con las tijeras finas. Tenga cuidado de no cortar demasiado profundo, ya que esto podría dañar potencialmente la duramadre e incluso la médula espinal.Coloque cuidadosamente una hoja de una pinza fina entre la lámina y la duramadre. Sujete la lámina cerrando la pinza y levántela con cuidado hasta que se desprenda, dejando la duramadre intacta. Repita el paso dos o tres veces para obtener una laminectomía de uno a dos segmentos.Controle la hemorragia utilizando pequeños trozos de espongistatina. Utilice la pinza fina como rongeur para eliminar partes de las articulaciones facetarias bilateralmente y obtener suficiente espacio para colocar la miniclamp modificada para aneurisma dentro del canal vertebral. Este paso suele provocar hemorragia que puede controlarse con pequeños trozos de espongistatina.Para mejorar la visibilidad, a veces es una ventaja enjuagar con PBS estéril tibio a 37 grados centígrados. Generación de la lesión por compresión de la médula espinal. Abra el clip y coloque las cuchillas a ambos lados de la médula espinal en los espacios entre las articulaciones facetarias y la médula.Asegúrese de que las láminas se inserten lo suficientemente hondo como para abarcar la parte ventral de la médula espinal. Cierre rápidamente el clip, manteniendo el aplicador en su lugar, para evitar que el clip se deslice hacia atrás. Después de 15 segundos, suelte rápidamente el clip.Limpie la herida utilizando spongistatina. Para lograr una compresión simétrica, invierta las cuchillas y realice una segunda compresión durante 15 segundos en la orientación opuesta. Sutura. Retire los trozos de spongistatina que se colocaron bajo la piel al inicio de la cirugía y cierre la piel con puntos 6.0.Inyecte 0.05 mililitros de Temgesic al 0.03 miligramos por mililitro, por vía subcutánea con una jeringa de insulina de calibre 30, y coloque la cría en un ambiente con temperatura controlada a 30 grados centígrados durante algunas horas. Para reducir el comportamiento materno agresivo hacia la cría operada durante la primera noche, después de la cirugía, prepare una solución de Diazepam diluida en PBS limpio hasta 0.1 miligramos por mililitro para inyección intraperitoneal a ocho gramos por kilogramo. Resultados.Como se muestra en este gráfico, seis horas después de la compresión de la médula espinal, a niveles torácicos inferiores, las extremidades traseras de los ratones lesionados están paralizadas, mientras que las extremidades delanteras no lo están. En el caso de los animales control simulados, que solo recibieron una laminectomía, tanto las extremidades traseras como las delanteras son altamente móviles. La sección de la médula espinal muestra sangre residual en el sitio de la lesión.Además, el tejido es translúcido, lo que sugiere pérdida de tejido, la cual a menudo conduce a la formación de una cavidad varios días después. Conclusión. Tras este video, debería tener una buena comprensión de cómo generar una lesión por compresión de la médula espinal en un ratón neonato. La ventaja de utilizar ratones neonatos es que podemos emplear métodos específicos para abordar la plasticidad adaptativa, que no pueden usarse en ratones adultos.Además, el modelo proporciona una plataforma para probar enfoques terapéuticos, como el trasplante de células madre.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Fuente: Elzat, E. Y. Y., et al., Establecimiento de un modelo de lesión medular por contusión en ratón basado en una técnica mínimamente invasiva. J. Vis. Exp. (2022). Este video muestra el método para inducir una lesión por contusión a nivel de la médula espinal T9 en un modelo de ratón, utilizando una plataforma coaxial para lesiones de la médula espinal. Se deja caer un peso sobre la médula espinal a nivel T9 que crea una contusión que inmediatamente causa decoloración e hinchazón del tejido.

Inducción de una contusión de la médula espinal en un modelo de ratón utilizando una plataforma coaxial para lesiones de la médula espinal

Fuente: Lakshman, N., et al. Un ensayo de neurosfera para evaluar la activación de células madre neurales endógenas en un modelo de ratón de lesión mínima de la médula espinal. J. Vis. Exp. (2018). Este video muestra la activación y migración de células madre neurales (NSC) en un modelo de lesión de la médula espinal en ratones. Para exponer la médula espinal, se extrae una vértebra de la región torácica de la columna vertebral de un ratón anestesiado. A continuación, se crea una lesión...

 Un modelo de lesión mínima de la médula espinal para estudiar la activación y migración de las células madre neurales

Fuente: Kumar, S., et. al. Modelo de ratón de úlceras por presión después de una lesión de la médula espinal. J. Vis. Exp. (2019)Este video muestra una inducción detallada de la lesión de la médula espinal en ratones. El ratón anestesiado se disecciona para exponer las vértebras T9-T10 y se extirpan sus apófisis espinosas. A continuación, se secciona la médula espinal expuesta para infligir la lesión. A continuación, se cierra el área quirúrgica y se permite que el ratón se recupere.

Generación de un modelo de ratón con una lesión medular

Lesión de la médula espinal es una condición traumática que causa morbilidad severa y alta mortalidad. En este trabajo se describe en detalle un modelo contusión de lesión de la médula espinal en ratones seguido de un trasplante de células madre neurales.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Los modelos de lesiones medulares deben ser altamente reproducibles. Demostramos que el modelo de compresión con pinzas calibradas de la lesión de la médula espinal es un método quirúrgico fácil de usar para generar lesiones reproducibles en la médula espinal murina.

Calibrado Pinzas Modelo de Lesión Medular Compresión

Presentamos un modelo de lesión en la médula espinal basado en el desplazamiento del tejido que puede producir una lesión consistente de la médula espinal contusa en ratones adultos.

Un modelo de lesión de la médula espinal contundente basado en el desplazamiento de tejidos en ratones

Este protocolo describe cómo crear una laminectomía precisa para la inducción de lesiones medulares estables de tipo transección en el modelo de ratón, con un daño colateral mínimo para la investigación de lesiones de la médula espinal.

Inducción de lesiones completas de la médula espinal de tipo transección en ratones

Las técnicas mínimamente invasivas y un dispositivo de laboratorio simple mejoran la reproducibilidad del modelo de lesión de la médula espinal al reducir el daño operatorio a los animales de experimentación y permitir el mantenimiento de la morfología anatómica. El método vale la pena porque los resultados confiables y el procedimiento reproducible facilitan las investigaciones de los mecanismos de reparación de enfermedades.

Establecimiento de un modelo de lesión de la médula espinal por contusión en ratones basado en una técnica mínimamente invasiva

El protocolo actual, que simula el síndrome del cordón central (CCS) en ratones, ha mejorado la repetibilidad y minimizado el daño operativo a los animales de experimentación, evitando alterar excesivamente la estructura anatómica. La estrategia de este estudio es ventajosa porque permite investigar los mecanismos de lesión al producir resultados consistentes.

Establecimiento del modelo de síndrome de cordón central en ratón C57BL/6J

Aquí se presenta un novedoso dispositivo automatizado de contusión por lesión de la médula espinal para ratones, que puede producir con precisión modelos de contusión por lesión de la médula espinal con diversos grados.

Impactador automatizado para el modelo de lesión medular contusiva en ratones

Aprende a generar una lesión compresiva de médula espinal reproducible en ratones neonatos mediante laminectomía dorsal y clip modificado. Este modelo permite estudiar la plasticidad adaptativa subyacente a la recuperación funcional espontánea.

Un ratón neonatal lesión de médula espinal de compresión Modelo

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