Name: A largo plazo de medida de la presión arterial en ratones con libertad de movimientos mediante telemetría (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Aprende a medir la presión arterial a largo plazo en ratones con libertad de movimientos mediante telemetría implantable. Este método permite evaluar factores de regulación cardiovascular sin artefactos de restricción.

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Este trabajo fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH/NHLBI) [Subvención no. HL114869] y el soporte de UTHSC a SM.

Ética declaración: Todos los animales procedimientos mencionados en este video-artículo fueron revisados ​​y aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Tennessee Centro de Ciencias de la Salud. Nota: Utilice instrumentos de microcirugía estériles durante todo el procedimiento quirúrgico. Los instrumentos quirúrgicos pueden esterilizarse utilizando un esterilizador de infrarrojos a una temperatura de esterilización óptima de 1500 ° F (815,6 ° C). Telémetros pueden ser reutilizados, sin embargo, antes de insertarla en el animal asegurarse para esterilizar todo el transmisor de acuerdo con las instrucciones del fabricante y que la punta del catéter se ha rellenado con un gel especial proporcionado por el fabricante. 1. Los animales experimentales <ol><li> Obtener una aprobación del IACUC para todos los experimentos que se realizarán. La consulta con IACUC institucional es muy recomendable sobre los requisitos para el uso de analgésicos postoperatorios después de este procedimiento. </li><li> Mantener a los animales en csalas de lima-controlada que tienen una temperatura ambiente de 21 ° C, 60% de humedad relativa y un ciclo de luz-oscuridad de 12 horas con acceso libre a comida y agua. Nota: Debido a que el cuerpo del ratón tiene que acomodar la sonda de telemetría (aproximativamente 1 cm de diámetro x 2 cm de longitud), es preferible utilizar ratones que pesan 20 g o más. </li></ol> 2. Anestesia y preparación Operativo <ol><li> Pesar el ratón usando una balanza de precisión y registrar su peso. Asegúrese de manejar el animal suave y silenciosa. </li><li> Colocar el animal en la cámara de inducción y cerrarla. Ajuste del caudal de oxígeno a 0,5 L / min y la concentración de isoflurano al 4-5%. </li><li> Cuando el ratón se pierde la conciencia, colocarlo en una placa de calentamiento corporal se mantuvo a 36 - 37 ° C. Mantener la anestesia a través del cono de nariz con el conjunto de isoflurano al 2% (mantener el caudal a 0,5 l / min). </li><li> Preparar las regiones de operación mediante la eliminación del pelo de la parte posterior del cuello y tél cara ventral del cuello mediante la aplicación de crema de depilación. </li><li> Se trata el sitio de la incisión con 3 aplicaciones de lavado quirúrgico (solución de betadine) alternando con alcohol isopropílico al 70%. </li></ol> 3. Cirugía <ol><li> Coloque el ratón en una posición supina. Compruebe si hay reflejos pellizcando el pie, y ajustar la anestesia hasta que no haya respuesta. Realiza una de aproximadamente 1 cm de la línea media incisión por debajo del cuello del ratón con un bisturí. En el lado izquierdo de la corte de crear un espacio subcutáneo separando cuidadosamente la piel del tejido conectivo subyacente. </li><li> Da la vuelta al ratón, y el uso de un bisturí para hacer una incisión en la piel de aproximadamente 1,5 cm de la izquierda de la cara dorsal detrás de la escápula. Crear un bolsillo subcutáneo a lo largo del flanco del animal lo suficientemente grande para acomodar el dispositivo. Inserte el transmisor en el bolsillo. </li><li> Inserte una pequeña pinza pinza hemostática en la incisión hacia atrás y maniobrarlo subcutáneamente hacia la parte anteriorabertura del cuello. El uso de la pinza-pinza hemostática insertado, agarre suavemente un tubo de polietileno no tóxico (4 cm de largo x 1 mm de diámetro). <ol><li> Tire de la pinza a través del túnel a cabo la incisión lateral en la parte posterior hasta que el tubo sobresale de ambos incisión abdominal y dorsal, suelte el tubo de la pinza hemostática. Desde la parte posterior, inserte el sensor de catéter en el tubo de túnel de la punta del catéter de detección de presión a través del cuello. Desde la parte anterior del cuello, tirar y sacar el tubo de polietileno y cerrar la incisión dorsal mediante clips metálicos. </li></ol></li><li> separar cuidadosamente las glándulas mandibulares utilizando aplicadores con punta de algodón estéril y retraer la glándula mandibular izquierdo usando un gancho de estancia elástica. El uso de pinzas curvas de punta fina, localizar la arteria carótida a lo largo del lado izquierdo de la tráquea. Mantener el sitio quirúrgico estéril por colocar y asegurar un campo estéril. <ol><li> Con cuidado, aislar el vaso del tejido circundante y suavemente separar elnervio vago (de color blanquecino) que es a lo largo de la arteria carótida lejos de la arteria. Tenga cuidado de no cortar o dañar el nervio o la arteria. </li></ol></li><li> Pasar tres piezas de no absorbible 7-0 sutura debajo de la sección de la arteria carótida aislado. Atar la sutura craneal para cerrar el flujo de sangre. Tirar de la sutura que está más cerca del esternón para ocluir temporalmente el flujo de sangre de la aorta. </li><li> Hacer un nudo flojo usando la sutura media. Esto se utiliza para asegurar el catéter en el vaso. Cortar una pequeña incisión en la arteria entre el cráneo y las suturas del esternón utilizando micro-tijeras. </li><li> Agarrar el catéter con pinzas especiales de canulación buque, teniendo cuidado de no apretar el catéter para evitar la pérdida de gel de la sonda. Suavemente, agarra la arteria con una punta fina curvados fórceps pinzas, recuperar el catéter, y la inserta en el recipiente a través de la pequeña incisión. </li><li> Apretar el nodo de sutura media alrededor de la arteria y avanzar suavemente el gatoheter. liberar suavemente el hilo de sutura que está próximo al esternón y continuar avanzando el catéter hacia la aorta transversal. <ol><li> Observe la marca en el catéter que da un índice aproximado de hasta qué punto es necesario insertar el catéter. Una vez que se alcanza el punto, suavemente apriete tanto el hilo de sutura superior alrededor del catéter e inferior. El catéter se fija a la arteria carótida por los nudos de sutura. </li></ol></li><li> Cerrar la incisión de la piel con no absorbible 5-0 sutura. Una vez cerrado, sellar la incisión con adhesivo tisular. </li></ol> 4. Medidas de recuperación quirúrgicos y BP <ol><li> Vigilar estrechamente los animales para el retorno de posturas y comportamientos normales. Durante la 24 horas después de la cirugía de la analgesia periodo administrar según las indicaciones de un veterinario personal. </li><li> Una vez que los animales se han recuperado (5 - 7 días después de la cirugía), alojarlos individualmente en una jaula rectangular ratón colocado en la parte superior de la placa de receptor de telemetría. </li><li> Gire el tr implantadoansmitters &quot;on&quot; y &quot;off&quot; mediante el uso de un dispositivo magnético posicionados brevemente cerca del animal desde el exterior de la jaula. </li></ol>

<ol><li>Danaei, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preventable+causes+of+death+in+the+United+States%3A+comparative+risk+assessment+of+dietary%2C+lifestyle%2C+and+metabolic+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Med%22%5BJournal%5D)">The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors.</a> PLoS Med. 6 (4), e1000058(2009).</li>
<li>Dornas, W. C., Silva, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+study+of+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci%22%5BJournal%5D)">Animal models for the study of arterial hypertension.</a> J Biosci. 36 (4), 731-737 (2011).</li>
<li>Henze, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+alterations+in+heart+rate+variability%2C+baroreflex+sensitivity%2C+and+anxiety-like+behaviors+during+development+of+heart+failure+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Persistent alterations in heart rate variability, baroreflex sensitivity, and anxiety-like behaviors during development of heart failure in the rat.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (1), H29-H38 (2008).</li>
<li>Hoffmann, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+tempol+prevents+hypertension%2C+proteinuria%2C+and+poor+feto-placental+outcomes+in+BPH%2F5+mouse+model+of+preeclampsia%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Chronic tempol prevents hypertension, proteinuria, and poor feto-placental outcomes in BPH/5 mouse model of preeclampsia.</a> Hypertension. 51 (4), 1058-1065 (2008).</li>
<li>Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+hypertension%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lab+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of hypertension: an overview.</a> J Lab Clin Med. 146 (3), 160-173 (2005).</li>
<li>Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+experimental+hypertension+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Models of experimental hypertension in mice.</a> Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).</li>
<li>Vatner, S. F., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+control+mechanisms+in+the+conscious+state%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular control mechanisms in the conscious state.</a> N Engl J Med. 293 (19), 970-976 (1975).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+Pressure+Monitoring+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Arterial Pressure Monitoring in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 105-122 (2011).</li>
<li>Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+simultaneous+measurement+of+mouse+systolic+arterial+blood+pressure+by+radiotelemetry+and+tail-cuff+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (6), H2408-H2415 (2004).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+humans+and+experimental+animals.+Part+2%3A+Blood+pressure+measurement+in+experimental+animals%3A+a+statement+for+professionals+from+the+subcommittee+of+professional+and+public+education+of+the+American+Heart+Association+council+on+high+blood+pressure+research%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals. Part 2: Blood pressure measurement in experimental animals: a statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association council on high blood pressure research.</a> Hypertension. 45 (2), 299-310 (2005).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+animals%3A+summary+of+an+AHA+scientific+statement+from+the+Council+on+High+Blood+Pressure+Research%2C+Professional+and+Public+Education+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in animals: summary of an AHA scientific statement from the Council on High Blood Pressure Research, Professional and Public Education Subcommittee.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Implantable radiotelemetría ha mejorado significativamente en la última década; tamaño de la sonda más pequeño hace que el implante menos traumático para el animal, vida de la batería prolongada ayuda a reducir los costes, y las frecuencias telémetro independientes eliminar la diafonía entre los receptores. La telemetría se considera el método del estado de la técnica para recoger una amplia variedad de parámetros fisiológicos se mueva libremente animales sin los artefactos asociados con el uso de restricción, la intera...

La hipertensión es uno de los principales factores de riesgo para enfermedades cardiovasculares, podría decirse que se trata de un importante problema de salud pública tanto en los países desarrollados y en desarrollo 1. Varios modelos animales de hipertensión experimental se han desarrollado para imitar las respuestas hipertensivas como los observados en los seres humanos 2. Entre otros, el ratón ambulatoria representa un modelo excelente para estudiar la génesis y la progresión de la hipertensión que permite en el análisis in vivo de las consecuencias de la exposición crónica a la hipertensión. La presión sanguínea (BP) de vigilancia en ratones ha ayudado a los investigadores a desentrañar varios mecanismos involucrados en la fisiología y la patofisiología de enfermedades tales como la hipertensión y la insuficiencia cardíaca 3, 4. De hecho, la manipulación del genoma de ratón permitió la generación de modelos de genes transgénicos o de orientación adecuado para el estudio de la hipertensión 5, 6. Sin embargo, incluso una manipulación suavede los ratones conscientes induce emociones que potencialmente pueden introducir artefactos durante la adquisición de datos, mientras que el uso de la sedación o tranquilizantes afectan profundamente la presión arterial 7. Estos aspectos son particularmente importantes y deben tenerse en cuenta a la hora de intentar monitorización de la PA a largo plazo. Hay varias maneras de grabar BP en ratones, y una comparación entre las técnicas más comunes disponibles en la actualidad se ha discutido en otra parte 8, 9. Sin embargo, las recomendaciones de la AHA para la medición BP concluyeron que la medición intra-arterial de la presión arterial se prefiere generalmente debido a su capacidad para medir directamente BP durante un período prolongado de tiempo 10. Radiotelemetría junto con la medición directa de la presión arterial es el método del estado de la técnica para el control de las funciones fisiológicas del despierta y se mueve libremente animales de laboratorio y reducir al mínimo el estrés y artefactos asociados con el medio ambiente-9, 11.Radiotelemetría ofrece la posibilidad de recopilar automáticamente la presión arterial, la frecuencia cardíaca, la temperatura corporal y la actividad de los animales de varios animales conscientes. Aunque esta metodología se está volviendo muy popular en muchos laboratorios, la implantación de radio-telemetría en ratones puede ser técnicamente difícil. Aquí se muestra un protocolo de paso a paso que ilustra cómo implantar un transductor de presión en ratones. La técnica implica la inserción subcutánea de la sonda en el cuerpo del ratón, el canal del catéter hasta el cuello y hacia adelante cerca del arco aórtico a través de la arteria carótida izquierda. datos remotamente capturadas se muestran en vivo en el monitor de la computadora. Los datos también se almacenan para su análisis &quot;fuera de línea&quot;.

<table><tbody><tr><td>sistema de anestesia para animales pequeños</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EE. UU</td><td></td><td>. sistema de anestesia para animales pequeños de bajo flujo</td></tr><tr><td>Calentador de almohadillas y termómetro de ratón</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EE. UU.</td><td></td><td>Permite monitorear la temperatura corporal y el control homeotérmico en animales pequeños</td></tr><tr><td>Microscopio binocular</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EE. UU.</td><td>Cuerpo binocular KSCXTS-1121</td><td>con poste de soporte de pluma y</td></tr><tr><td>pinza de hemostático</td> LED superior <td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EE. UU.</td><td>INS750451</td><td>utiliza para sujetar vasos sanguíneos o marcar suturas</td></tr><tr><td>Clips metálicos pequeños, 7 mm, acero inoxidable</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EE. UU.</td><td>INS750344</td><td>utiliza para el cierre de la piel</td></tr><tr><td>Solución de Betadine</td><td>Purdue Products L.P., Stamford, CT, EE. UU.</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>Solución tópica de povidona yodada al 10%</td></tr><tr><td>Solución salina normal</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>necesaria para evitar que el tejido se seque.</td></tr><tr><td>Nair (Loción depilatoria)</td><td></td><td></td><td>necesaria para la eliminación de pelo del sitio de la incisión/cirugía</td></tr><tr><td>Sutura de seda Braide</td><td>Teleflex Medical OEM, Coventry, Connecticut, EE. UU</td><td></td>. <td>Tamaño 5.0, 6.0, 7.0</td></tr><tr><td>Etanol</td><td></td><td>2716</td><td>70% etanol para desinfección</td></tr><tr><td>Tijeras de resorte&nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>para disecciones menores</td></tr><tr><td>Tijeras (inclinadas hacia los lados)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>Mango n.º 3</td></tr><tr><td>Hoja de</td><td></td> bisturí <td>2976-0</td><td>N.º 10</td></tr><tr><td>Pinzas (curvas)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>para sujetar tejido</td></tr><tr><td>Pinzas (rectas)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>para sujetar tejido</td></tr><tr><td>Portaagujas&nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>para suturar</td></tr><tr><td>Nariz de aguja fina Pinzas</td><td>Fine Science Tool</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Henry Schein&nbsp; Animal Health, Melville, Nueva York, EE. UU</td><td></td>. <td>un agente anestésico de inhalación general</td></tr><tr><td>Sterilizer</td><td>Benchmark Scientific, 116 Corporate Blvd, South Plainfield, NJ, EE. UU</td>. <td>B1000</td><td>esterilizar herramientas quirúrgicas&nbsp; en 5-10 segundos usando</td></tr><tr><td>almohadillas de gasa de calefacción</td> infrarroja <td>Johnson & Johnson, New Brunswick, NJ, EE. UU</td>. <td>JJ8513</td><td>para usar para la limpieza de heridas, la preparación, el fregado o el vendaje</td></tr><tr><td>Dispositivo de telemetría</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, EE. UU.</td><td>DSI-PA-C10</td><td>para registrar la presión arterial en ratones que se mueven libremente</td></tr><tr><td>Sistema receptor de telemetría&nbsp; coumpled con un PC</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, EE. UU</td><td></td><td></td></tr>. <tr><td>Tubing</td><td>Instech Laboratories, Plymouth Reunión, PA EE. UU</td>. <td>BTPE-90</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de canulación de vasos, 13 cm, 0,5 mm de diámetro exterior</td><td>World Precision Instruments</td><td>503374</td><td>pinzas especiales de canulación de vasos</td></tr><tr><td>Adhesivo para tejidos 3M</td><td>Animal Care Products, St. Paul, MN, USA</td><td>NAC No.:&nbsp; 11380041</td><td>usar para cerrar heridas menores, a menudo eliminando la necesidad de suturas y/o vendajes</td></tr><tr><td>Báscula de pesaje&nbsp;</td><td></td><td>Balanza de laboratorio analítica de precisión</td> <td>BB300</td></tr></tbody></table>

a largo plazo de medida de la presión arterial en ratones con libertad de movimientos mediante telemetría

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

Durante el desarrollo de nuevos agentes vasoactivos, control de la presión sanguínea arterial es crucial para evaluar la eficacia de los nuevos fármacos propuestos. De hecho, la investigación se centra en el descubrimiento de nuevas dianas terapéuticas potenciales utilizando ratones alterados genéticamente requiere una evaluación fiable a largo plazo de la variación de la presión arterial sistémica. Actualmente, el estándar de oro para la obtención de mediciones a largo plazo de la presión arterial en ratones ambulatorios utiliza implantables de radio-transmisores, que requieren canulación de la arteria. Esta técnica elimina la necesidad de inmovilización, de restricción, o anestesiar los animales que introducen el estrés y artefactos durante el muestreo de datos. Sin embargo, el seguimiento de la presión arterial en ratones a través de cateterismo puede ser bastante difícil debido al pequeño tamaño de las arterias. Aquí presentamos una guía paso a paso para ilustrar los pasajes claves cruciales para una exitosa implantación subcutánea de radio-transmisores y c arteria carótidaanulación en ratones. También se incluyen ejemplos de la actividad de la presión arterial a largo plazo tomadas de ratones con libertad de movimientos después de un período de recuperación post-cirugía. Después de este procedimiento permitirá que los registros de presión arterial directa fiables de varios animales al mismo tiempo.

Los datos pueden ser adquiridos de forma remota por un receptor; trazas se visualizan en una pantalla de ordenador para el control de calidad (Figura 1a). Los detalles tales como Identificación de los animales, la presión arterial diastólica y la presión arterial sistólica también se muestran (Figura 1b). La PA se puede grabar de forma continua (24/7), o por intervalos programados cortos (es decir, 60 seg adquisición cada hora). Los datos pueden...

El objetivo de este protocolo es evaluar la presión arterial sistémica en ratones conscientes que se mueven libremente utilizando dispositivos de radiotelemetría implantables.

A largo plazo de medida de la presión arterial en ratones con libertad de movimientos mediante telemetría

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

El objetivo de este protocolo es evaluar la presión arterial sistémica en ratones conscientes y libres de movimiento mediante dispositivos de telemetría radiotransmisores implantables. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de las enfermedades vasculares y permite la evaluación de muchos factores implicados en la regulación de la presión arterial. La principal ventaja de esta técnica es que permite la recopilación de una amplia variedad de parámetros fisiológicos en animales libres de movimiento, sin los artefactos asociados al uso de restricción, interacción humana o anestesia, que son necesarios en otras técnicas.Mantenga a los animales para este estudio a 21 °C con una humedad relativa del 60 % en un ciclo de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad, con acceso libre a alimento y agua. Pese un ratón seleccionado, manipulándolo con suavidad y calma. Debido a que el cuerpo debe acomodar una sonda de telemetría, el ratón debe pesar al menos 20 g.Para inducir la anestesia, utilice una cámara de inducción con un flujo de isoflurano al cuatro o cinco por ciento a 0,45 litros por minuto. Transfiera el ratón inconsciente a una placa calefactora y suminístrele isoflurano al dos por ciento mediante un cono nasal. Luego, confirme el estado anestesiado con una compresión del dedo del pie.Si el ratón no reacciona, proceda a depilar el lado ventral de su cuello utilizando crema depilatoria. Luego, retire el vello y el exceso de crema, y limpie la piel con tres aplicaciones alternas de betadine y alcohol isopropílico al 70 %. Los telemetros para este experimento pueden reutilizarse si se esterilizan de acuerdo con las instrucciones del fabricante y las puntas de sus catéteres se vuelven a llenar con el gel del fabricante.Ahora, con el ratón en posición supina, realice una incisión media de un centímetro por debajo del cuello del ratón con un escalpelo. En el lado izquierdo del corte, cree un espacio subcutáneo separando cuidadosamente la piel del tejido conectivo subyacente. Luego, dé la vuelta al ratón y use un escalpelo para hacer una incisión de 1,5 centímetros en el lado dorsal izquierdo, detrás de la escápula.A continuación, cree un bolsillo subcutáneo lo suficientemente grande como para acomodar el dispositivo. Ahora inserte el transmisor en el bolsillo. Luego, inserte una pinza hemostática pequeña en la incisión dorsal y móntela subcutáneamente hacia la abertura anterior del cuello.Utilizando el clamp, sostenga suavemente un tubo de plástico de cuatro centímetros de longitud y tire del hemostato hacia atrás a través del túnel y hacia afuera a través de la incisión lateral en la espalda. Suelte el tubo una vez que sobresalga tanto de la incisión abdominal como de la dorsal. Ahora, desde la espalda, inserte el sensor del catéter en el tubo para tunelizar la punta del catéter sensor de presión a través del cuello.Luego, desde la parte anterior del cuello, tire y retire el tubo de polietileno y cierre la incisión dorsal utilizando clips metálicos. A continuación, separe cuidadosamente las glándulas mandibulares usando aplicadores de algodón. Luego, retraja la glándula mandibular izquierda utilizando un gancho elástico de retención.Ahora, con pinzas curvas de punta fina, localice la arteria carótida a lo largo del lado izquierdo de la tráquea y aísle cuidadosamente el vaso del tejido circundante. Luego, separe suavemente el nervio vago de la arteria carótida, teniendo cuidado de no cortar ni dañar ni el nervio ni la arteria. Una vez separados, pase tres trozos de sutura no absorbible 7-0 debajo de la arteria carótida aislada y ate la sutura craneal para obstruir el flujo sanguíneo.Tire del sutura más cercana al esternón para ocluir temporalmente el flujo sanguíneo desde la aorta. Ahora haga un nudo suelto utilizando la sutura media para asegurar el catéter. A continuación, realice una pequeña incisión en la arteria entre las suturas utilizando tijeras microquirúrgicas.Utilice fórceps especiales para la canulación de vasos y sujete suavemente el catéter de modo que la sonda no se salga. Luego, use fórceps de pinza para asir suavemente la arteria. A continuación, recupere el catéter e insértelo en el vaso a través de la pequeña incisión.El paso más crítico de este protocolo es insertar la sonda en el vaso. Asegúrese de estar relajado y sentado cómodamente al realizarlo, ya que una buena coordinación manual es fundamental para este paso. A continuación, apriete el nudo de sutura medio alrededor de la arteria y avance suavemente el catéter.Luego, suelte suavemente la sutura proximal al esternón y continúe avanzando el catéter hacia la aorta transversa. Al avanzar el catéter dentro de la arteria carótida, es importante observar el extremo mic del catéter. Avanzar demasiado provocará la oclusión de la aorta y el ratón morirá.Una vez que el catéter se haya insertado hasta la marca correcta, apriete suavemente tanto la sutura inferior como la superior alrededor del catéter para asegurarlo a la arteria carótida. Finalmente, cierre la incisión cutánea con sutura no absorbible 5-0 y selle la incisión con adhesivo tisular. Postoperatoriamente, supervise al ratón hasta que presente posturas y comportamientos normales.Durante las primeras 24 horas, administre analgesia según lo indique el veterinario del personal. Una vez que los animales se hayan recuperado cinco a siete días después de la cirugía, colóquelos individualmente en una jaula estándar para ratones ubicada encima de la placa receptora de telemetría. Para recopilar datos, coloque la jaula del ratón sobre una placa receptora de telemetría y encienda el transmisor utilizando el dispositivo magnético del fabricante.Después del procedimiento descrito, los datos pueden adquirirse de forma remota mediante un receptor. Las trazas se visualizan en la pantalla de una computadora para el control de calidad. También se muestran detalles como el ID del animal, la presión arterial diastólica y sistólica, y la fecha de adquisición.La presión arterial puede registrarse de forma continua o durante breves intervalos programados. Un hallazgo fácilmente observable en los registros continuos de la presión arterial en ratones es que siguen un ritmo circadiano. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo implantar sondas de telemetría para el monitoreo basal en ratones negros.Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en 30 minutos si se lleva a cabo correctamente.

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El CODA de 8 canales de alto rendimiento sistema no invasivo de presión arterial mide la presión arterial hasta en 8 ratones o ratas de forma simultánea. Este sistema utiliza la cola del manguito de registro del volumen de presión (VPR) para medir la presión arterial mediante la determinación del volumen de sangre cola.

Medición de la presión arterial en ratones con registro del volumen de presión, un método de la cola del manguito

Una técnica quirúrgica para la implantación de los transmisores de telemetría disponible comercialmente utilizados para la medición continua de biopotencial (un ECG), frecuencia cardiaca, temperatura corporal y la actividad locomotora en ratones libres de movimiento se muestra. Recomendaciones y protocolos para la atención post-operatoria y el alivio del dolor, mejorar la recuperación, el bienestar y la tasa de supervivencia se presentan también.

Implantación de transmisores de radiotelemetría Ceder los datos en el ECG, frecuencia cardiaca, la temperatura corporal y la actividad en ratones de laboratorio de movimiento libre

Esta película muestra cómo adquirir la hemodinámica sistémica y hepática en los ratones. Todo el monitoreo incluye la adquisición de los parámetros vitales, presión arterial sistémica, la presión venosa central, tasa de flujo de la arteria hepática común, y la presión de la vena porta, así como la velocidad de flujo portal en ratones.

Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

Ratones anestesiados exhiben la presión arterial sistémica no fisiológico, que impide una evaluación significativa del tono autonómico, dada la íntima relación entre la presión arterial y el sistema nervioso autónomo. Así, se describe un método novedoso para la actividad del nervio simpático renal al mismo tiempo récord y la presión arterial con la infusión intravenosa en ratones conscientes.

Nuevo enfoque para la grabación simultánea de la actividad nerviosa simpática Renal y presión arterial con la infusión intravenosa en consciente, libre de ratones.

Aquí, describimos una configuración para el registro simultáneo del electrocardiograma y presión arterial intrarterial (BP) en ratas experimentales, que se pueden hacer con equipo estándar en instalaciones y se pueden aplicar a fisiológico o farmacológico estudios para investigar los mecanismos patogénicos o terapéuticos en medicina cardiovascular.

Grabación simultánea de electrocardiografía y sangre invasiva presión medida en ratas

El barorreflejo es un mecanismo de regulación de la frecuencia cardíaca por el sistema nervioso autónomo en respuesta a los cambios en la presión arterial. Describimos una técnica quirúrgica para implantar transmisores de telemetría para la medición continua y simultánea del electrocardiograma y la presión arterial en ratones. Esto puede determinar la sensibilidad barorrefleja espontánea, un marcador pronóstico importante para la enfermedad cardiovascular.

Implantación de ECG telemétrico combinado y transmisores de presión arterial para determinar la sensibilidad barorrefleja espontánea en ratones conscientes

El presente protocolo describe una medición continua a largo plazo del flujo sanguíneo renal en ratas conscientes y el registro simultáneo de la presión arterial con catéteres implantados (llenos de líquido o por telemetría).

Medición continua a largo plazo del flujo sanguíneo renal en ratas conscientes

Este protocolo proporciona un procedimiento paso a paso para la administración de múltiples dosis de bolo intravenoso y la monitorización hemodinámica invasiva en ratones. Los investigadores pueden utilizar este protocolo para futuras pruebas de detección de compuestos terapéuticos para la hipertensión de la arteria pulmonar.

Dosificación múltiple en bolo intravenoso y evaluación hemodinámica invasiva en un modelo de hipertensión de la arteria pulmonar de ratón inducida por hipoxia

Aquí, describimos un método simple para implantar un monitor comercial continuo de glucosa diseñado para pacientes en ratones y proporcionamos los guiones para analizar los resultados.

Monitoreo continuo simple de glucosa en ratones que se mueven libremente

Un modelo murino de lesión pulmonar inducida por ventilador es una herramienta importante para el estudio de una lesión pulmonar...

La presión de la ventilación controlada para inducir la lesión pulmonar aguda en ratones

Aprende a medir la presión arterial a largo plazo en ratones con libertad de movimientos mediante telemetría implantable. Este método permite evaluar factores de regulación cardiovascular sin artefactos de restricción.

A largo plazo de medida de la presión arterial en ratones con libertad de movimientos mediante telemetría

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