Name: Análisis optimizada de En Vivo y In Vitro La esteatosis hepática (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Aprende métodos optimizados para generar y caracterizar la esteatosis hepática in vivo e in vitro. Estas técnicas permiten evaluar el progreso fisiológico de forma no invasiva antes del análisis histológico.

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Agradecemos a Feifei Zhang por las útiles discusiones. Estamos agradecidos a Jing Gao y Yixuan Sun por la asistencia técnica y a Zhengshuai Liu y Fengguang Ma por los estudios con animales.

Todos los protocolos experimentales con animales fueron aprobados por el comité de cuidado de los animales y el uso institucional en el Instituto de Ciencias de la Nutrición, Shanghai Institutos de Ciencias Biológicas, la Academia China de Ciencias (Shanghai, China). 1. Modelo de ratón DIO <ol><li> alimentación HFHS <ol><li> Alimentar a ratones C57BL / 6 macho de ocho semanas de edad, con un HFHS que contiene 40 kcal% de grasa y 40% de sacarosa kcal. Alojarlos en 12 h condiciones del ciclo de luz-oscuridad. </li><li> Mantener los ratones en HFHS condición de la dieta materna durante cuatro a dieciséis semanas. Compruebe semanalmente el peso corporal. </li></ol></li><li> Cuerpo análisis de la composición y análisis de imágenes pseudo-color de <ol><li> Se somete a los ratones a un análisis de la composición corporal analizador. <ol><li> Asegure ratones conscientes, no anestesiados en un tubo de plástico en el. Medir la masa grasa corporal, masa magra, y los fluidos que utilizan un sistema de RMN, como se ha descrito anteriormente 2. </li></ol></li><li> Escanear todo el cuerpo de cada ratón utilizando un sistema de resonancia magnética. <ol><li> Anestesiar a los ratones con 1% Avertin a través de inyección intraperitoneal (25 l / g) y llevar a cabo el análisis de imágenes en tubos de vidrio especializados. NOTA: El proceso de formación de imágenes tiene una duración de casi 0,5 horas para cada ratón. Cuando se completa la medición, volver a los ratones a su jaula. </li></ol></li><li> Análisis de todo el cuerpo de los ratones en dorsal, medio y capas ventrales; escanear el hígado en la dirección vertical. Utilice un imán 0,55 T y los siguientes parámetros instrumentales: el espacio K = 192 x 256 m, espesor de la sección = 3 mm, TE = 14,8 ms, TR = 400 ms, FOVRead = 100 mm, FOVPhase = 100 mm, y el número de exploraciones = 8. Scan usando la misma condición magnética para todos los grupos de ratones. </li><li> Mapear la imagen en escala de grises de una imagen de pseudo-color en función de la intensidad de la señal 9. </li></ol></li><li> la eutanasia del ratón <ol><li> esterilizar dissectiherramientas Ng, tales como pinzas y tijeras. </li><li> Vierta suficiente isoflurano en una toalla de papel y dejar que el isoflurano se volatiliza en un frasco de vidrio. Asegúrese de que los ratones son sacrificados por el isoflurano. </li><li> Fijar los ratones en una mesa de operaciones. Pulverizar cada abdomen con 75% de etanol, hacer una incisión en la dermis de la apófisis xifoides con unas tijeras, y rasgar la dermis longitudinalmente a través de la línea media con las manos para exponer el peritoneo. </li><li> Abrazadera de la apófisis xifoides con unas pinzas y cortar el peritoneo a lo ancho a través de la parte inferior de las costillas para exponer las vísceras. </li><li> Recoger la sangre en tubos con EDTA recubiertos por punción cardiaca. </li><li> Cortar el diafragma a lo largo del hígado y retirar con cuidado el hígado a partir de las enterocoelia utilizando unas tijeras finas. Cortar tres piezas de tejido hepático para las siguientes mediciones de lípidos: a) 6 x 3 x 3 mm para la tinción H &amp; E, b) 6 x 3 x 3 mm para Oil Red O tinción, y c) 20-40 mg de hígado de cloroformo / extracción con metanol. </li></ol></li><li> H &amp; E tinción <ol><li> Fijar el hígado en 4% de acetato de formalina tamponada con fosfato a 4 ° C durante la noche y luego incrustarlo en cera de parafina. </li><li> Los cortes de secciones de parafina (5 micras) y montarlos en portaobjetos de vidrio para tinción H &amp; E, como se ha descrito previamente 3, 10. </li></ol></li><li> Oil Red O tinción <ol><li> preparación Regent <ol><li> Preparar la solución de trabajo Oil Red O con 10% de formalina, 60% de isopropanol, hematoxilina, y gelatina de glicerol. Disolver 0,5 g de Oil Red O en polvo con 100 ml de isopropanol y calentar en un baño de 60 ° C para hacer una solución de 0,5%. </li><li> Diluir con agua doblemente destilada (ddH2O) en una proporción de 3: 2 (3 ml de solución de reserva y 2 ml de ddH2O). Se filtra la solución de trabajo y dejar reposar durante al menos 10 minutos a temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Incrustar el hígado en el compuesto temperatura óptima de corte (OCT) en APLastic caja de empotrar. Congelar a -20 ° C durante 30 min. Cortarlo en secciones de 8 micras en un micrótomo de congelación, montar el tejido en una diapositiva, y colocarlo a temperatura ambiente durante 30 min. </li><li> Coloque una toalla de papel en el fondo de una bañera de tinción y se vierte una pequeña cantidad de formalina al 10% para mojar la toalla de papel. Colocar el portaobjetos en la bañera de tinción y fijar las secciones congeladas de vapores de formaldehído durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Sumergir el portaobjetos en isopropanol al 60% en la bañera de tinción durante 3 s; repita una vez. </li><li> Añadir unas gotas de solución de trabajo de Oil Red O a la diapositiva para cubrir todo el tejido y se incuba durante 15 min. Proteger el tejido de la luz a temperatura ambiente. </li><li> Enjuague el portaobjetos en la nueva isopropanol 60% en la bañera de tinción durante 3 s; repetir dos veces. </li><li> Enjuague suavemente el portaobjetos a través del agua destilada dos veces y eliminar el agua alrededor del tejido. Asegúrese de no secar el tejido. </li><li> Colocar el portaobjetos en hematoxilina durante 1 min y enjuagar suavemente con agua del grifo durante 5-10min. Enjuague suavemente el portaobjetos en agua destilada dos veces y mantener la con agua destilada hasta que esté listo para poner en el cubreobjetos. </li><li> Calentar la gelatina de glicerol en el microondas y colocar varias gotas en la parte superior del tejido. Coloque con cuidado el cubreobjetos en la parte superior y tener cuidado de no formar burbujas. </li><li> Observe la mancha con un microscopio y capturar imágenes usando característicos de 20X y 40X. </li></ol></li><li> Medición de lípidos del hígado <ol><li> Coloque el tejido del hígado diseccionado en un nuevo tubo de centrífuga de 2 ml de plástico. Homogeneizar en 1 ml de PBS con un homogeneizador y transferir el lisado a un nuevo tubo de vidrio de 15 mL. </li><li> Añadir 5 ml de cloroformo / metanol (2:, 1 v / v), vórtice la mezcla vigorosamente durante 1 min, y se deja reposar durante 2 horas en hielo. </li><li> Centrifugar a 1650 xg durante 10 min a 4 ° C; la mezcla debe separarse en 3 capas: la capa superior de metanol, el disco proteína media, y la parte inferior de cloroformo y lípidos. </li><li> tran<html> sfer la fase inferior en un nuevo tubo de vidrio usando una pipeta Pasteur de vidrio; no hay necesidad de conseguir cada gota de la fracción inferior. Ajuste el tubo a un lado en el hielo. </li><li> Añadir 600 l de 4 mM MgCl 2 y 1,5 ml de cloroformo a la fracción sobrenadante que queda en el tubo anterior y agitar vigorosamente. Incubar en hielo durante 30 min y se centrifuga a 1650 xg durante 10 min a 4 ° C. </li><li> Combinar la fase inferior con el primer tubo fase inferior mediante pipeta Pasteur. Desechar las capas altas y medias. </li><li> Evaporar el cloroformo bajo gas nitrógeno en un baño de 37 ° C. Lavar los lados de los tubos de vidrio a fondo con 200 l de 1% de Triton X-100 / cloroformo (v / v). Se evapora bajo gas nitrógeno. Disolver el lípido con 200 l de ddH2O y agitar bien para hacer la emulsión final. </li><li> Mida el total de triglicéridos (TG) y colesterol (TC) niveles mediante el uso de un kit de triglicéridos o colesterol de acuerdo con el protocolo del fabricantexref &quot;&gt; 3. NOTA: Los valores de lípidos se normalizan a los de las concentraciones de proteína en el homogeneizado inicial, según lo determinado por la cuantificación de proteínas 3. </li></ol></li></ol> 2. Modelo de hepatocitos de ratón primaria <ol><li> Aislamiento de hepatocitos primarios de ratón <ol><li> Anestesiar a cada ratón con un 6% de hidrato de cloral (10 l / g por vía intraperitoneal). </li><li> Aislar hepatocitos primarios, como se describió anteriormente 10. Se cultivan las células en cubreobjetos de vidrio recubiertos de colágeno en una placa de 6 pocillos de Oil Red O tinción. Para la extracción de los lípidos, sembrar las células en 10 cm placa de cultivo celular 10. </li></ol></li><li> El tratamiento con células y Oil Red O tinción <ol><li> Reemplazar el medio con 2 ml de medio de inanición y se incuba a 37 ° C durante 24 h. Tratarla con glucosa 30 mM y 100 nM de insulina. Incubar en una incubadora de cultivo de C 37 ° durante 24 h. </li><li> Aspirar el medio. Añadir 2 ml de PBS y agitar suavemente para enjuagar el medio; repita una vez. </li><li> Fijar el cubreobjetos al portaobjetos con una banda elástica. Exponer las células adherentes a la superficie exterior. Realizar la tinción Oil Red O como se describe anteriormente (paso 1.5). NOTA: Los niveles basales de la acumulación de lípidos son estimuladas con un alto nivel de glucosa más el tratamiento con insulina después de la privación de suero. Las gotas de lípidos se visualizaron por tinción con Oil Red O. </li></ol></li><li> Medición de lípidos <ol><li> El tratamiento de los hepatocitos con alto contenido de glucosa e insulina en la misma condición (paso 2.2.1). Añadir 1 ml de PBS a cada 10 cm de placa de cultivo celular. Raspar las células y los cosechan en nuevos tubos de vidrio de 15 ml, de la que alícuotas de 100 l se transfieren a tubos frescos de 1,5 ml para la cuantificación de proteínas. </li><li> Añadir 4 ml de cloroformo / metanol (2: 1, v / v) a los restantes 900 l de células. Someter a ultrasonidos para aproximadas 20 pitidos y luego agitar vigorosamente para liberarel lípido en las células. Incubar la mezcla en hielo durante 2 h. Realizar la extracción de lípidos (paso 1.6). </li></ol></li></ol>

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<li>Anstee, Q. M., Targher, G., Day, C. P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23507799">Progression of NAFLD to diabetes mellitus, cardiovascular disease or cirrhosis.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 10 (6), 330-344 (2013).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia. Financiación: Este trabajo fue apoyado por becas de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Nº 81270930, 31471129, 31671224 y) y los cien talentos del programa de la Academia de Ciencias de China (2013OHTP04) a YL

Hígado graso no alcohólico es una serie de enfermedades hepáticas progresivas que se asocia con el síndrome metabólico, la obesidad, la resistencia a la insulina, o diabetes mellitus tipo 2 (DM2) 11. El sello distintivo de hígado graso no alcohólico es la esteatosis, la acumulación de lípidos en los hepatocitos. Aquí, un espectro de métodos se presenta para caracterizar los fenotipos y los parámetros de la esteatosis hepática utilizando ratones DIO y hepatocitos primarios de ratón. Este procedimi...

La obesidad es un problema de salud creciente en los países desarrollados y en desarrollo. Se ha informado de que una de las condiciones coexistentes frecuentemente asociados con la enfermedad de hígado graso no alcohólico (NAFLD), con una prevalencia que oscila entre 30 y 100 por ciento en pacientes con NAFLD 1. Debido a la fuerte correlación entre el hígado graso y la obesidad, obesidad (DIO) modelos de ratón inducidos por la dieta son ampliamente utilizados para estudiar los mecanismos moleculares complejos asociados con el desarrollo de hígado graso no alcohólico 2, 3, 4, 5, 6. La esteatosis hepática es la etapa más temprana de hígado graso no alcohólico, y puede progresar a la esteatohepatitis no alcohólica (EHNA), cirrosis, y en última instancia, el cáncer de hígado 7. Por lo tanto, el objetivo general de este método es generar modelos animales y celulares de las condiciones esteatósicos hepáticas y para prOvide protocolos detallados para un análisis de lípidos eficiente y precisa. Estos modelos y las mediciones son también útiles para la investigación de otros trastornos metabólicos, tales como resistencia a la insulina y la diabetes tipo 2. Como se identifica que la obesidad es uno de los factores de riesgo de hígado graso no alcohólico, un alto contenido de grasa, dieta alta en sacarosa (HFHS) que imita la dieta alta en grasas de tipo occidental se utiliza para inducir la obesidad en ratones. Posteriormente, el grado de esteatosis hepática puede ser evaluada utilizando diferentes métodos. En primer lugar, el peso corporal y el análisis de la composición corporal con la resonancia magnética nuclear (RMN) muestran la acumulación de lípidos durante la hora de comer. La masa grasa y masa magra se pueden cuantificar de una manera no invasiva y en tiempo real. Además, la resonancia magnética (MRI) se utiliza para mostrar tanto la de todo el cuerpo y la distribución de hígado de grasa. La señal de escala de grises del análisis de MRI se puede convertir una imagen de color pseudo-legible en, y la intensidad dela escala de grises y el color es hemi-cuantificable. Esta tecnología proporciona ventajas únicas para la medición de la acumulación de lípidos en animales vivos. En segundo lugar, el análisis histológico del hígado es el método más comúnmente utilizado para determinar la esteatosis hepática. Hematoxilina y eosina (H &amp; E) tinción histológica proporciona información, tales como la morfología de los hepatocitos y la infiltración de macrófagos, mientras que Oil Red O tinción muestra el tamaño y la posición de las gotas de lípidos en los hepatocitos. En tercer lugar, el análisis del contenido de lípidos mediante la extracción de cloroformo / metanol es una medida precisa y cuantitativa de los lípidos hepáticos. Los niveles totales de colesterol y triglicéridos se pueden medir con métodos bioquímicos. Es importante destacar que, el análisis de extracción de lípidos y Oil Red O tinción también se pueden utilizar en los hepatocitos tratados farmacéuticamente manipulado genéticamente o. La ventaja del presente método es su utilización de múltiples enfoques optimizados para generar modelos esteatósicos hepáticasy caracterizar exhaustivamente los fenotipos tanto in vivo como in vitro. Los modelos de ratones DIO pueden recapitular la patología y metabólicas fenotipos de la enfermedad de hígado graso humano. Otros parámetros metabólicos en humanos pueden ser replicados en este modelo, así 8. La generación del modelo de hepatocitos grasos sometidos en respuesta a los altos de glucosa e insulina es eficiente, útil y supera la limitación del trabajo costoso y lento ratón. Tomados en conjunto, estos métodos son suficientes y esencial para el estudio de la disfunción hepática de lípidos y resistencia a la insulina durante la sobrecarga de nutrientes.

<table><tbody><tr><td>Compuesto O.C.T.</td><td>SAKURA</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Aceite Rojo O</td><td>Sigma</td><td>O0625-25G</td><td></td></tr><tr><td>Kit de triglicéridos</td><td>infinitos Fisher&nbsp; Kit de colesterol Scientific</td><td>TR22421</td><td></td></tr><tr><td>Infinity Fisher</td><td>&nbsp; Scientific</td><td>TR13421</td><td></td></tr><tr><td>Colágeno tipo I, Cola de rata</td><td>Millipore</td><td>08-115</td><td></td></tr><tr><td>DMEM (glucosa baja)</td><td>Invitrogen</td><td>11885-092</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina / Estreptomicina</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Invitrogen</td><td>10099141</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>cellgro</td><td>R21-040-CVR</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>cellgro</td><td>20-021-CV</td><td></td></tr><tr><td>Insulina</td><td>TOCRIS Bioscience</td><td>3435</td><td>disolver en PBS, 1 mM para stock</td></tr><tr><td>Glucosa</td><td>Sigma</td><td>G8270-100G</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Olympus</td><td>BX53</td><td></td></tr><tr><td>Bomba peristáltica</td><td>Longerpump</td><td>BT100-2J</td><td></td></tr><tr><td>placa de cultivo celular de 10 cm</td><td>Corning</td><td>420167</td><td></td></tr><tr><td>placa de 6 pocillos</td><td>Ensayo Corning</td><td>3516</td><td></td></tr><tr><td>BCA</td><td>Beyotime</td><td>P0010</td><td></td></tr><tr><td>Resonancia Magnética Nuclear</td><td>Tecnología Niumag</td><td>MiniQMR23-060H-I</td><td></td></tr><tr><td>Dieta alta en grasas y alta en surcose (HFHS)</td><td>Dietas de investigación</td><td>D12327</td><td></td></tr></tbody></table>

análisis optimizada de<em&gt; en vivo</em&gt; y<em&gt; in vitro</em&gt; la esteatosis hepática

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establecer un sistema de procedimientos para caracterizar cualitativa y cuantitativamente la esteatosis hepática in vivo e in vitro es importante para el estudio metabólico en el hígado. Aquí, se describen numerosos ensayos para medir de manera integral el fenotipo y los parámetros de la esteatosis hepática en modelos de ratón y hepatocitos. 
Combinando los métodos fisiológicos, histológicos y bioquímicos, este sistema se puede utilizar para evaluar el progreso de la esteatosis hepática. In vivo, las mediciones del peso corporal y la resonancia magnética nuclear (RMN) proporcionan una comprensión general de los ratones de una manera no invasiva. La hematoxilina y la eosina (H&E) y la tinción de Oil Red O determinan la morfología histológica y la deposición de lípidos del tejido hepático en condiciones de sobrecarga de nutrientes, como la alimentación con una dieta alta en grasas. A continuación, se aísla el contenido total de lípidos mediante extracción con cloroformo/metanol, a la que sigue un análisis bioquímico de triglicéridos y colesterol. Además, los hepatocitos primarios de ratón se tratan con glucosa alta e insulina para estimular la acumulación de lípidos, un modelo in vitro eficiente para imitar la hiperglucemia inducida por la dieta y la hiperinsulinemia in vivo. A continuación, se mide la deposición de lípidos mediante tinción con Oil Red O y extracción con cloroformo/metanol. La tinción con Oil Red O determina fenotipos esteatóticos hepáticos intuitivos, mientras que el análisis de extracción de lípidos determina los parámetros que se pueden analizar estadísticamente. Los protocolos actuales son de interés para los científicos en los campos de las enfermedades del hígado graso, la resistencia a la insulina y la diabetes tipo 2.

Como se muestra en la Figura 1A, el peso corporal del ratón se aumentó a 45 ± 1,2 g después de 16 semanas de alimentación HFHS, que es aproximadamente 1,5 veces mayor que en el grupo de alimentación de dieta de pienso. Los análisis de la composición corporal de RMN que muestra la masa grasa y la masa magra de ratones se indican (Figura 1B). Las distribuciones de grasa de todo el cuerpo y del hígado se determinó por resonancia magnética, y las imágenes re...

Aquí, se describen métodos optimizados para generar modelos in vivo e in vitro de esteatosis hepática y para analizar los fenotipos esteatóticos y los parámetros fisiológicos relacionados.

Análisis optimizada de<em&gt; En Vivo</em&gt; y<em&gt; In Vitro</em&gt; La esteatosis hepática

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

El objetivo general de este procedimiento es proporcionar un método optimizado para generar y caracterizar la esteatosis hepática mediante enfoques in vivo e in vitro. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el estudio mecanicista de la desrepresión hepática del metabolismo de lípidos y glucosa durante la sobrecarga nutricional y la obesidad. Una ventaja de estas técnicas es que el progreso fisiológico de la esteatosis hepática puede evaluarse de forma no invasiva antes del análisis histológico y bioquímico.Este método puede proporcionar información sobre la enfermedad del hígado graso. También puede aplicarse a otras enfermedades metabólicas, como la resistencia a la insulina, la diabetes tipo II y la obesidad. Quienes demostrarán el procedimiento serán Zhimin, Yamei y Aoyuan.Ellos son todos estudiantes de posgrado que trabajan en la regulación transcripcional del metabolismo de lípidos y glucosa de mi laboratorio. Después de anestesiar al ratón donante, tome una muestra de sangre mediante punción cardíaca y recoja la sangre en un tubo con línea de EDTA. Para extraer el hígado, corte el diafragma a lo largo de la longitud del hígado y retírelo cuidadosamente del en

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En este video, demostramos la tinción in vitro de lípidos neutros en hepatocitos para detectar la esteatosis hepática o la acumulación excesiva de grasa en el hígado. El exceso de grasa se acumula en las células en forma de gotas de lípidos. Oil Red O es un colorante soluble en lípidos que se une a los lípidos neutros intracelulares en estas gotas de lípidos. Cuando se observan bajo un microscopio óptico, estas gotas de lípidos intracelulares aparecen de color rojo intenso.

Tinción de Aceite Rojo O: Una Técnica de Tinción de Lípidos Neutros en Hepatocitos para la Detección de Esteatosis Hepática In Vitro

De la lipogénesis de novo y la oxidación de ácidos grasos β-constituyen vías metabólicas claves en los hepatocitos, las vías que son perturbados en varios trastornos metabólicos, incluyendo la enfermedad de hígado graso. Aquí se demuestra el aislamiento de hepatocitos primarios de ratón y describimos cuantificación de la oxidación de ácidos grasos β-y la lipogénesis.

Determinación de la oxidación de ácidos grasos y la lipogénesis en el ratón hepatocitos primarios

El presente informe describe un ensayo enzimático in vitro para medir la actividad de la fosfatidiletanolamina metiltransferasa utilizando extractos de células de Leishmania. Este ensayo se basa en la transferencia de un grupo metilo radiactivo de S-[Metil-3 H]adenosil-L-metionina a la fosfatidiletanolamina endógena.

Ensayo in vitro para medir Fosfatidiletanolamina metiltransferasa actividad

En este estudio, describimos un protocolo detallado para inducir esteatosis vesicular hepática en células HepaRG diferenciadas con el oleato de sodio de sal de ácido graso y empleamos métodos para la detección y cuantificación de la acumulación de lípidos, incluyendo anti-Stokes coherentes Microscopía de dispersión Raman (CARS), análisis citofluorimétrico, tinción O de color rojo aceite y qPCR.

Inducir y caracterizar la esteatosis vesicular en células hepa-repartidas diferenciadas

Este protocolo pretende ser una herramienta para estudiar la esteatosis y los cambios moleculares, bioquímicos, celulares producidos por la sobreexposición de los hepatocitos a los lípidos in vitro.

Un modelo de esteatosis experimental in vitro:cultivo de células de hepatocitos en medio condicionado por sobrecarga lipídica

La β oxidación de ácidos grasos es una vía metabólica esencial responsable de generar energía en muchos tipos de células diferentes, incluidos los hepatocitos. Aquí, describimos un método para medir la β oxidación de ácidos grasos en hepatocitos primarios recién aislados utilizando ácido palmítico marcado con 14C.

Medición de la β-oxidación de ácidos grasos en una suspensión de hepatocitos de ratón recién aislados

Utilizando un modelo de ratón de enfermedad del hígado graso no alcohólico (EHGNA) inducida por la dieta, describimos el uso de nuevas técnicas de imagen de microtomografía computarizada in vivo como método no invasivo para evaluar las etapas de progresión de la EHGNA, centrándonos predominantemente en la red vascular hepática debido a su participación significativa en la desregulación hepática relacionada con la EHGNA.

Nuevas técnicas de imagen de microtomografía computarizada in vivo para evaluar la progresión de la enfermedad del hígado graso no alcohólico

En este documento, demostramos un protocolo optimizado basado en fluorescencia BODIPY 493/503 para la caracterización de gotas de lípidos en el tejido hepático. Mediante el uso de proyecciones ortogonales y reconstrucciones 3D, el fluoróforo permite una discriminación exitosa entre esteatosis microvesicular y macrovesicular y puede representar un enfoque complementario a los protocolos histológicos clásicos para la evaluación de esteatosis hepática.

Análisis de gotitas de lípidos teñidas con fluorescencia con reconstrucción 3D para la evaluación de la esteatosis hepática

Este artículo describe el uso de células HepG2 inducidas por ácido oleico como modelo para la enfermedad hepática esteatótica asociada a la disfunción metabólica.

Modelado in vitro de la deposición de grasa en la enfermedad hepática esteatótica asociada a la disfunción metabólica

Un sistema óptico fue desarrollado para visualizar la microcirculación hepática con eritrocitos de FITC-etiquetados y para medir la presión parcial de oxígeno en los microvasos con asistida por láser fosforimetría. Este método puede ser utilizado para investigar los mecanismos fisiológicos y patológicos mediante el análisis de la estructura microvascular, el diámetro, la velocidad del flujo de sangre, y la tensión de oxígeno.

Visualización y análisis de flujo de la sangre y del consumo de oxígeno en la microcirculación hepática: Aplicación a un Modelo de cuadro de hepatitis aguda

Aprende métodos optimizados para generar y caracterizar la esteatosis hepática in vivo e in vitro. Estas técnicas permiten evaluar el progreso fisiológico de forma no invasiva antes del análisis histológico.

Análisis optimizada de

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