Name: La confirmación de la isquemia miocárdica y reperfusión en ratones utilizando electrocardiografía de superficie del cojín (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Aprenda a confirmar la isquemia y reperfusión miocárdica en ratones C57Bl/6 mediante electrocardiografía de superficie. Esta técnica permite evaluar en tiempo real el éxito del procedimiento quirúrgico.

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Este trabajo fue apoyado por los premios de Revisión al Mérito (BX002332 y BX000640) del Servicio de Investigación y Desarrollo de Laboratorio Biomédico de la Oficina de Investigación y Desarrollo de Asuntos de Veteranos, Institutos Nacionales de Salud (R15HL129140), y fondos de la cuenta de Investigación y Mejora Institucional. El proyecto está financiado en parte por la subvención de los Institutos Nacionales de Salud C06RR0306551.

Todos los procedimientos quirúrgicos realizados en animales deben llevarse a cabo de conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio 13 u otras directrices éticas apropiadas. Los protocolos deben ser aprobados por el comité de bienestar de los animales en la institución apropiada antes de continuar. 1. Preparación para el ECG NOTA: Antes de comenzar, se pongan el equipo de protección personal, incluyendo guantes, gafas y bata de laboratorio limpia o bata desechable. <ol><li> Limpie la almohadilla de ECG utilizando un no-alcohol y solución de descontaminación no basado en lejía. utilizar suavemente una tarea delicada limpie para secar el exceso de solución para garantizar que la almohadilla de electrodo no se dañe. </li><li> Si la almohadilla de ECG tiene una función de calefacción, lo utilizan. ratones anestesiados tienden a perder calor corporal rápidamente. Calentar la almohadilla a 40-42 ° C para mantener la temperatura corporal normotérmica de 37 ° C durante toda la cirugía 14. Monitorear los estribos cuerpoATURALEZA usando un termómetro rectal. Ajustar la temperatura de la almohadilla como sea necesario para mantener la temperatura del cuerpo ~ 37 ° C. </li><li> Como la mayoría de las toracotomías se realizan con el ratón está acostado boca arriba (decúbito supino), asegúrese de que la palanca se gira al ajuste &quot;supina&quot;. Muchas almohadillas de ECG tienen una función para alternar entre las posiciones prona y supina. Si no se selecciona la orientación adecuada puede dar lugar a la tergiversación de eventos electrocardiográficos. </li><li> Anestesie ratón usando 5% de isoflurano inhalado y 1 L / min de oxígeno. Una vez se anestesia el ratón, la transferencia de ratón para la almohadilla de ECG equipado con una anestesia nariz de cono y reducir isoflurano al 2% y 1 L / min de oxígeno. Confirmar la anestesia adecuada, garantizando ratón no reacciona cuando el pie del ratón se pellizca con unas pinzas. </li><li> Aplicar una capa fina de pomada de la lubricación del ojo sobre los ojos del ratón para evitar la sequedad y el daño de la córnea, mientras anestesiado. </li><li> Limpiar las patas del ratón con un paño húmedo para eliminar todas las camas visiblesque pudieran estar pegadas a las patas o pueden interferir con la transmisión de los impulsos eléctricos de las patas a la almohadilla de ECG. patas secas con una toallita. </li><li> Aplicar una pequeña cantidad (un poco más pequeña que una moneda de diez centavos USD) de gel de electrolito altamente conductor a cada uno de los cuatro electrodos metálicos sobre la almohadilla de ECG. Nota: Asegúrese de que sólo se aplican una pequeña cantidad de gel como demasiado gel hace que sea difícil de frenar las patas a la plataforma usando cinta. Además, las patas son propensos a deslizarse fuera del dispositivo de sujeción durante la cirugía si fueran húmedo antes de aplicar la cinta. </li><li> Con el ratón en la posición supina, usar cinta médica clara para contener cada pata a su correspondiente electrodo (Figura 1). Primero pulse cada pata a su pedazo de cinta adhesiva y luego se adhieren a la cinta de la almohadilla de ECG. Asegúrese de que cada pata contenida está en contacto con el gel de electrolito y el electrodo. </li></ol> 2. La adquisición del ECG <ol><li> Dependiendo del equipo utilizado para la adquisición del ECG, confIGURA la máquina de modo que la forma de onda de ECG se puede visualizar en tiempo real. Para los registros de ECG utilizando los ajustes de monitorización fisiológica en una máquina de ecocardiografía, una imagen en modo B en vivo tendrá la forma de onda de ECG corriendo a lo largo de la parte inferior de la pantalla. Nota: Consulte las guías de usuario de la máquina individuales para determinar la mejor manera de configurar ese equipo. </li><li> Permitir la visualización en tiempo real de forma de onda de ECG pulsando la tecla en modo B en una máquina de ecocardiografía o el equivalente en otros dispositivos de grabación de ECG. <ol><li> Ajustar la resolución para dar cuenta de las diferencias en amplitud. Si el pico de la onda R o la cubeta (valle) de la onda Q están fuera del marco visual, ajustar la resolución hasta que se puede observar toda la altura de la forma de onda. Nota: Esto se puede hacer bajo la pestaña de configuración fisiológicas en una máquina de ecocardiografía. Haga clic en el aumento o disminución de las flechas hasta que toda la forma de onda es visible. </li></ol></li><li> En cualquier momento en que una imagen es ser obtained, limpiar la almohadilla de ECG de herramientas. Tocar el ratón durante la grabación de ECG con unas pinzas o los dedos se perturbe la forma de onda. Asegúrese de que el ratón está todavía intacta y en la plataforma de ECG antes de grabar ECG. </li><li> Use &quot;registro&quot; de la máquina o característica &quot;tienda&quot; antes de hacer ninguna incisión quirúrgica en el ratón. Esta imagen se utilizará como base de referencia para la comparación más adelante. </li></ol> 3. Procedimiento Quirúrgico y grabación de ECG <ol><li> Inyectar ratón anestesiado con analgésicos (buprenorfina, 1,5 mg, por vía intraperitoneal) antes de comenzar. Los detalles de la isquemia / reperfusión procedimiento quirúrgico también se pueden encontrar en otro lugar 5. </li><li> Eliminar el vello alrededor del sitio quirúrgico química o mecánicamente y desinfectar la zona con una solución de betadine. Utilice un bisturí para realizar una incisión vertical paralelo al esófago y la tráquea. mover suavemente los ganglios linfáticos a cada lado de la incisión hasta que el tejido delgada que cubre la tráquea esexpuesto. Con unas pinzas, separar suavemente el tejido hasta que los anillos de cartílago blancas de la tráquea son visibles. Nota: Generalmente usamos loción Nair eliminación del vello. La loción se aplica en el sitio quirúrgico para ~ 1 min. a continuación, Nair se lava a fondo fuera utilizando solución salina o agua. Este método se prefiere en nuestro laboratorio porque alta resolución ecocardiografía (que puede detectar los folículos pilosos) se realiza antes y después de la cirugía. Sin embargo, se debe tener cuidado para evitar las zonas sensibles, como los genitales, y luego lavar a fondo el Nair fuera para evitar posibles quemaduras en la piel. </li><li> eliminar rápidamente la nariz del ratón de la nariz de cono e insertar los tubos de ventilación en la boca del ratón y hacia la garganta. Cuando la punta de la tubería de ventilación es visible a través de la zona del cuello expuesta, alinear el tubo con el inicio de la tráquea. Suavemente mueva el lado del tubo a lado mientras se aplica presión al alza hasta los toboganes de tubo en la tráquea que se puede confirmar visualmente tediante la tráquea translúcido. </li><li> Asegúrese de que el ratón permanece anestesiado durante el procedimiento de intubación. Pausa de la intubación y devolver el ratón a la ojiva si comienza a moverse. </li><li> El uso de un lazo de cuerda, enganchar dos dientes delanteros del ratón a través del lazo y la cinta de la cadena termina a la plataforma de ECG para estabilizar la cabeza del ratón y para asegurar el tubo de ventilación no se mueve durante la cirugía. adjuntar rápidamente tubos de ventilación para ventilador de roedores y ajustar la configuración de ventilación de acuerdo con el peso del ratón. Cinta de la tubería de ventilación en su lugar. </li><li> Cubrir la tráquea expuesta del ratón con una gasa empapada en solución salina caliente para mantener el tejido de la desecación. </li><li> Hacer una incisión vertical utilizando un bisturí a lo largo del lado izquierdo del esternón. </li><li> El uso de pinzas, suavemente separar la capa de fascia de la capa muscular. Corte con cuidado las capas musculares subyacentes sin cortar vasos sanguíneos visibles. </li><li> Con unas pinzas, tomar la tercera costilla y tirarhacia arriba con suavidad. Mantener el agarre en la costilla con una mano y usar tijeras quirúrgicas para cortar cuidadosamente el tejido intercostal entre la tercera y la cuarta costilla. Asegúrese de que los pulmones no están dañados. Nota: Los pulmones se retraerán profundamente en la cavidad del pecho casi inmediatamente después de la cavidad del pecho se perfora por la incisión quirúrgica debido a la pérdida del gradiente de presión. Espere hasta que los pulmones se han retraído antes de continuar. </li><li> El uso de fórceps para agarrar y suavemente separar la capa delgada de pericardio que rodea el corazón. </li><li> Inserte retractores o utilizar manualmente fórceps como retractores de costilla para mover las costillas en una posición en la que el corazón es visible entre las costillas. Nota: Es una práctica común para mover la pata inferior izquierda del ratón para que se coloque por encima de la pata inferior derecha durante la colocación de la ligadura. Esto ayuda a posicionar el corazón para que el apéndice auricular izquierdo, o aurícula, es fácilmente visible durante la colocación de la ligadura. Tenga en cuenta que el ECG válida waveforms no se obtendrán mientras que la pata inferior izquierda está fuera del electrodo. Por esta razón, es aconsejable volver la pata a su electrodo después de la ligadura de sutura se pasa a través del tejido miocárdico pero antes de un nudo se aprieta. </li><li> Busque la LAD visualmente, por debajo de la aurícula izquierda. Rápidamente insertar una aguja de sutura de seda 7-0 cónico en el miocardio lo suficiente como para pasar por debajo de la DA, pero no tan profundo como para penetrar en la cavidad del ventrículo izquierdo. Tire de la ligadura de sutura a través hasta que hay unos 4 cm de seda de sutura a la izquierda en el extremo libre (no agujas) de la ligadura de sutura. </li><li> Comenzar a atar un nudo simple sutura. Una vez que el extremo libre de la seda de sutura se ha tirado a través de los bucles para formar el nudo, pausa. </li><li> La celebración de los dos extremos libres y agujas de sutura de seda con unas pinzas, inserte una sección ~ 1 cm de PE-10 tubos por debajo del nudo y la formación de la cima de la superficie del epicardio. </li><li> Si se cruza la pata izquierda del ratón, devolver la pata a su favorpor electrodo. Apretar el nudo para que el tubo de PE-10 se sutura al corazón. Liberar todo contacto físico con el ratón para permitir ECG que desea grabar. </li><li> Permitir que la forma de onda de ECG para desplazarse a través de ~ 10 seg. Compruebe visualmente la forma de onda de ECG y registro de forma de onda como &quot;Tiempo de oclusión&quot;. Si la onda T no aumenta en amplitud dentro de 1 min, reevaluar colocación de ligadura. <ol><li> Si la amplitud de la onda T no aumenta, o bien descartar el animal del estudio o el intento de corregir la colocación ligadura. </li></ol></li><li> comprobar visualmente el color del miocardio isquémico confirmar palidez de la LV. </li><li> Si los cambios en el ECG y los cambios de color de miocardio indican isquemia, doble nudo de la sutura alrededor del tubo de PE-10. </li><li> Cubra la cavidad del pecho abierto con una gasa salina caliente. </li><li> Registro de ECG cada 5-10 min para la duración del período de isquemia. </li></ol> 4. Confirmación de la reperfusión Uso de ECG <ol><li> Retire solución salina cala de gasaanillo de la cavidad torácica y visualizar el corazón. </li><li> Use una cuchilla para cortar la sutura de seda encima de la tubería de PE-10. Una vez que se corta la ligadura, eliminar la sección de tubo de PE-10 y retire con cuidado la ligadura de sutura del miocardio. </li><li> Liberar todo contacto físico con el ratón y permitir que la forma de onda de ECG ~ 10 segundos para recorrer. forma de onda de registro como &quot;momento de la reperfusión.&quot; Continuar registrando las ondas de ECG cada 5-10 minutos hasta que se alcance el punto deseado de tiempo experimental. </li><li> Ajustar resolución de los cambios en la amplitud, según sea necesario. Si la onda T no cambia después de la retirada del tubo de PE-10 y la ligadura, la reperfusión no se confirma. <ol><li> Si la onda T no cambia tras la retirada del tubo, o bien descartar el animal del estudio o el intento de corregir la colocación ligadura. </li></ol></li><li> Realice una inspección visual para confirmar miocardio, además de reperfusión por el retorno al color rojo. </li><li> Cerrar pecho cavidad suturando el espacio intercostal con un 5-0sutura de seda mientras se aplica una presión suave al pecho del ratón para expulsar el exceso de aire que ha entrado durante la cirugía. A continuación, la sutura de las capas musculares y finalmente, la piel. Nota: La aplicación de presión a la cavidad del pecho puede no ser suficiente para evacuar la cavidad del pecho de aire en todos los ratones. Por lo tanto, el método de la jeringa y la aguja de evacuación debe ser empleado para asegurar que todo el aire ha sido expulsado. </li><li> Grabar el último ECG antes de girar la anestesia inhalada apagado y la eliminación de las patas del ratón de los electrodos. Aumentar el oxígeno a 2 L / min y mantener la ventilación hasta que el ratón de recuperar la consciencia. </li><li> Permitir ratón para recuperar en un ambiente controlado de temperatura constante, por ejemplo, resistencia de calentamiento o incubadora caliente, para evitar la variabilidad del infarto. Tratar ratón con buprenorfina 24 horas después de la cirugía y después, según sea necesario, como se indica por la escala mueca ratón. Nota: Procedimiento para la reperfusión también se discute en detalle por Xu et al 5. </li></ol>

<ol><li>Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deaths%3A+Final+Data+for+2011%5BTitle%5D)+AND+%22Natl+Vital+Stat+Rep%22%5BJournal%5D)">Deaths: Final Data for 2011.</a> Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).</li>
<li>World Health Organization. The 10 leading causes of death in the world. , Available from:
 http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs310/en/ (2012).</li>
<li>Klabunde, R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlabunde%2C+RE+%22Cardiovascular+Physiology+Concepts+2edn%22">Cardiovascular Physiology Concepts 2edn</a>. , Wolters Kluwer Health Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 243(2012).</li>
<li>Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+in+young+adults-risk+factors+and+pattern+of+coronary+artery+involvement%5BTitle%5D)+AND+%22Niger+Med+J%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement.</a> Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).</li>
<li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li>
<li>Fernández, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57BL%2F6+mouse+strains%3A+implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>Thaler, M. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThaler%2C+MS+%22The+Only+EKG+Book+You%27ll+Ever+Need%22">The Only EKG Book You'll Ever Need</a>. , Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 4 edn (2003).</li>
<li>Poirier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercise%2C+heart+rate+variability%2C+and+longevity%3A+the+cocoon+mystery%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery?</a> Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).</li>
<li>Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Rate%2C+Life+Expectancy+and+the+Cardiovascular+System%3A+Therapeutic+Considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology%22%5BJournal%5D)">Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations.</a> Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).</li>
<li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+electrocardiography%3A+an+interval+of+thirty+years%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).</li>
<li>Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Misinterpretation+of+the+mouse+ECG%3A+%27musing+the+waves+of+Mus+musculus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus.</a> J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).</li>
<li>O'Gara, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ACCF%2FAHA+guideline+for+the+management+of+ST-elevation+myocardial+infarction%3A+executive+summary%3A+a+report+of+the+American+College+of+Cardiology+Foundation%2FAmerican+Heart+Association+Task+Force+on+Practice+Guidelines%3A+developed+in+collaboration+with+the+American+College+of+Emergency+Physicians+and+Society+for+Cardiovascular+Angiography+and+Interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Catheter+Cardiovasc+Interv%22%5BJournal%5D)">ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions.</a> Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , National Academies Press. Washington DC. 8 edn (2011).</li>
<li>Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiography+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Echocardiography in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).</li>
<li>Jong, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+acute+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+in+IL-6-deficient+mice+employing+a+closed-chest+model%5BTitle%5D)+AND+%22Inflamm+Res%22%5BJournal%5D)">Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model.</a> Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).</li>
<li>Nadtochiy, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cardioprotection+by+S-nitroso-2-mercaptopropionyl+glycine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine.</a> J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).</li>
<li>Preda, M. B., Burlacu, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiography+as+a+tool+for+validating+myocardial+ischemia-reperfusion+procedures+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice.</a> Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).</li>
<li>Speerschneider, T., Thomsen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+and+analysis+of+the+electrocardiographic+T+wave+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+%28Oxf%22%5BJournal%5D)">Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice.</a> Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).</li>
<li>Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+mimics+ischemic+preconditioning+via+activation+of+K%28ATP%29+channels%3A+reduction+of+myocardial+infarct+size+with+an+acute+memory+phase%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase.</a> Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).</li>
<li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+anesthesia%2C+analgesia%2C+and+care%2C+Part+I%3A+anesthetic+considerations+in+preclinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).</li>
<li>Curtis, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Lambeth+Conventions+%28II%29%3A+guidelines+for+the+study+of+animal+and+human+ventricular+and+supraventricular+arrhythmias%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias.</a> Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El uso de cambios en el ECG como un método complementario para la confirmación de la isquemia miocárdica y la reperfusión asegura la colocación precisa de la ligadura de oclusión. La exactitud de la colocación de ligadura es fundamental para reducir la variabilidad de los datos entre los animales. El LAD en un corazón de ratón es una arteria difícil de visualizar. Por lo tanto, que complementa palidez visual con cambios electrocardiográficos ayudará a asegurar la colocación correcta del daño a los tejidos y ligadura res...

Las enfermedades del corazón siguen siendo la causa principal de muerte en todo el mundo 1,2. No sólo es el ventrículo izquierdo (LV) de la cámara de más muscular, responsable de bombear sangre desde el corazón a todo el cuerpo 3, es un sitio común la lesión cardiaca post-infarto de miocardio 4. la muerte del tejido del ventrículo izquierdo a menudo resulta en insuficiencia cardíaca sistólica. Los modelos animales de enfermedades del corazón son imprescindibles para el avance de la investigación biomédica cardiovascular. La cepa C57BL / 6 ratones de haber sido una opción popular para los modelos animales debido a su tiempo de reproducción rápida, de bajo costo y facilidad de alteraciones genéticas. La mayoría de los modelos murinos quirúrgicos para el estudio de las enfermedades del corazón implican la oclusión de la rama LAD de la arteria coronaria izquierda. El LAD a veces se llama la izquierda obtusa marginal 5,6. El LAD suministra sangre a la cara anterior del ventrículo izquierdo y paredes anterolateral. Los estudios de oclusión LAD están dirigidas a inducir infartos anteriores, a veces se extiende into las zonas de la pared inferior y lateral 7. Dos modelos que se utilizan con frecuencia para estudios de infarto de miocardio incluyen infarto de miocardio oclusión crónica y daño por isquemia / reperfusión miocárdica. La oclusión crónica se crea mediante sutura quirúrgica alrededor y bloquear permanentemente el flujo de sangre a través de la LAD. La lesión de isquemia / reperfusión se crea mucho de la misma manera solamente con un transitorio, por lo general 30 a 60 min, período de isquemia. Para lograr la isquemia transitoria, los lazos de oclusión de sutura alrededor de la LAD y un pequeño tubo de PE-10 que se coloca paralela a la LAD sobre la superficie epicárdica del corazón, seguido de un período de reperfusión, donde se retira el tubo y sutura oclusiva y la sangre es dejó fluir una vez más a través de la arteria y en el miocardio. La cirugía de isquemia / reperfusión se ha considerado que sea clínicamente relevante debido a la naturaleza de la lesión por reperfusión en paralelo el tratamiento de infartos de humanos que incluye promangioplastia y colocación de stent coronario pt de la arteria, o cirugía de revascularización coronaria. Típicamente, durante estas cirugías, isquemia del VI en un corazón de ratón se confirma por la palidez visible de la pared miocárdica. Sin embargo, simplemente realizando las cirugías en una almohadilla de electrocardiograma (ECG) en condiciones de control constantes, cambios visibles se pueden observar en la forma de onda ECG, lo que confirma la isquemia y reperfusión del miocardio ratón. Aunque el corazón murino es similar al corazón humano, en muchos aspectos, incluyendo su estructura de cuatro cámaras, los corazones también tienen diferencias. Una diferencia obvia es la frecuencia cardíaca en reposo promedio de ratones adultos es de 600 - 700 latidos por minuto (lpm), mientras que la de los humanos adultos se muestran ~ 60-100 lpm 8,9. Además, en los ratones las olas de la repolarización, J y T, a menudo se confunden con las ondas QRS despolarización hacer un segmento ST clara difícil discernir 10. Para complicar el proceso de electrocardiographically confirmando la isquemia miocárdica, es la elevación de la onda T y del segmento ST que se utilizan como marcadores para el diagnóstico de la isquemia y lesión por infarto de miocardio en los seres humanos, en lo clínicamente como ST e levation m yocardial i nfarction o STEMI. Una de las principales diferencias entre las formas de onda humanos y murinos es que la onda S es seguida inmediatamente ser una onda J que transfiere directamente a una onda T negativa. Durante la isquemia miocárdica aguda en ratones disminuye la amplitud de la onda S y es seguido directamente por un J-onda anormal y una onda T invertida 11. La onda T no parece representar una parte significativa de la repolarización en ratones 11. A pesar de la nomenclatura y de ratón frente a las diferencias humanas, la confirmación ECG de la isquemia miocárdica y la reperfusión murino es todavía viable y relativamente simple. En aras de la simplificación de interpretación de forma de onda, el segmento entre el SJT se conoce como ST-SEGMnt en este documento. Directrices STEMI publicados en 2013 recomiendan un tiempo de paciente-puerta-balón de menos de 90 min 12 .Este significa que el marco de tiempo de la identificación de oclusión de la arteria coronaria del paciente hasta que la arteria se vuelva a abrir debe ser inferior a 90 min. El corazón que late está trabajando constantemente y por lo tanto, tiene un alto metabolismo oxidativo y un alto nivel de consumo de oxígeno 3. Para prever esto, en una red de capilares está disponible para cada uno de los miocitos 3. Sólo se necesita un corazón un par de compases para agotar su oxígeno y nutrientes. En una ventana de 90 minutos, una región isquémica del corazón en un ser humano habrá sido bloqueado para recibir entre 5.400 y 9.000 corazón late valor de la sangre rica en oxígeno. En esa misma ventana de 90 minutos, un ratón tendría 54.000 a 63.000 latidos del corazón. puntos de tiempo experimentales para la lesión por isquemia / reperfusión murino son típicamente entre 30 y 60 min. La importancia de desarrollaring un método suplementario de confirmar la isquemia miocárdica y la reperfusión en un modelo murino tiene profundas implicaciones en la consistencia y reproducibilidad de los datos en los estudios de isquemia / reperfusión miocárdica. La práctica actual de observar visualmente el corazón de un cambio de color de los tejidos no es adecuada como independiente de diagnóstico. Además, la reperfusión después de la eliminación de la tubería y la sutura no está garantizada. A pesar de la arteria ya no se liga, la arteria puede tener daño sostenido durante el procedimiento y puede llegar a ser imposible reperfundir. Sería beneficioso tener un registro de los cambios electrocardiográficos para confirmar la reperfusión en lugar de confiar en las observaciones de la palidez del miocardio y rubor (color rojo). Corazones que no muestran los marcadores de lesión por isquemia / reperfusión pueden ser marcados a continuación, de forma rápida y una decisión sobre la forma de proceder se pueden hacer por los investigadores. Por último, el establecimiento de un registro de ECG cambios desde el inicio en toda THe períodos de isquemia y reperfusión permite a los investigadores continúan vigilando el corazón después de la cirugía inicial. Los investigadores actualmente pierden de vista el corazón tan pronto como se haya completado la operación. El ECG es una forma sencilla de obtener una perspectiva de los cambios que ocurren en las horas de miocardio días después de la cirugía. ECG grabado en los puntos de tiempo después de la cirugía podría revelar ondas Q de desarrollo tardío que indica continuaron o empeoramiento de la muerte del tejido. Sin embargo, para calibrar de manera efectiva marcadores nuevos o que empeoran electrocardiográficos, un ECG basal debe estar disponible para la comparación. Este protocolo demostrará cómo preparar, obtener e interpretar el ECG para confirmar la isquemia y reperfusión del corazón de ratón usando 8 - 12 semanas de edad de sexo masculino C57BL / 6 ratones.

<table><tbody><tr><td>Vevo 1100</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td></td><td>Máquina de ecocardiografía</td></tr><tr><td>Placa de manipulación de ratón</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td></td><td>Placa de ECG calefactada</td></tr><tr><td>Signa-Gel&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gel multielectrodo</td> altamente conductor <td>Parker</td><td>15-25</td> Cinta médica transpore de <td>electrolito de propósito</td></tr><tr><td></td><td>3M</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td>PI-Spray II</td><td>Innovaciones farmacéuticas</td><td>NDC 36-2013-25</td><td>Agente de limpieza para placa de ECG</td></tr><tr><td>C57Bl6 Ratones</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>Hombre, 8 - 12 semanas</td></tr><tr><td>IsoThesia-Isoflurano</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 1169-0500-1</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Systane Ungüento Ocular Lubricante Nocturno</td><td>Alcon</td><td>65050935</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Suturas de seda Perma-Hand</td><td>Ethicon</td><td>640.O32</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Suturas de seda Perma-Hand</td><td>Ethicon</td><td>K809. O32</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5881</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>Herramientas de ciencia fina</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Gasa</td><td>Bio Nuclear Diagnostics Inc</td><td>DIS-022B</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td>Herramientas de ciencia fina</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex CIII&nbsp;</td><td>Patterson Veterinary</td><td>0-891-9756</td><td>Analgésico de clorhidrato de buprenorfina&nbsp;</td></tr><tr><td>Productos Betadine</td><td>Purdue</td><td>67618-150-08</td><td></td></tr><tr><td>Iglesia de Nair</td><td>y Dwight Co.</td><td>NRSL-22339-05</td><td></td></tr></tbody></table>

la confirmación de la isquemia miocárdica y reperfusión en ratones utilizando electrocardiografía de superficie del cojín

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Se han establecido muchos modelos animales para el estudio del remodelado miocárdico y la insuficiencia cardíaca debido a su estatus como la causa número uno de mortalidad en todo el mundo. En los seres humanos, se forma una oclusión patológica en una arteria coronaria y la reperfusión de esa arteria ocluida se considera esencial para mantener la viabilidad del miocardio en riesgo. Aunque es esencial para la recuperación del miocardio, la reperfusión del miocardio isquémico crea su propia lesión tisular. La respuesta fisiológica y la curación de una lesión por isquemia/reperfusión es diferente de una lesión por oclusión crónica. La lesión por isquemia/reperfusión miocárdica está ganando reconocimiento como un modelo clínicamente relevante para los estudios de infarto de miocardio. Por esta razón, los modelos animales paralelos de isquemia/reperfusión son vitales para avanzar en la base de conocimientos sobre la lesión miocárdica. Típicamente, la isquemia del corazón del ratón después de la oclusión de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) se confirma por la palidez visible del miocardio debajo de la oclusión (ligadura). Sin embargo, esto solo ofrece una forma subjetiva de confirmar la colocación correcta o consistente de la ligadura, ya que hay múltiples arterias principales que podrían causar palidez en diferentes regiones miocárdicas. Un método de registro de los cambios electrocardiográficos para evaluar la correcta colocación de la ligadura y la isquemia resultante, así como la reperfusión, para complementar la palidez miocárdica observada, ayudaría a obtener tamaños de infarto consistentes en modelos de ratón. A su vez, esto ayudaría a disminuir el número de ratones utilizados. Además, los cambios electrocardiográficos pueden seguir registrándose de forma no invasiva y dependiendo del tiempo después de la cirugía. En este artículo se demostrará un método para confirmar electrocardiográficamente la isquemia miocárdica y la reperfusión en tiempo real.

Un ECG normal de murino se muestra en la Figura 2 con los marcadores alfabéticos para eventos eléctricos P, Q, R, S, T. J y P es la despolarización auricular inicial. QRS es la onda de despolarización en los ventrículos. J es la repolarización temprana y T representa la repolarización heterogénea también conocida como la recuperación 11. Cabe señalar que muchos laboratorios no utilizan la nomenclatura de onda J y en lugar de referirse a la SJT-segmento que el ...

Durante la cirugía de isquemia/reperfusión miocárdica murina, la colocación correcta de la ligadura oclusiva suele confirmarse mediante la observación visible de la palidez miocárdica. En este trabajo, se demuestra un método de confirmación electrocardiográfica de la isquemia y la reperfusión, para complementar la palidez miocárdica observada, en ratones machos C57Bl/6.

La confirmación de la isquemia miocárdica y reperfusión en ratones utilizando electrocardiografía de superficie del cojín

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

El objetivo general de este procedimiento es utilizar la electrocardiografía para confirmar una isquemia y reperfusión miocárdica exitosas en ratones. Este método puede ayudar a aumentar la consistencia y la reproducibilidad de la cirugía de isquemia-reperfusión. La principal ventaja de esta técnica es que permite evaluar el éxito de la isquemia y la reperfusión durante el procedimiento, en lugar de requerir un análisis postoperatorio que consume tiempo.Después de preparar la almohadilla de ECG, coloque una cantidad de gel electrolítico altamente conductor menor que el tamaño de una moneda de diez centavos sobre cada uno de los cuatro electrodos metálicos de la almohadilla de ECG. Luego, presione cada pata de un ratón supino anestesiado contra un trozo de cinta adhesiva y fije la cinta a un electrodo de ECG, teniendo cuidado de que cada pata esté en contacto con el gel y el electrodo. A continuación, configure la máquina para que la onda de ECG pueda visualizarse en tiempo real, ajustando la resolución según sea necesario para compensar las diferencias en la amplitud.Si el pico de la onda R o el valle de la onda Q está fuera del marco visual, ajuste la resolución hasta que pueda observarse toda la altura del trazado. Luego, retire del pad del ECG todas las herramientas, teniendo cuidado de mantener el ratón inmóvil y sin tocarlo, y obtenga un trazado basal del ECG normal y saludable del animal. Para realizar la reperfusión tras la isquemia, comience por eliminar el vello alrededor del sitio quirúrgico y desinfecte el área con soluciones de betadina y alcohol.A continuación, use un escalpelo para realizar una incisión vertical paralela al esófago y a la tráquea, moviendo suavemente los ganglios linfáticos hacia cada lado de la incisión hasta exponer el tejido delgado que cubre la tráquea. Con pinzas, separe cuidadosamente el tejido hasta que sean visibles los anillos blancos de cartílago de la tráquea. Luego, inserte rápidamente el tubo de ventilación en la boca hacia la garganta.Cuando la punta del tubo sea visible a través del área expuesta del cuello, alinee el tubo con el inicio de la tráquea. Mueva suavemente el tubo de un lado a otro mientras aplica presión hacia arriba hasta que el tubo se deslice dentro de la tráquea, tal como se confirma visualmente a través del tejido translúcido. Una vez que el tubo esté en su lugar, use un lazo de hilo para enganchar los dos dientes frontales del ratón y pegue los extremos del hilo sobre la almohadilla de ECG para mantener fija la cabeza del animal y asegurar que el tubo de ventilación no se mueva durante la cirugía.Luego, conecte rápidamente el tubo de ventilación al ventilador para roedores y ajuste la configuración de ventilación según el peso del animal. Cubra la tráquea expuesta con una gasa empapada en solución salina tibia para evitar que el tejido se seque. A continuación, use un bisturí para realizar una incisión vertical a lo largo del lado izquierdo del esternón.Usando pinzas, separe suavemente la capa de fascia de la capa muscular, seguido de un corte cuidadoso de las capas musculares subyacentes sin dañar ningún vaso sanguíneo visible. Utilice las pinzas para tirar suavemente de la tercera costilla hacia arriba. Luego, manteniendo el agarre sobre la costilla con una mano, use tijeras quirúrgicas para cortar cuidadosamente el tejido intercostal entre la tercera y la cuarta costilla.Cuando los pulmones se hayan retraído, use la pinza para separar suavemente la capa delgada del pericardio que rodea el corazón. Luego mueva las costillas a una posición en la que el corazón sea visible entre ellas. Para posicionar el corazón de modo que la orejuela auricular izquierda sea fácilmente visible, mueva la pata inferior izquierda del ratón para que se superponga a la pata inferior derecha.Localice la arteria coronaria descendente anterior izquierda, o ADA, debajo del apéndice auricular izquierdo, e inserte rápidamente una aguja de sutura cónica de seda 7-0 en el miocardio lo suficientemente profundo como para pasar por debajo de la ADA, pero no tan profundo como para penetrar la cavidad del ventrículo izquierdo. Sostenga el ligadura de sutura hasta que queden aproximadamente cuatro centímetros de seda de sutura en el extremo libre, y comience a hacer un nudo simple de sutura. Una vez que el extremo libre de la seda de sutura haya sido pasado a través de los lazos para formar el nudo, sujete tanto el extremo libre como el extremo de la aguja de la seda de sutura con pinzas e inserte una sección de aproximadamente un centímetro de tubo PE10 debajo del nudo en formación sobre la superficie epicárdica.Una vez que el tubo esté en su lugar, regrese la pata trasera izquierda a su electrodo original y apriete el nudo para que el tubo PE10 quede suturado al corazón. Suelte todo contacto físico con el ratón para permitir que la onda de ECG se estabilice durante 10 segundos, verificando visualmente la onda y registrándola como el momento de la oclusión. Luego, si los cambios en el ECG y en el color del miocardio indican isquemia, haga un doble nudo en la sutura alrededor del tubo PE10 y cubra la cavidad torácica abierta con gasa tibia con solución salina.Al final del período isquémico, retire la gasa que cubre la cavidad torácica y visualice el corazón. Corte la seda de sutura situada encima del tubo de PE10 y retire el tubo, seguido de la retirada suave de la ligadura del miocardio. Suelte todo contacto físico con el ratón y permita que la onda del ECG se estabilice durante 10 segundos, registrando la onda como el momento de la reperfusión.En el punto final del experimento, ajuste la resolución para compensar cualquier cambio en la amplitud, según sea necesario. Si la onda T cambia y el miocardio vuelve al color rojo, lo que indica una reperfusión exitosa, sutúre el espacio intercostal con una sutura de seda 5-0, aplicando al mismo tiempo una presión suave sobre el tórax del ratón para expulsar cualquier exceso de aire que haya entrado en la cavidad durante la cirugía, con el fin de cerrar la cavidad torácica. A continuación, sutúre las capas musculares y la piel, permitiendo que el ratón se recupere completamente en un ambiente con temperatura constante y controlada, con vigilancia.Esta figura muestra la evolución de un ratón desde una evaluación inicial hasta la reperfusión, siendo la primera onda un ritmo sinusal normal registrado como línea base. La segunda onda muestra el ECG un minuto después de que se ató la ligadura y la arteria se ocluyó, observándose una elevación del pico de la onda T hiperaguda en comparación con la onda previa a la ligadura. La tercera onda muestra una elevación completa del segmento ST en el momento de los cinco minutos, en la que la porción S del complejo no desciende tan negativamente como en la onda de línea base, antes de avanzar hacia las ondas J y T.Tras 20 minutos de isquemia, el intervalo QT se ha ensanchado y el segmento ST aún está elevado, manteniéndose ambas alteraciones hasta el minuto 45. Después de cinco minutos de reperfusión, comienzan a aparecer signos de ondas Q profundas y significativas, y la onda T regresa a la línea isoelectrica. Sin embargo, tras 30 minutos, las ondas Q negativas persisten y probablemente indiquen daño permanente, así como el hecho de que el tejido cardíaco en proceso de muerte está desviando las corrientes eléctricas alrededor de la zona afectada.Además, la isquemia continua y la progresión hacia lesión e infarto conducen a una proyección aumentada de onda T negativa que generalmente es permanente. Al realizar este procedimiento, es importante recordar obtener un ECG basal antes de hacer marcas en el animal. El análisis del ECG puede aplicarse para detectar cualquier cambio o anormalidad eléctrica.El corazón puede procesarse adicionalmente para análisis de proteínas con el fin de investigar cambios proteómicos o para tinción de tejidos con el fin de investigar cambios proteómicos o morfométricos. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo utilizar la electrocardiografía para confirmar la isquemia y la reperfusión miocárdica exitosas en un ratón.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Estimulación eléctrica programada ofrece la posibilidad de determinar las propiedades de conducción del corazón, y la posibilidad de inducir arritmias cardíacas y terminar utilizando varios protocolos de estimulación. El uso de un catéter intravenoso, grabaciones electrograma intracardíaco se puede obtener en ratones después de programar protocolos de estimulación eléctrica para identificar los sustratos arritmogénicos.

La estimulación eléctrica programada en ratones

Alta frecuencia de ultrasonido Doppler es una nueva tecnología para la evaluación de la función miocárdica regional. Este trabajo presenta la primera evidencia que demuestra la aplicabilidad de esta plataforma de imágenes versátil para las medidas repetidas de la tensión del miocardio, la insuficiencia dp / dt, y mitral en la isquemia-reperfusión (IR) del corazón murino.

Alta frecuencia de alta resolución Ecocardiografía: Primera evidencia sobre la no-invasivo medida repetida de la tensión de miocardio, la contractilidad y la insuficiencia mitral en el corazón por isquemia-reperfusión murino

El procedimiento quirúrgico utilizado para inducir el infarto de miocardio experimental en ratones comienza con toracotomía izquierda entre la tercera y las costillas cuarta con el fin de visualizar la superficie anterior del corazón y el pulmón izquierdo. La arteria coronaria izquierda se ligó, el pecho se cierra y el ratón se le permite recuperarse de manera espontánea.

Técnica modificada para la ligadura de la arteria coronaria en ratones

El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

Se introduce un método quirúrgico para inducir experimental de isquemia / reperfusión (I / R) lesión para simular el infarto de miocardio (MI) en modelos de ratón que permite una mayor claridad en el posicionamiento de la ligadura en la arteria descendente anterior izquierda (LAD) para aumentar la reproducibilidad de experimentos en ratones MI.

Un modelo murino de isquemia-reperfusión miocárdica lesión a través de la ligadura de la arteria descendente anterior

Bajo la anestesia adecuada, el corazón del ratón se exteriorizó a través del espacio intercostal, y el infarto de miocardio se indujo con éxito mediante la ligadura de la arteria descendente anterior (DA) izquierda utilizando materiales fácilmente disponibles en la mayoría de los laboratorios.

Un método simple modificado para la inducción de infarto de miocardio en ratones

En este trabajo describimos un método sencillo y reproducible que puede inducir infarto de miocardio o lesión por isquemia-reperfusión miocárdica en ratones mediante ligadura de precisión de la arteria coronaria descendente anterior izquierda mediante micromanipulación.

Inducción de infarto de miocardio y lesión por isquemia-reperfusión miocárdica en ratones

El presente estudio demuestra un modelo animal altamente reproducible de isquemia miocárdica regional aguda y lesión por reperfusión en conejos utilizando una minitoracotomía izquierda para los casos de supervivencia o una esternotomía de línea media para los casos de no supervivencia.

Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

El presente protocolo describe una visión paraesternal modificada de eje largo para una localización rápida y precisa de la arteria descendente anterior izquierda. Este enfoque está diseñado para ser más simple y fácil de usar, al tiempo que facilita el examen de los cambios dinámicos en la reserva de flujo coronario después de la isquemia-reperfusión miocárdica en ratones.

Evaluaciones dinámicas de la reserva de flujo coronario después de la reperfusión de isquemia miocárdica en ratones

Este artículo presenta una técnica única de tórax cerrado para inducir la lesión miocárdica por isquemia-reperfusión (IRI) en ratones. El método presentado permite a los ratones respirar espontáneamente mientras inducen isquemia miocárdica a distancia. Esto proporciona acceso al animal para estudiar los procesos dinámicos de isquemia y reperfusión in situ y en tiempo real a través de imágenes no invasivas.

Oclusión de la DA activada a distancia mediante un catéter de balón en ratones que respiran espontáneamente

Aprenda a confirmar la isquemia y reperfusión miocárdica en ratones C57Bl/6 mediante electrocardiografía de superficie. Esta técnica permite evaluar en tiempo real el éxito del procedimiento quirúrgico.

La confirmación de la isquemia miocárdica y reperfusión en ratones utilizando electrocardiografía de superficie del cojín

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