Name: Ex vivo de imágenes en vivo de metástasis pulmonar y su microambiente (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 19 s
Description: Aprende a realizar imágenes ex vivo en vivo de metástasis pulmonar utilizando microscopía confocal de disco giratorio en ratones. Esta técnica permite visualizar interacciones célula-tumor y estroma durante al menos cuatro horas.

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Agradecemos a Nguyen H. Nguyen por su ayuda técnica y a Audrey O'Neill por su apoyo con el microscopio confocal de disco giratorio Zeiss Cell Observer. Este trabajo fue apoyado por una beca postdoctoral del Departamento de Defensa (W81XWH-11-01-0139) y el Programa Nacional de Premios Postdoctorales del Instituto Weizmann de Ciencia para el Avance de las Mujeres en la Ciencia (a V.P.).

Todos los procedimientos descritos deben realizarse de conformidad con las directrices y regulaciones para el uso de animales vertebrados, incluyendo la aprobación previa de la Atención Institucional local de Animales y el empleo (IACUC). 1. Generación de metástasis pulmonar ex vivo para imágenes en vivo (transgénica o vena de la cola de inyección) NOTA: Las metástasis pulmonares se pueden generar mediante la utilización de modelos de ratones genéticamente modificados o (iv) la inyección intravenosa de las células cancerosas. <ol><li> Generar metástasis pulmonares para formación de imágenes mediante el cruce de un modelo de ratón del tumor mediante ingeniería genética en un ratón transgénicos reportero, por ejemplo, cruzar el cáncer de mama modelo de ratón, virus del tumor mamario terminal larga del antígeno media de repetición-polioma T de ratón (MMTV-PYMT) 11 en ACTB-ECFP modelo de ratón 12. NOTA: El modelo ACTB-ECFP expresa mayor proteína fluorescente cian (ECFP) bajo la β-acten el promotor de tal manera que todas las células emiten fluorescencia en el canal azul de la PPC. Sin embargo, las células cancerosas son, con mucho, el más destacado y aparecen como una masa de células ECFP-positivo bajo el microscopio. El modelo de ratón MMTV-PYMT desarrolla una enfermedad progresiva, en el que el crecimiento de tumor de mama está asociada con la difusión de las células cancerosas a la periferia, sobre todo a los pulmones. En los ratones MMTV-PYMT en la FVB / n de fondo, las micrometástasis se pueden observar alrededor de 10-11 semanas de edad. En general, estos avances a macrometástasis en alrededor de 14 semanas de edad de 13 años. O </li><li> Generar metástasis experimentales utilizando células primarias o líneas celulares singénicas. El uso en células tumorales primarias in vitro manipulado o líneas celulares (por ejemplo., La transducción), seguido de la inyección iv 14. <ol><li> En resumen, en este protocolo, inyectar una proteína verde fluorescente (GFP) expresando (+) línea celular MMTV-PYMT en ratones fluorescentes reportero (ACTB-ECFP) o ratones de tipo salvaje. Entonces,visualizar estas células conocidas como células VO-15 utilizando el PYMT, canal verde GFP. NOTA: La línea celular original VO-PYMT se derivó en el Vanderbilt Ortopedia en Nashville, TN. VO significa Vanderbilt Ortopedia. </li><li> Después de la inyección de 10 6 células (en 200 l), observe la extravasación de células de cáncer de inmediato y hasta unas pocas horas después de la inyección; observar las micrometástasis entre 1-3 semanas después de la inyección y detectar macrometástasis 3 semanas después de la inyección de 15. NOTA: menos células se pueden inyectar para prolongar el tiempo de inyección para el crecimiento metastásico. </li></ol></li></ol> 2. El etiquetado de los componentes de interés en el microambiente metastásico (transgénico y / o inyectables) NOTA: El etiquetado se puede lograr por los ratones transgénicos y / o por varios inyectables. Asegúrese de utilizar diferentes colores fluorescentes para el etiquetado de los diversos tipos de células. <ol><li> Los componentes Label del microambiente metastásico utilizando ratones transgénicos. Cruzar el modelo de tumor de ratón se ha mencionado anteriormente (por ejemplo., MMTV-PYMT x ACTB-ECFP) en un modelo de ratón transgénico en el que las células del estroma de interés son etiquetados por una proteína fluorescente que no es ECFP, por ejemplo., C-fms-EGFP 4,16. NOTA: Además de la visualización de las células cancerosas en el canal de CFP, esto permite la visualización de las células mieloides en el canal de GFP 4. Y / O </li><li> Etiqueta de diversos componentes del microambiente metastásico usando los inyectables en ratones reportero fluorescente transgénicos o (no fluorescentes) ratones de tipo salvaje. NOTA: Varios compuestos se puede inyectar para etiquetar diversos componentes del microambiente metastásico, por ejemplo, un anticuerpo Gr-1 AF647 conjugado se utiliza aquí para etiquetar los neutrófilos y se utilizan algunos monocitos 13 y diferentes dextranos de peso molecularpara etiquetar los capilares pulmonares. Para la preparación de estos inyectables ver paso 4. </li></ol> 3. Preparación de Materiales antes de la disección <ol><li> 2% de agarosa <ol><li> Pesar 0,2 g de agarosa y añadir a 10 ml 1 x PBS. Calentar la solución para disolver la agarosa. Agarosa se solidifica a temperatura ambiente, por lo que mantener en un baño de agua a 37 ° hasta su utilización para la inflación. </li></ol></li><li> CO 2 y controlador de temperatura <ol><li> Compruebe ddH2O en la cámara de humidificación. Vuelva a llenar cuando sea necesario. Introduzca la placa de configuración en la temperatura soporte de la placa etapa (cámara climática). Encienda el controlador de CO2 y fijar CO 2 al 5%. Asegúrese de que el caudal de aire se fija en 0,4 Nl / min. </li><li> Abra el aire y CO 2 válvulas. Encienda el controlador de temperatura. Asegúrese de que la temperatura de la cámara climática y la tapa se fijan a 37 ° C. </li><li> Liberar la presión del aire sobre el CO de 2 metros. Verificar CO 2 creciente, equilibration puede tardar hasta 30 minutos. </li></ol></li><li> disco giratorio microscopio confocal NOTA: Los detalles de la configuración de microscopio se han descrito previamente 4,17. <ol><li> Encienda el láser (láser de argón durante excitación de 488 nm y el de estado sólido de 405 nm, 561 nm y 640 nm láseres). Encienda el microscopio, la cámara, la unidad de control de disco giratorio, el AOTF, la unidad de control de láser y el controlador de la cámara. </li><li> Abrir el obturador microscopio, encienda el equipo que ejecuta el microscopio y abrir el software. </li></ol></li><li> Preparación de las herramientas y la plataforma de la disección. <ol><li> A su vez en el esterilizador de cuentas en caliente y se deja llegar a 250 ° C. Limpias 2 pares de tijeras quirúrgicas y pinzas con agua y jabón. Esterilizar las herramientas durante al menos 30 segundos. Deje que las herramientas se enfrían. Use una tapa de poliestireno como plataforma de disección. Se cubre con un trozo de remojo laboratorio. </li></ol></li></ol> 4. Preparación de inyecciones NOTA: Dependiendo de la vida media y la respuesta preferida, inyecte la etiqueta fluorescente anticuerpos y / o moléculas fluorescentes ya sea inmediatamente antes de su sacrificio de un animal o de un par de horas a días antes. <ol><li> Para neutrófilos imagen Gr1-positivos y monocitos, preparar una jeringa con 7 l de anticuerpo de la Gr-1 AF647 conjugado (1 mg / ml) en 100 l de PBS estéril bajo el capó. Colocar una aguja 27 G ½ en la jeringa. </li><li> Para capilares pulmonares imagen, preparar una segunda y tercera jeringa con 100 l de o bien 70 kD rodamina conjugado con dextrano (4 mg / ml) o dextrano 10 kD AF647-conjugado (4 mg / ml). Coloque una aguja de 27 G ½ de las jeringas. </li><li> Inyectar el AF647-conjugado anticuerpo solución iv 5 horas antes de la escisión pulmones. </li><li> Inyectar una o ambas soluciones de dextrano iv inmediatamente anteriores a la escisión pulmones. </li></ol> 5. Preparación de los pulmones ex vivo para imágenes en vivo NOTA: Trate de trabajar como estéril y cuidado posible para evitar problemas innecesarios de las células inmunes dentro de los pulmones. <ol><li> Inyectar la intraperitoneal ratón (ip) con una sobredosis letal de anestésico permitido por el protocolo de los animales aprobado por el IACUC, por ejemplo., 1 ml de 2,5% Avertin. Espere a que el ratón para detener la respiración y ser completamente no responden a estímulos nocivos (trasera pizca de la pata). NOTA: La dislocación cervical y la eutanasia de dióxido de carbono deben evitarse ya que puede afectar negativamente a la viabilidad celular de pulmón. </li><li> Inmovilizar el ratón sobre una tabla de disección y esterilizar el ratón con etanol al 70%. </li><li> Con unas tijeras quirúrgicas para hacer primero una incisión epigástrico transversal a través de la piel, seguido de una incisión similar a través del peritoneo. Mantenga la placa de disección en posición vertical y cortar la aorta descendente, de modo que la sangre se acumula en el abdomen y no en la cavidad torácica. </li><li> Scortar una pequeña abertura en el diafragma para liberar el vacío. Corte a lo largo de la costilla 10 y 12 para cortar el diafragma y obtener acceso visual a los pulmones. </li><li> Use las tijeras quirúrgicas para cortar la piel hasta la tráquea a través de la caja torácica pero deja intacta la caja torácica. Se separa la piel de la caja torácica. Exponer la tráquea mediante la eliminación del tejido conectivo circundante, teniendo cuidado de no dañar la tráquea en sí (Figura 1A). </li><li> Cortar una pequeña abertura de aproximadamente 1 mm de diámetro en la tráquea expuesta paralelo a los anillos cartilaginosos, tan cerca de la laringe como sea posible (Figura 1B). Tenga cuidado de no cortar completamente a través de la tráquea. </li><li> Tome una aguja 20 G e inserte suavemente la aguja 4-5 mm en la tráquea sin ninguna fuerza contraria (Figura 1D). El extremo de la aguja debe ser visible a través de la tráquea (Figura 1C). El uso de fórceps para estabilizar la aguja en la tráquea. Como alternativa, una sutura puede ser atado aroUnd la tráquea para mantener la aguja en su lugar. NOTA: Mediante la inserción demasiado profunda, la carina puede ser traumatizada o sólo un lado de los pulmones puede ser inflado. </li><li> Llene una jeringa con 400 l de 37 ° C 2% de agarosa de baja temperatura de fusión (tomada directamente de un baño de temperatura constante). Asegúrese de que la tabla de disección está de pie y lentamente inculcar la agarosa caliente a través de la aguja en los pulmones, usar ~ 400 l para inflar los pulmones. NOTA: Vea los pulmones se inflan dentro de la caja torácica. No sobre-inflar el pulmón, ya que se rompa. </li><li> Una vez que los pulmones se inflan, llenando ~ ⅔ de la caja torácica, separar la jeringa y mantener la aguja en el interior de la tráquea para evitar cualquier agarosa de fugas. </li><li> Verter aproximadamente 50 ml de 20 ° C PBS más de los pulmones inflados para permitir que la agarosa en el interior de los pulmones para establecer y solidificar. extraer la aguja lentamente y cerrar la tráquea con una pinza para evitar cualquier no solidificado de agarosa se escape. &lt;/ Li&gt; <li> Exponer a los pulmones mediante la realización de una esternotomía y posteriormente extirpar los pulmones. Para la escisión de los pulmones, se aferran a la tráquea durante el corte a través de la tráquea por completo. Tire suavemente de la tráquea hacia arriba, cortar el tejido conectivo y el esófago mientras tira de los pulmones fuera de la cavidad del pecho hasta que los pulmones se separa del ratón (Figura 1E). </li><li> Sumergir los pulmones en caliente RPMI-1640 para lavar el exceso de sangre y separar suavemente los lóbulos mediante el uso de tijeras y pinzas para cortar bronquio principal los lóbulos &#39;en el hilio (Figura 1F). </li><li> Coloque los lóbulos, con la superficie plana hacia abajo para maximizar la superficie de formación de imágenes, en un pocillo de una placa de imagen de 24 pocillos (Figura 1G). Añadir 100 l de 37 ° C RPMI-1640 en la parte superior de los lóbulos. Coloque varias cubierta se desliza microscopio circular 15 mm en la parte superior de los lóbulos para evitar que se flotante. </li><li> Verter PBS caliente en los pozos de los alrededores para evitar que los medios de comunicación RPMI-1640 de EVAPperorando. Insertar la placa de 24 pocillos en la cámara climática equilibrada y mantener los lóbulos pulmonares a 37 ° C con aire y 5% de CO 2. Inserte la cámara climática en la platina del microscopio confocal. NOTA: Otras mezclas de gas (por ejemplo, 5% de O2, 5% de CO2 en N2 para examinar el comportamiento de células en condiciones de hipoxia / oxígeno inferior) también podría ser considerado. </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53741/53741fig1.jpg" /> Figura 1. Protocolo para la preparación de los pulmones para imágenes en directo. (A) La exposición de la tráquea después de la preparación del ratón. (B) Pequeño recorte realizado en la tráquea expuesta paralelo a los anillos cartilaginosos. (C) 20 G aguja insertada 4-5 mm en la tráquea. (D) La instilación de 400 l 2% de baja temperatura de fusión de agarosa en los pulmones. (E) Inflpulmones ATED separados del ratón. (F) Los lóbulos separados después de la inflación. (G) lóbulos colocado en un pocillo de una placa de imagen de 24 pocillos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53741/53741fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> 6. Adquisición y Análisis de Imágenes NOTA: Las imágenes pueden ser adquiridas con una variedad de hilado disco microscopio confocal con el apoyo de varios programas de software. En este protocolo, ya sea μManager con un disco giratorio microscopio confocal por encargo o Zen con un microscopio confocal de girar el disco disponible en el mercado se utiliza para la adquisición de la imagen, mientras que Imaris se utiliza para la edición y el análisis de la película. <ol><li> Adquirir imágenes con μManager. Un detallado paso a paso el protocolo para la adquisición de imágenes utilizando el software μManager se ha descrito previamente 18. O </li><li> adquirir imágenesutilizando software de análisis de imágenes como Zen (ver Figura S1). <ol><li> Haga clic en la pestaña &#39;Localiza&#39;, y selecciona objetivo (10x o 20x) en la herramienta &#39;Light Path&#39; (Figura S1 A, cuadro rojo). Posteriormente, haga clic en &#39;Ojos - DAPI&#39; para mirar el canal de PPC a través del ocular (Figura S1 A, caja azul). Localizar la muestra manualmente con el microscopio. Haga clic en &#39;Todo Off&#39;after el tejido es el centro del campo de visión. </li><li> Haga clic en la pestaña &#39;Adquisición&#39; para ajustar todos los parámetros de adquisición de imágenes. </li><li> En la herramienta de &quot;canales&quot;, haga clic en el botón &#39;+&#39; (Figura S1 B, cuadro rojo). Un menú emergente aparece y buscar el colorante (s) presente en la muestra en el &quot;tinte de base de datos &#39;(Figura S1B). Seleccione el tinte y haga clic en &quot;Añadir&quot;. NOTA: El programa seleccionará todos los filtros sean optimizados. Un colorante puede ser eliminadoseleccionándolo siguió haciendo clic en el botón de la papelera (Figura S1B, caja amarilla). </li><li> En el menú &#39;Modo de adquisición&#39;, set &#39;Binning&#39; de 5x5. Haga doble clic en ECFP en el menú de canales para seleccionarlo. Bajar la potencia del láser y el 20% por lo que la muestra no se blanquea al configurar los parámetros de adquisición de imágenes. </li><li> Marque la casilla &#39;Azulejos&#39; en la sección &#39;Experimento Administrador&#39; y la herramienta azulejos aparece en el &#39;Multidimensional Adquisición&#39; grupo de herramientas (Figura S1C). Haga clic en el botón &quot;Configuración avanzada&quot; para ver la imagen en directo de la cámara. Haga clic en el botón &quot;Añadir&quot; en la sección &quot;Posiciones&quot; para añadir 4 a 6 posiciones para el experimento. Para eliminar una posición, seleccione esa posición y haga clic en el botón de la papelera. </li><li> En el grupo de herramientas &#39;Adquisición de parámetros&#39;, abra la herramienta &#39;estrategia de enfoque&#39; y seleccione &#39;Absolute fijo Z-position &#39;de la lista desplegable. </li><li> Marque la casilla Z-Stack en la sección &quot;Experimento Administrador &#39;y la herramienta Z-pila aparece en el grupo de la herramienta&#39; Multidimensional Adquisición &#39;(Figura S1D). Haga doble clic en una de las posiciones en la sección &quot;posiciones&quot; y pulse &quot;en directo&quot;. establecer manualmente primero y establecer última posición del campo de la imagen. Ajuste el intervalo en 4 micras. NOTA: El programa determinará el número de cortes para la gama elegida y el intervalo. Idealmente, 5-7 rebanadas son convenientes para permitir suficiente la visualización y la rápida adquisición de imágenes. </li><li> Marque la casilla &#39;Time Series&#39; en la sección &#39;Experimento Administrador&#39;. De ajuste deseado &quot;duración&quot; y los tiempos de &quot;intervalo&quot; en la herramienta &#39;Time Series&#39; que apareció en el &#39;Multidimensional Adquisición&#39; grupo de herramientas (Figura S1E). </li><li> En el &#39;AcquisiModo de la &#39;menú, establece&#39; Binning &#39;de 2x2. Haga doble clic en un fluoróforo en el menú de canales para seleccionarlo y aumentar la potencia del láser a 100%. Pulse &#39;Live&#39; y ajustar el &quot;tiempo de exposición&quot;. Repita este procedimiento para cada fluoróforo. </li><li> Marque la casilla &quot;Activar Auto Guardar &#39;. Seleccione una carpeta y escriba el nombre del archivo. Todas las imágenes obtenidas se guardarán automáticamente en esta carpeta. </li><li> Haga clic en &quot;Start Experimento &#39;en la sección&#39; Experimento Administrador &#39;para iniciar la adquisición de imágenes. </li></ol></li><li> Después de la adquisición de imágenes, compilar los datos en bruto en el software Imaris. Convertir imágenes para .ims archivos y se pueden hacer ajustes. Un detallado paso a paso el protocolo para la conversión de archivos, haciendo ajustes y Almacenamiento de películas utilizando Imaris se ha descrito previamente 18. </li><li> Al guardar la película, establecer el &quot;Frame Rate&quot; 5 fotogramas por segundo (fps). </li></ol>

<ol><li>Chaffer, C. L., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+perspective+on+cancer+cell+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A perspective on cancer cell metastasis.</a> Science. 331 (6024), 1559-1564 (2011).</li>
<li>Plaks, V., Kong, N., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cancer+stem+cell+niche%3A+how+essential+is+the+niche+in+regulating+stemness+of+tumor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+stem+cell%22%5BJournal%5D)">The cancer stem cell niche: how essential is the niche in regulating stemness of tumor cells.</a> Cell stem cell. 16 (3), 225-238 (2015).</li>
<li>Nguyen, D. X., Bos, P. D., Massague, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metastasis%3A+from+dissemination+to+organ-specific+colonization%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Metastasis: from dissemination to organ-specific colonization.</a> Nat Rev Cancer. 9 (4), 274-284 (2009).</li>
<li>Egeblad, M., Ewald, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+stromal+cell+dynamics+in+different+tumor+microenvironments+by+spinning+disk+confocal+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Visualizing stromal cell dynamics in different tumor microenvironments by spinning disk confocal microscopy.</a> Dis Model Mech. 1 (2-3), 155-167 (2008).</li>
<li>Ellenbroek, S. I. J., van Rheenen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+hallmarks+of+cancer+in+living+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Imaging hallmarks of cancer in living mice.</a> Nat Rev Cancer. 14 (6), 406-418 (2014).</li>
<li>Looney, M. R., Thornton, E. E., Sen, D., Lamm, W. J., Glenny, R. W., Krummel, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stabilized+imaging+of+immune+surveillance+in+the+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung.</a> Nat Methods. 8 (1), 91-96 (2011).</li>
<li>Thornton, E. E., Krummel, M. F., Looney, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Cur+Protoc+Cytom%22%5BJournal%5D)">Live imaging of the lung.</a> Cur Protoc Cytom. , (2012).</li>
<li>Thornton, E. E., Looney, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporally+separated+antigen+uptake+by+alveolar+dendritic+cells+and+airway+presentation+to+T+cells+in+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporally separated antigen uptake by alveolar dendritic cells and airway presentation to T cells in the lung.</a> J Exp Med. 209 (6), 1183-1199 (2012).</li>
<li>Mendoza, A., Hong, S. -H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+metastasis+biology+and+therapy+in+real+time+in+the+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Modeling metastasis biology and therapy in real time in the mouse lung.</a> J Clin Invest. 120 (8), 2979-2988 (2010).</li>
<li>Lelkes, E., Headley, M. B., Thornton, E. E., Looney, M. R., Krummel, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spatiotemporal+cellular+dynamics+of+lung+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Immunol%22%5BJournal%5D)">The spatiotemporal cellular dynamics of lung immunity.</a> Trends Immunol. 35 (8), 379-386 (2014).</li>
<li>Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+mammary+tumors+by+expression+of+polyomavirus+middle+T+oncogene%3A+a+transgenic+mouse+model+for+metastatic+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease.</a> Mol Cell Biol. 12 (3), 954-961 (1992).</li>
<li>Hadjantonakis, A. -K., Macmaster, S., Nagy, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cells+and+mice+expressing+different+GFP+variants+for+multiple+non-invasive+reporter+usage+within+a+single+animal%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cells and mice expressing different GFP variants for multiple non-invasive reporter usage within a single animal.</a> BMC Biotechnol. 2, (2002).</li>
<li>Casbon, A. -J., Reynaud, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Invasive+breast+cancer+reprograms+early+myeloid+differentiation+in+the+bone+marrow+to+generate+immunosuppressive+neutrophils%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Invasive breast cancer reprograms early myeloid differentiation in the bone marrow to generate immunosuppressive neutrophils.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 112 (6), 566-575 (2015).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parenteral+injections%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Immunol%22%5BJournal%5D)">Parenteral injections.</a> Curr Protoc Immunol. , (2006).</li>
<li>Halpern, J., Lynch, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+application+of+a+murine+bone+bioreactor+as+a+model+of+tumor%3A+bone+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Exp+Metastas%22%5BJournal%5D)">The application of a murine bone bioreactor as a model of tumor: bone interaction.</a> Clin Exp Metastas. 23 (7-8), 345-356 (2006).</li>
<li>Sasmono, R. T., Oceandy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+macrophage+colony-stimulating+factor+receptor-green+fluorescent+protein+transgene+is+expressed+throughout+the+mononuclear+phagocyte+system+of+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">A macrophage colony-stimulating factor receptor-green fluorescent protein transgene is expressed throughout the mononuclear phagocyte system of the mouse.</a> Blood. 101 (3), 1155-1163 (2003).</li>
<li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic%2C+long-term+in+vivo+imaging+of+tumor-stroma+interactions+in+mouse+models+of+breast+cancer+using+spinning-disk+confocal+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dynamic, long-term in vivo imaging of tumor-stroma interactions in mouse models of breast cancer using spinning-disk confocal microscopy.</a> Cold Spring Harb Protoc. (2), (2011).</li>
<li>Bonnans, C., Lohela, M., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+myeloid+cells+dynamics+in+ApcMin%2F%2B+intestinal+tumors+by+spinning+disk+confocal+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of myeloid cells dynamics in ApcMin/+ intestinal tumors by spinning disk confocal microscopy.</a> J Vis Exp. (92), (2014).</li>
<li>Nakasone, E. S., Askautrud, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+tumor-stroma+interactions+during+chemotherapy+reveals+contributions+of+the+microenvironment+to+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+cell%22%5BJournal%5D)">Imaging tumor-stroma interactions during chemotherapy reveals contributions of the microenvironment to resistance.</a> Cancer cell. 21 (4), (2012).</li>
<li>Cheng, N., Lambert, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammary+transplantation+of+stromal+cells+and+carcinoma+cells+in+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Mammary transplantation of stromal cells and carcinoma cells in C57BL/6J mice.</a> J Vis Exp. (54), (2011).</li>
<li>Al-Mehdi, A. B., Tozawa, K., Fisher, A. B., Shientag, L., Lee, A., Muschel, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+origin+of+metastasis+from+the+proliferation+of+endothelium-attached+tumor+cells%3A+a+new+model+for+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Intravascular origin of metastasis from the proliferation of endothelium-attached tumor cells: a new model for metastasis.</a> Nat Med. 6 (1), 100-102 (2000).</li>
<li>Wong, C. W., Song, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+location+of+breast+cancer+cells+after+spontaneous+metastasis+to+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Intravascular location of breast cancer cells after spontaneous metastasis to the lung.</a> Am J Pathol. 161 (3), 749-753 (2002).</li>
<li>Liang, C. -C., Park, A. Y., Guan, J. -L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+scratch+assay%3A+a+convenient+and+inexpensive+method+for+analysis+of+cell+migration+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+protoc%22%5BJournal%5D)">In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro.</a> Nat protoc. 2 (2), 329-333 (2007).</li>
<li>Nelson, K., Bobba, C., Ghadiali, S., Hayes, D. J., Black, S. M., Whitson, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World J Exp Med. 4 (2), (2014).</li>
<li>Magness, S. T., Bataller, R., Yang, L., Brenner, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+dual+reporter+gene+transgenic+mouse+demonstrates+heterogeneity+in+hepatic+fibrogenic+cell+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">A dual reporter gene transgenic mouse demonstrates heterogeneity in hepatic fibrogenic cell populations.</a> Hepatology. 40 (5), 1151-1159 (2004).</li>
<li>Motoike, T., Loughna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Universal+GFP+reporter+for+the+study+of+vascular+development%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Universal GFP reporter for the study of vascular development.</a> Genesis. 28 (2), (2000).</li>
<li>Srivastava, M. K., Andersson, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myeloid+suppressor+cells+and+immune+modulation+in+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Immunotherapy%22%5BJournal%5D)">Myeloid suppressor cells and immune modulation in lung cancer.</a> Immunotherapy. 4 (3), (2012).</li>
<li>Craig, A., Mai, J., Cai, S., Jeyaseelan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+recruitment+to+the+lungs+during+bacterial+pneumonia%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Neutrophil recruitment to the lungs during bacterial pneumonia.</a> Infect Immun. 77 (2), 568-575 (2009).</li>
<li>Kreisel, D., Nava, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+two-photon+imaging+reveals+monocyte-dependent+neutrophil+extravasation+during+pulmonary+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 107 (42), 18073-18078 (2010).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que divulgar. Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo de acuerdo con los protocolos aprobados por IACUC, UCSF.

Este manuscrito describe un método detallado para la ex vivo de imágenes en vivo de metástasis de pulmón en modelos de ratón de la metástasis. Este protocolo de formación de imágenes proporciona una visualización directa de las interacciones célula-tumor del estroma dinámicas y espaciales dentro del microambiente de pulmón. Es un método relativamente fácil y rápido que permite obtener imágenes fiables de metástasis de pulmón durante al menos 4 horas. Películas adquiridos a partir de estos experimentos se pueden...

El aspecto más mortal del cáncer es la metástasis, que representa más del 90% de la morbilidad y mortalidad relacionadas con el cáncer1. La metástasis es un proceso de varios pasos y, debido a su complejidad, los mecanismos celulares y moleculares exactos que gobiernan la diseminación y el crecimiento metastásico aún son difíciles de alcanzar. Para hacer metástasis, las células tumorales del tumor primario deben desprenderse de sus células vecinas y de la membrana basal, atravesar la matriz extracelular, intravasarse, viajar a través de los vasos sanguíneos o linfáticos, extravasarse en el sitio secundario y, finalmente, sobrevivir y establecer tumores secundarios. Además de las propiedades de las células tumorales, la contribución del microambiente, que incluye el estroma adyacente junto con las contrapartes normales de las células cancerosas, es crucial para la siembra y el establecimiento de lesiones metastásicas2.
Los métodos tradicionales para estudiar la siembra y el crecimiento metastásicos examinan los estados estáticos, a medida que los tejidos se extirpan y seccionan para su histología. Estos datos solo generan una instantánea de este proceso altamente dinámico. Aunque se puede obtener información útil de estos estudios, el complicado proceso por el cual las células tumorales y estromales interactúan durante la formación de metastásicos no se puede evaluar adecuadamente con estos métodos. Además, no es posible obtener información sobre los patrones de migración de células tumorales o estromales, que son importantes para establecer una colonia en el sitio distante. Para estudiar eficazmente el proceso metastásico, es esencial visualizar diversas interacciones entre las células cancerosas y su microambiente de forma continua y en tiempo real. 
El pulmón es un sitio común para metástasis de tumores sólidos como cáncer de mama, colorrectal, pancreas, melanoma y sarcoma3. La imagen intravital se utilizó previamente para estudiar la interacción célula-célula en varios modelos de tumores primarios y metastásicos4,5. Se han publicado métodos de obtención de imágenes pulmonares en ratones, incluidas las imágenes intravitales, las imágenes de secciones pulmonares y un ensayo de metástasis pulmonar ex vivo 6–9. Las imágenes intravitales de los pulmones de ratón utilizan una ventana de succión torácica para estabilizar los pulmones6. Este método se utiliza para obtener imágenes de lapso de tiempo de la microcirculación pulmonar y los espacios alveolares. La localización anatómica de los pulmones plantea un reto para la obtención de imágenes intravitales. Para acceder a los pulmones, se debe abrir la cavidad torácica, lo que provoca la pérdida de presión negativa y el colapso de los pulmones. Este método solo permite la visualización de una pequeña parte de los pulmones y es técnicamente exigente; una complicación innecesaria en estudios que examinan procesos que son independientes del flujo sanguíneo. Además, este método también requiere bloquear el movimiento causado por la respiración. Esto se hace mediante la recolección de imágenes entre respiraciones o durante los análisis posteriores a la adquisición de imágenes10. La imagen alternativa de la sección pulmonar ex vivo proporciona estabilidad y profundidad, y también prepara el parénquima pulmonar para la inmunotinción7. Sin embargo, el largo proceso de seccionamiento conduce a un gran retraso entre el momento del sacrificio del animal y el inicio de la sesión de imágenes. Además, el proceso de seccionamiento de un pulmón de ratón causa una cantidad considerable de muerte celular8, lo que interfiere con la calidad y cantidad de las muestras de imagen y tal vez altere innecesariamente las interacciones tumor-estroma. Con el fin de establecer un puente técnico entre los métodos de imagen intravital y la imagen de sección pulmonar, aprovechando al mismo tiempo las ventajas de las dos técnicas, se desarrolló un método relativamente rápido y sencillo para la obtención de imágenes pulmonares ex vivo. Este método se logró mediante imágenes de lóbulos pulmonares completos no seccionados. Con este método, la motilidad de las células cancerosas, así como las interacciones entre las células cancerosas y las células estromales en su microambiente, se pueden visualizar en tiempo real durante varias horas.

<table><tbody><tr><td>Ratones MMTV-PyMT/FVB</td><td>Laboratorio Jackson</td><td>2374</td><td>Ratones hembra Ratones</td></tr><tr><td>ACTB-ECFP/FVB Laboratorio</td><td></td><td></td> UCSF Werb <td>Ratones hembra</td></tr><tr><td>Ratones c-fms-EGFP/FVB</td><td>Laboratorio UCSF Werb Ratones</td><td></td><td>hembra Ratones</td></tr><tr><td>FVB</td><td>Laboratorio Jackson</td><td>1800</td><td>Ratones hembra</td></tr><tr><td>Células GFP+ VO-PyMT</td><td>UCSF Laboratorio</td><td></td><td></td>Werb</tr><tr><td>70.000 kDa Dextrano, rodamina conjugada</td><td>Invitrogen</td><td>D1818</td><td>Diluir a&nbsp; 4mg/ml en 1 x PBS y almacenar a -20&nbsp; &deg;C. Use 0.4 mg por animal.&nbsp;</td></tr><tr><td>10.000 kDa Dextrano, Alexa Fluor 647 conjugado</td><td>Invitrogen</td><td>D22914</td><td>Diluir a&nbsp; 4mg/ml en 1 x PBS y almacenar a -20&nbsp; &deg;C. Utilizar 0,4 mg por animal.&nbsp;</td></tr><tr><td>Anticuerpo anti-ratón Gr-1 Alexa Fluor 647</td><td>UCSF Núcleo</td><td></td> de anticuerpo monoclonal <td>Stock 1mg/ml. Utilizar 7 ug por animal.</td></tr><tr><td>Anestesia Anestésica</td><td></td><td></td><td>aprobada por IACUC, utilizada para anestesia y/o eutanasia</td></tr><tr><td>1X PBS</td><td>UCSF instalación</td><td></td><td></td>de cultivo celular</tr><tr><td>PBS, USP estéril&nbsp;</td><td>Amresco INC</td><td>K813-500ML</td><td>Grado ultra puro para inyección intravenosa</td></tr><tr>Plataforma <td></td><td></td> de<td>espuma de poliestireno</td><td>Se utilizará como tablero de disección</td></tr><tr><td>Tijeras finas afiladas&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-11</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>Roboz Surgical Store</td><td>RS-5135</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador de perlas calientes</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td>Encender 30 minutos antes de usar</td></tr><tr><td>Aire</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxígeno</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dióxido de carbono</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de 1 mL sin aguja&nbsp;</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>27 G x 1/2 aguja&nbsp; &nbsp;</td><td>BD</td><td>305109</td><td>para inyección intravenosa</td></tr><tr><td>20 G x 1 aguja, bisel corto&nbsp; &nbsp;</td><td>BD</td><td>305178</td><td></td></tr><tr><td>Agarosa a baja temperatura de fusión&nbsp;</td><td>Lonza</td><td>50111</td><td>Para hacer 10 ml de solución, pese 0,2 g de agarosa, agregue a 10 ml 1 x PBS y caliente para disolver. La agarosa se solidificará a temperatura ambiente, así que manténgala en un 37 &deg; C baño de agua hasta que se use para inflar.</td></tr><tr><td>RPMI-1640 medio sin rojo fenol</td><td>Life Technologies</td><td>11835-030</td><td></td></tr><tr><td>24 pocillos Placa de imagen&nbsp;</td><td>E& K scientific</td><td>EK-42892</td><td></td></tr><tr><td>Portaobjetos con cubierta de vidrio, 15 mm&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-031-144</td><td></td></tr><tr><td>Controlador digital de CO2 y temperatura</td><td>Okolab</td><td>DGTCO2BX</td><td></td></tr><tr><td>http://www.oko-lab.com Cámara climática</td><td>Okolab</td><td></td><td>http://www.oko-lab.com</td></tr><tr><td>Cell Observer Microscopio confocal de disco giratorio</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zen Software</td><td>Zeiss Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Invertido</td><td>Carl Zeiss Inc</td><td>Zeiss Axiovert 200M</td><td></td></tr><tr><td>Cámara ICCD</td><td>Stanford Photonics</td><td>XR-Mega-10EX S-30</td><td></td></tr><tr><td>Cabezal de escaneo confocal de disco giratorio</td><td>Yokogawa Corporation</td><td>CSU-10b</td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>mManager</td><td>Vale lab, UCSF</td><td></td><td>Software de código abierto</td></tr></tbody></table>

ex vivo de imágenes en vivo de metástasis pulmonar y su microambiente

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

La metástasis es una causa importante de morbilidad y mortalidad relacionada con el cáncer. La metástasis es un proceso de múltiples etapas y debido a su complejidad, los procesos celulares y moleculares exactos que gobiernan la diseminación metastásica y el crecimiento siguen siendo difícil de alcanzar. Imágenes en vivo permite la visualización de las interacciones dinámicas y espaciales de las células y su microambiente. Los tumores sólidos metástasis comúnmente a los pulmones. Sin embargo, la localización anatómica de los pulmones plantea un reto a intravital de imágenes. Este protocolo proporciona un método relativamente sencillo y rápido para la ex vivo de imágenes en vivo de las interacciones dinámicas entre las células tumorales y su estroma circundante dentro de la metástasis pulmonar. Usando este método, la motilidad de las células cancerosas, así como las interacciones entre las células cancerosas y las células del estroma en su microambiente pueden ser visualizados en tiempo real durante varias horas. Mediante el uso de ratones transgénicos fluorescentes reportero, una línea de células fluorescentes, inyectable marcado con fluorescenciamoléculas y / o anticuerpos, múltiples componentes de la microambiente de pulmón pueden ser visualizados, tal como los vasos sanguíneos y las células inmunes. Para la imagen de los diferentes tipos de células, se ha utilizado un disco giratorio microscopio confocal que permite formación de imágenes continuo a largo plazo con la adquisición rápida de imágenes, de cuatro colores. películas a intervalos compilados a partir de imágenes recogidas a través de múltiples posiciones y planos focales muestran las interacciones entre metastásico en vivo y células inmunes durante al menos 4 horas. Esta técnica se puede utilizar además para probar la quimioterapia o la terapia dirigida. Además, este método podría ser adaptado para el estudio de otras patologías relacionadas con los pulmones que pueden afectar el microambiente de pulmón.

Usando el hilado disco microscopía confocal, diversos sistemas modelo del ratón y los inyectables, el microambiente metastásico puede ser visualizado y seguimiento en el tiempo. El uso de un MMTV-PYMT; ACTB-ECFP; c-fms-EGFP triple modelo de ratón transgénico, diferentes componentes celulares están marcadas fluorescentemente (Figura 2A, Película 1). La estructura típica del parénquima pulmonar puede ser visualizado en el canal de CFP ya que todas las células exp...

Se describe un método relativamente simple para ex vivo de imágenes en vivo de las interacciones célula-estroma tumoral dentro de la metástasis de pulmón, utilizando reporteros fluorescentes en ratones. Uso de hilado de disco microscopía confocal, esta técnica permite la visualización de células vivas durante al menos 4 horas y podría adaptarse para estudiar otras condiciones inflamatorias pulmonares.

Ex vivo de imágenes en vivo de metástasis pulmonar y su microambiente

Metastasis is a major cause for cancer-related morbidity and mortality. Metastasis is a multistep process and due to its complexity, the exact cellular ...

El objetivo general de este procedimiento es visualizar las interacciones dinámicas del estroma de las células tumorales dentro de las metástasis pulmonares. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la metástasis del cáncer, como por ejemplo, ¿cómo se establece la metástasis y qué tipos de células dentro del microambiente están involucradas en este proceso? La principal ventaja que ofrece esta técnica es que se trata de un método rápido y sencillo de obtención de imágenes pulmonares ex vivo que permite la visualización de células vivas durante al menos cuatro horas. Esta técnica puede haber mejorado nuestra comprensión de los mecanismos de acción de varias terapias dirigidas para el tratamiento de la metástasis pulmonar. La primera vez que tuvimos una idea para este método fue cuando estábamos examinando la metástasis mediante imágenes de sección pulmonar y estábamos luchando con una muerte celular extensa como resultado de este procedimiento. Para preparar los pulmones para la obtención de imágenes en vivo ex vivo, comience por inmovilizar al ratón en una tapa de espuma de poliestireno cubierta con un trozo de remojo y esterilice al animal con etanol al

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El nuevo protocolo reportados en el presente estudio permite la detección selectiva de metástasis pulmonares en la celda de resolución única en ratones por...

Visualización mejorada de metástasis pulmonares en la Resolución sola célula en ratones por Combinada<em&gt; In-situ</em&gt; La perfusión del tejido pulmonar y X-Gal tinción de<em&gt; LacZ</em&gt;-Etiquetados células tumorales

Se describe un método para la formación de imágenes respuesta a tratamiento contra el...

Imágenes en directo de las respuestas de drogas en el microambiente tumoral en modelos de ratón de cáncer de mama

Se presenta un método para medir la velocidad del flujo sanguíneo microcirculatorio en metástasis de cáncer pulmonar de la superficie pleural en ratas de forma automatizada, utilizando microscopía intravital pulmonar a tórax cerrado. Este modelo tiene potencial para ser utilizado como una herramienta generalizada para realizar investigaciones fisiológicas sobre metástasis pulmonares en roedores.

Medición Automatizada de la microcirculación de la sangre Velocidad del caudal en metástasis pulmonar de ratas

Este protocolo describe cómo utilizar cuantitativa en tiempo real PCR (QRT-PCR) para detectar ARNm específicos de células tumorales que representan la metástasis en el tejido pulmonar de ratón.

Evaluación de pulmón metástasis en el ratón mamarias modelos tumorales mediante PCR cuantitativa en tiempo real

Este protocolo describe el uso de la microscopía multifotónica para realizar imágenes unicelulares de alta resolución a largo plazo del pulmón intacto en tiempo real utilizando una ventana de imagen estabilizada por vacío.

A largo plazo de alta resolución Microscopia intravital en el pulmón con una ventana de imagen vacío Estabilizado

Este protocolo describe un método de imagen residente tumor-infiltración T CD8 células con anticuerpos fluorescente acoplados dentro de rebanadas de tumor de pulmón humano. Esta técnica permite el análisis en tiempo real de la migración de células T CD8 usando microscopia confocal.

Ex Vivo Proyección de imagen de los linfocitos de T CD8 residente en Tumor de pulmón humano rebanadas utilizando Microscopía Confocal

El objetivo de este artículo es proporcionar una descripción detallada del protocolo para el ensayo de metástasis pulmonar (PuMA). Este modelo permite a los investigadores a estudiar el crecimiento de células de osteosarcoma metastásico (OS) en el tejido del pulmón usando un widefield fluorescencia o un microscopio de escaneo láser confocal.

Consideraciones prácticas en el estudio de colonización pulmonar metastásico en Osteosarcoma usando el ensayo de metástasis pulmonar

El enfoque descrito combina ensayos experimentales de metástasis de la vena de cola con imágenes animales vivos in vivo para permitir el monitoreo en tiempo real de la formación y el crecimiento de metástasis de cáncer de mama, además de la cuantificación del número y tamaño de metástasis en los pulmones.

Uso combinado de ensayos de metástasis de vena de cola e imágenes en tiempo real en vivo en vivo para cuantificar la colonización metastásica del cáncer de mama y la carga en los pulmones

Aquí, presentamos un protocolo para la implantación quirúrgica de una ventana óptica permanentemente permanente para el tórax murino, que permite obtener imágenes intravitales de alta resolución del pulmón. La permanencia de la ventana la hace muy adecuada para el estudio de los procesos celulares dinámicos en el pulmón, especialmente aquellos que evolucionan lentamente, como la progresión metastásica de las células tumorales diseminadas.

Una ventana permanente para investigar la metástasis del cáncer en el pulmón

El método de imágenes intravitales descrito aquí utiliza la segunda generación armónica de colágeno y la fluorescencia endógena del cofactor metabólico NAD(P)H para segmentar de forma no invasiva un microambiente tumoral no etiquetado en compartimentos tumorales, estromales y vasculares para un análisis en profundidad de imágenes intravitales 4D.

Un enfoque de segmentación sin etiquetas para imágenes intravitales del microambiente tumoral mamario

El manuscrito describe una metodología para el establecimiento y seguimiento longitudinal del crecimiento de las metástasis pulmonares espontáneas de tumores de mama inyectados ortotópicamente, susceptibles de intervención en todas las etapas de la cascada metastásica.

In vivo Diagnóstico por imágenes para medir la metástasis pulmonar espontánea de células tumorales de mama inyectadas ortotópicamente

Aprende a realizar imágenes ex vivo en vivo de metástasis pulmonar utilizando microscopía confocal de disco giratorio en ratones. Esta técnica permite visualizar interacciones célula-tumor y estroma durante al menos cuatro horas.

Ex vivo de imágenes en vivo de metástasis pulmonar y su microambiente

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