Name: Un modelo de transferencia de tejido libre: La rata epigástrica libre de la aleta (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
Description: Aprende el colgajo libre epigástrico en rata para entrenamiento microquirúrgico. Este modelo permite practicar elevación, disección vascular y anastomosis arteriovenosas con suturas de nylon.

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Uno de los autores (Diogo Casal) recibió una subvención del programa de Advanced Medical Education, que está patrocinado por la Fundación Calouste Gulbenkian, la Fundación Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal. Los autores desean agradecer la ayuda técnica del Sr. Alberto Severino en la filmación y edición del vídeo. Los autores también agradecen a D. Octavio Chaveiro, Sr. Marco Costa y el Sr. Carlos Lopes, por su ayuda en la preparación de los especímenes de animales presentados en este documento. Por último, los autores desean agradecer a la Sra Gracinda Menezes por su ayuda en todos los aspectos logísticos relacionados con la adquisición y el mantenimiento de los animales.

Todos los procedimientos que involucran sujetos animales fueron aprobados por el Comité Institucional de animales Cuidado y Uso y Comité de Ética de la Facultad de Medicina de la Universidad Nova, Lisboa, Portugal (08/2012 / CEFCM). 1. Procedimiento Quirúrgico Set-up Notas <ol><li> Usar ratas Wistar adultas que pesaban 250 a 350 g. </li><li> Mantenga las ratas con comida y agua ad libitum con ciclos de luz-oscuridad de 12 hr 7 días antes de la cirugía. </li><li> Pesar la rata con el fin de determinar la cantidad de anestésico requerido. </li><li> Autoclave todos los instrumentos quirúrgicos antes de la cirugía. </li><li> Disposición todos los suministros y los instrumentos quirúrgicos necesarios para el procedimiento (véase la Tabla de Materiales). </li><li> Realizar la cirugía bajo un microscopio de operación con instrumentos convencionales y microcirugía. </li><li> Coloque la manta homeotermos, sonda rectal, y la lámpara de calor. </li><li> Coloque uno 20 ml vial esterilizado que contiene 0,9% de solución salina en un baño de agua calentada a37 ºC. </li><li> Use guantes esterilizados para desinfectar todas las superficies del entorno operativo con una solución alcohólica. Quitarse los guantes. </li><li> Colocar una tapa de matorrales y la máscara. </li><li> Desinfectar las manos con agua y jabón y llevar otro par de guantes esterilizados. </li><li> Use una bata quirúrgica estéril. </li></ol> 2. La anestesia y la preparación de la piel NOTA: Haga que un asistente de ayuda con los cuatro pasos siguientes, como una bata estéril y se llevan guantes. <ol><li> Anestesiar la rata con una mezcla de ketamina y diazepam por vía intraperitoneal dado. La dosis es de 5 mg / kg de ketamina y 0,25 mg / kg de diazepam. Juzgar la profundidad de la anestesia por pizca dedo del pie y por la observancia de la tasa de respiración durante todo el procedimiento 8,14,15,32. </li><li> Aplicar un gel oftálmico sobre la superficie anterior de los ojos para evitar la abrasión de la córnea. </li><li> Quitar el pelo sobre la cara ventral del abdomen con una crema depilatoria. Después remov peloal, retire la crema depilatoria con solución salina caliente. </li><li> Pulverizar una cantidad sustancial de solución alcohólica sobre el sitio de la operación. Dejar el producto en el lugar de la operación y no limpiarlo. Espere al menos 15 segundos. Repetir la aplicación 3 veces. Dejar un tiempo de contacto de al menos 2 minutos antes de proceder con la cirugía. Otras unidades de investigación utilizan otros protocolos para prevenir la infección del sitio quirúrgico. </li><li> El uso de guantes esterilizados, colocar 2 paños quirúrgicos en ambos lados de la rata. </li></ol> 3. Donantes Sitio Procedimiento Quirúrgico <ol><li> Establecer los límites de una aleta epigástrica que van de aproximadamente 5 cm de largo y 3 cm de ancho. <ol><li> Con un marcador quirúrgico de la piel, trazar una línea desde la apófisis xifoides del esternón a la sínfisis del pubis, con el fin de marcar la línea media sobre la superficie ventral del abdomen de la rata. </li><li> En el lado izquierdo de la rata, utilizando un marcador quirúrgico de la piel, dibujar dos líneas perpendiculares a la primera línea: el díae cruzar inmediatamente caudal a la caja torácica, y otra, paralela a ésta y justo craneales al pliegue de la ingle (Figuras 3 y 6). </li><li> Marque la incisión lateral con un marcador quirúrgico de la piel con una línea paralela a la línea media y alrededor de 3 cm de distancia de ella. </li></ol></li><li> recolección colgajo <ol><li> Incisión en la piel con una hoja de bisturí número 15 hasta llegar a la capa de panículo carnoso. </li><li> Más profunda al plano panículo carnoso, hacer la incisión con una cauterización eléctrica hasta alcanzar la fascia muscular. </li><li> Levante la solapa de medial a lateral y desde craneal a caudal, exponiendo pedículo del colgajo. </li><li> Con cuidado ligate y dividen los vasos perforantes que sube de la capa muscular profunda y entrando en la superficie profunda de la aleta. </li><li> Coloque un retractor en el aspecto caudal de la solapa y diseccionar pedículo del colgajo con cautela por las burlas suavementelejos de los tejidos que rodean suelta (Figura 7). </li><li> Ligar y dividir la arteria circunfleja femoral lateral y la vena usando 9/0 de nylon para las ligaduras. </li><li> Aislar la arteria femoral y la vena. Cuando está presente, ligar (usando 9/0 de nylon) y dividir las ramas de estos buques a los músculos adyacentes. </li><li> En primer lugar, utilizar una pinza vascular doble para sujetar el aspecto proximal de la vena femoral. Posteriormente sujetar su aspecto distal. Entonces, sujetar el aspecto distal de la arteria femoral y, finalmente, su aspecto proximal. </li><li> Sujetar el aspecto distal de la arteria femoral y, finalmente, su aspecto proximal. </li><li> Colocar una sola pinza vascular en la vena epigástrica superficial y otra en la arteria epigástrica superficial. Use un par de tijeras de microcirugía rectas para cortar la arteria epigástrica superficial y vena en su origen y terminación, respectivamente. </li><li> Copiosamente irrigar el lumen de los vasos con solución salina normal heparinizada 10 UI / ml, Hasta que no haya sangre o restos se observan en el interior del lumen de los buques 33. </li><li> Tirar y cortar un manguito de adventicia cerca de los lugares de sección vasculares. </li><li> Transferir la solapa epigástrica al cuello con unas pinzas de Addison (Figura 8). </li><li> Cerrar la zona donante con subcuticular interrumpido 5/0 suturas absorbibles. </li><li> Cierre la piel con puntos de nylon 5/0 interrumpidas. </li></ol></li></ol> 4. Receptor Sitio Procedimiento Quirúrgico <ol><li> La exposición de los buques zona receptora <ol><li> Con un marcador quirúrgico de la piel, trazar una línea sobre el borde medial del músculo esternocleidomastoideo izquierdo (SMC). </li><li> Con un marcador quirúrgico de la piel, sacar otra línea inmediatamente craneal y paralela a la clavícula izquierda. Estas dos líneas deben converger en la articulación esternoclavicular izquierda. </li><li> Incisión en la piel utilizando una hoja de bisturí número 15. </li><li> Utilice una cauterización eléctrica para cortar a través de la subcutaneous tejido. </li><li> Use un par de tijeras de disección de esqueletizar la vena yugular externa lateral al músculo ECM. </li><li> Aislar y ligar los afluentes de la yugular externa en este (Figura 9). </li><li> Ligar la vena yugular externa justo debajo de la mandíbula con una sutura 9/0 Nylon. </li><li> Colocar una sola pinza venosa debajo de la última ligadura y corte de la vena yugular externa utilizando un par de tijeras de microcirugía rectas. </li><li> Lavar el lumen de la vena con solución salina normal heparinizada en una concentración de 10 UI / ml. </li><li> Aislar el margen medial del músculo ECM y retraer este músculo lateralmente, exponiendo así la arteria carótida y el nervio vago (Figura 10). </li><li> Hacer una incisión transversal en el tercio medio del músculo ECM utilizando la cauterización eléctrica. </li><li> Coloque un retractor entre la superficie profunda del músculo ECM y los músculos de la correa. </li><li> Se burlan de distancia del nervio vago de la carótidaarteria, teniendo cuidado de no dañar estas estructuras. </li></ol></li><li> anastomosis vasculares <ol><li> Coloque una abrazadera doble arterial en la arteria carótida. </li><li> Coloque una puntada 9/0 de nylon en la cara lateral de la arteria carótida, y utilizar esta puntada para tirar de esta parte de la pared del vaso. </li><li> Use un par de tijeras de microcirugía rectas para producir una abertura en esta región de la pared del vaso. </li><li> El uso de suturas de nylon 10/0 interrumpieron realizar una anastomosis término-lateral entre la arteria epigástrica superficial de la aleta y la arteria carótida en el nivel de la abertura de la carótida de reciente creación. </li><li> Enfoque del muñón proximal de la vena yugular externa y la vena epigástrica superficial e inspeccionar el calibre de estos dos venas. <ol><li> Si la discrepancia en el tamaño es de leve a moderada, dilatar el lumen del extremo del corte de la vena epigástrica superficial utilizando pinzas de dilatación. </li><li> Si la diferencia de calibre es muy pronounced, además de fórceps dilatación, biselar el extremo de la vena epigástrica superficial en un ángulo de 30 a 45 °. </li><li> Realizar la anastomosis venosa, utilizando interrumpido 11/0 suturas de nylon. </li></ol></li><li> Retire las abrazaderas simples colocados en los buques de la solapa. </li><li> Retire la abrazadera doble colocado en la vena femoral. </li><li> Retire la abrazadera doble colocado en la arteria femoral. </li></ol></li><li> Evaluar la permeabilidad y la competencia de las anastomosis <ol><li> Verificar si arteria y la vena de la aleta son completamente dilatado y no se observa hemorragia significativa después de 3 min de la eliminación de las pinzas vasculares (Figura 11). <ol><li> Si hay sangrado durante este período colocar una gasa humedecido con solución salina sobre la anastomosis y aplique una presión suave. </li><li> Si el sangrado de la anastomosis no se detiene después de 3 minutos, agregar adicional de nylon 11/0 suturas interrumpidas, después de la colocación pinza vascular, según sea necesario. </li></ol></li><li> Esperar 10 min con la solapa conectado a los vasos del cuello y envuelto por una gasa humedecida en solución salina caliente. </li><li> Evaluar la perfusión y el cuello hemostasia herida de aleta. Inspeccionar las anastomosis en busca de signos de hemorragia, trombosis o una tracción excesiva. </li><li> Asegure la solapa en la zona del receptor a partir de 5/0 subcuticular suturas interrumpidas. </li><li> Cierre la piel con 5/0 Nylon suturas interrumpidas (Figura 12). </li></ol></li></ol> 5. Cuidado post-operatorio <ol><li> Deja la rata para recuperar el interior de su jaula individual en la posición de decúbito lateral derecho. Mantener caliente la jaula mediante la colocación de una almohadilla de calor eléctrica a baja temperatura por debajo. Coloque un paño de luz entre la jaula y la almohadilla de calor eléctrico para evitar la hipertermia. </li><li> Mira el animal de forma continua dando vuelta a la posición lateral opuesta cada 5 minutos, hasta que se reanude decúbito esternal y es capaz de deambular. </li><li> Casa las ratas individualmente hasta la eliminación de tél puntos de sutura quirúrgicos dos semanas después del procedimiento quirúrgico. </li><li> Dé un fármaco anti-inflamatorio 1 mg / kg por vía subcutánea una vez al día durante los 3 días siguientes a la cirugía, para la analgesia postoperatoria. </li></ol> 6. Evaluación de la aleta <ol><li> Presentar un premio de comida sobre la cabeza de la rata y evaluar la viabilidad del colgajo mediante inspección visual. </li><li> Si la exposición es insuficiente usando el paso anterior, tener un asistente aplicación de toque suave sobre la región interescapular de la rata, mientras que el examen de la solapa. </li><li> Utilice la fotografía digital y software ImageJ para evaluar cuantitativamente las áreas de dehiscencia de la herida, epidermólisis solapa, hiperemia, congestión y / o necrosis, como se explica en detalle por Trujillo et al. 15. </li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El aspecto más importante para obtener una supervivencia constante del colgajo es prestar atención a los detalles en varios pasos de la técnica microquirúrgica. Por ejemplo, para obtener una buena visualización de los vasos, de los instrumentos quirúrgicos y de las líneas finas de sutura, es muy útil colocar debajo de los vasos, un fondo de plástico de color esterilizado. Como muchos investigadores, preferimos usar fragmentos esterilizados de globos amarillos o verdes (Figuras 7 y 11). Este trasfondo proporciona la ventaja adicional de minimizar la adherencia de las líneas de sutura a las estructuras adyacentes, lo que a veces conduce a la necesidad de tirar de la línea de sutura con demasiada tensión, lo que a su vez puede provocar desgarro vascular. Finalmente, el uso de un fondo tiene la ventaja adicional de disminuir la probabilidad de arrastrar inadvertidamente posibles restos de tejido trombogénico al sitio de la anastomosis.
Teniendo en cuenta que los vasos del colgajo son muy finos y frágiles, es importante no pellizcar todo el ancho de los vasos, para evitar lesiones intimales que, a su vez, conducirán a trombosis intravascular y falla del colgajo. Para evitar lesiones inadvertidas tanto en los vasos del colgajo como en los vasos del sitio receptor, es más seguro ligar y dividir generosamente los afluentes vecinos, lo que permitirá una manipulación más fácil de estos vasos.
Antes de iniciar las anastomosis, es vital colocar los vasos en su posición definitiva, procurando evitar la torsión vascular o la torsión del pedículo del colgajo. Dado el pequeño calibre y la delicada consistencia de los recipientes, a menudo son difíciles de excluir de manera inequívoca. Un truco útil es asegurar el colgajo en su posición final con 3 puntos colocados lejos del sitio de las anastomosis. A continuación, en caso de duda, abrir temporalmente las pinzas vasculares colocadas en el pedículo del colgajo y llenar la luz de los vasos con solución salina normal heparinizada en una concentración de 10 UI/ml hasta que se congestionen. Esto lleva a que los vasos asuman la configuración que presentarán después de ser perfundidos por sangre, como cuando se retiran las pinzas después de la finalización de las anastomosis.
Además, es de suma importancia detectar cualquier burbuja de aire, aunque sea pequeña, dentro de los vasos durante todo el procedimiento y particularmente antes de atar los puntos finales. Si estas burbujas están distantes de la sección vascular, los vasos se pueden ordeñar suavemente con pinzas microquirúrgicas. Si se encuentran cerca de los sitios anastomóticos, la irrigación simple hace que las burbujas menos densas sean expulsadas fácilmente de la luz vascular. No reconocer la presencia de burbujas de aire puede causar isquemia y necrosis irreversibles del colgajo, sin duda debido al fino calibre de los vasos del colgajo. 
Además, no se puede dejar de enfatizar la necesidad de un cuidado meticuloso al pasar y atar los puntos, con el fin de: incluir las tres capas de los vasos (íntima, media y adventicia); obtener una buena eversión de los vasos para asegurar un contacto intimal adecuado, que es vital para el sellado de la anastomosis y el recrecimiento endotelial; evitar el contacto vascular suelto, lo que resultará en incompetencia anastomótica, es decir, sangrado; y evitar agarrar demasiado tejido vascular, lo que conducirá a la estenosis de anastomosis y propensión a la trombosis, lo que a su vez resultará en congestión venosa o mala perfusión del colgajo, si la vena o la arteria están involucradas, respectivamente.
Finalmente, es fundamental asegurar una hemostasia perfecta, durante todo el procedimiento, especialmente al levantar el colgajo en su superficie profunda. De lo contrario, es probable que se produzca la formación de hematomas y la muerte de ratas.
Modificaciones y resolución de problemas de la técnica
Los autores observaron que hacer una incisión transversal en la porción media del SCM utilizando un cauterio eléctrico, no solo permite una mejor exposición de la arteria carótida, sino que también minimiza el riesgo de tensión indebida sobre la futura anastomosis arterial.
Otro consejo técnico importante es comenzar la anastomosis desde la pared posterior de los vasos, para minimizar el riesgo de atrapar involuntariamente esta pared al colocar los puntos en la pared frontal más fácilmente expuesta. Si la pared posterior se sutura a la cara anterior de la anastomosis, la falta de permeabilidad vascular casi invariablemente se producirá inmediatamente debido a razones mecánicas o después de solo unas pocas horas como resultado de la trombosis8. 
Si las anastomosis de los vasos epigástricos de la rata se consideran demasiado desafiantes técnicamente debido al pequeño calibre de estos vasos, los vasos femorales pueden ligarse distalmente al origen de los vasos epigástricos y usarse como pedículo vascular del colgajo epigástrico. De esta manera, se utilizarán vasos más grandes (la arteria femoral tiene un calibre de 1,0 a 1,2 mm; y la vena femoral tiene un calibre de 1,2 a 1,5 mm). Además, mediante la disección y ligadura de los otros afluentes de los vasos femorales, se puede obtener una longitud de pedículo vascular de más de 2 cm, lo que facilitará la inserción del colgajo18,34,35. 
Reproducibilidad
Nuestra experiencia de más de diez años de uso de este colgajo con fines docentes y de investigación sugiere fuertemente que el colgajo epigástrico de rata es un modelo reproducible de transferencia de tejido libre11,13,17,18,26. Se puede incorporar fácilmente en cursos de microcirugía, ya que es un buen modelo de enseñanza y capacitación para los aprendices de microcirugía11,13,17,18,26. En nuestra experiencia, aunque técnicamente desafiante al principio para el novato en microcirugía, después de un poco de entrenamiento, el colgajo epigástrico libre se puede transferir con éxito al cuello de la rata con una necrosis posterior mínima o nula en el 70 al 80% de los casos. Estos resultados coinciden con los generalmente reportados en la literatura13,18,36. 
Importancia con respecto a los métodos existentes
Se han descrito numerosos colgajos libres en la rata10,16,18,37-39. Los más utilizados con fines docentes y de investigación han sido el colgajo miocutáneo transverso del recto abdominal , los colgajos del dorsal ancho y el serrato anterior , el modelo de reimplantación de extremidades posteriores y el colgajo epigástrico (ingle)18,35. Estos colgajos han sido favorecidos, debido a su anatomía consistente y pedículo vascular de gran tamaño. El colgajo epigástrico es posiblemente el asociado con una menor morbilidad en el sitio donante, ya que se diseccionó por encima de la fascia muscular18. Además, el colgajo epigástrico, descrito en 1967, fue el primer colgajo descrito en ratas34,35. Esto ocurrió solo 4 años después de la primera descripción de un colgajo experimental en un animal por Goldwyn. Curiosamente, este colgajo era un colgajo de ingle en el perro34. 
Limitaciones de la técnica
Las dos principales limitaciones de este modelo son la necesidad de habilidades microquirúrgicas para llevar a cabo la cirugía, y la presencia de necrosis significativa en el 20 al 25% de los casos, según diferentes autores13,18,36. Otra limitación potencial del modelo aquí presentado es el autocanibalismo del colgajo. Sin embargo, como los autores anteriores, este es un hallazgo poco frecuente que casi solo ocurre en casos de necrosis total del colgajo.
Aplicaciones futuras de la técnica
El colgajo libre epigástrico de rata se puede utilizar en estudios experimentales de perfusión tisular, reparación tisular e infección de heridas quirúrgicas40,41. Sus vasos nutritivos son particularmente adecuados para la inyección intravascular de soluciones que contienen sustancias de interés, a saber, fármacos, vectores virales o liposomas, que producirán principalmente un efecto local o regional30,31. Además, debajo del colgajo, también se pueden colocar patógenos, cuerpos extraños, semillas radiactivas o productos químicos, imitando varios procesos de enfermedades y posibles tratamientos30,31.

Transferencia de tejido libre ha sido cada vez más utilizado en la práctica clínica para la reconstrucción de tejidos desaparecidos desde la década de 1970 1-5. Esto ha permitido la reconstrucción de defectos complejos y de otra manera no tratables resultantes de extirpación de tumores, traumatismos, infecciones, malformaciones o quemaduras 1-7. Los colgajos libres de este tipo son particularmente útiles para la reconstrucción de regiones anatómicas de alta complejidad, como los de la cabeza y el cuello, la mano, el pie, y el perineo 1,4. Sin embargo, aún hoy en día los cirujanos en formación se amilana con frecuencia por la complejidad de varios pasos involucrados en la crianza, la transferencia y insetting un colgajo libre con el uso de técnicas e instrumentos de microcirugía 8,9. Además, es ampliamente aceptado que se convierta en un microcirujano competentes, extensa práctica experimental en un modelo animal es obligatorio 4,8-13. Por otra parte la investigación, básica y traslacionalen el ámbito de la transferencia de tejido libre es de gran 8,14-16 potencial clínico. No obstante, los investigadores están con frecuencia decidan a utilizar modelos de microcirugía de transferencia de tejido debido a la falta de información con respecto a los aspectos técnicos involucrados en los procedimientos operativos 4,8-14. La rata es un buen modelo animal para la investigación y la formación de microcirugía, ya que es relativamente barato, fácil de mantener, y susceptibles de manipulación frecuente 8,11,13,14,17,18. Aunque varios colgajos óseos libre, musculares y de la piel se han descrito en la rata 18-24, la aleta fasciocutáneo epigástrica libre es el más ampliamente utilizado con fines didácticos 9,12,13,18,25. Este colgajo libre fue descrito por primera vez en 1967 por Strauch y Murray y ha ganado cada vez más popularidad desde entonces, debido a varios factores, a saber, la anatomía vascular constante, la facilidad relativa de la disección, los vasos de nutrientes importantes, y la redundancia de la piel en la zona donante, WHich permite el cierre primario del defecto resultante de la elevación del colgajo 4,9-11,13,17,18,25-28. Solapa de Anatomía e Histología El colgajo epigástrico es suministrada por la arteria epigástrica superficial y la vena (Figura 1). Estos vasos se originan en y drenan en la arteria femoral y la vena, respectivamente. En promedio, el calibre de la vena epigástrica superficial es de 0,6 a 0,8 mm, lo que contrasta con los 0,3 a 0,5 mm de la arteria epigástrica superficial (Figura 2) 17,18. La arteria epigástrica superficial emite dos ramas principales: un lateral y una rama medial que a su vez se dividen en múltiples ocasiones, originando redes capilares que suministran la mayor parte del tegumento de la región epigástrica. Estos capilares drenan en los afluentes de las venas epigástricas superficiales que tienen un curso paralelo al árbol arterial (Figura 2) 13,17,18. El diagrama de la Figura 3 representa la región de la pared abdominal ventrolateral suministrada por los vasos epigástricos superficiales que se pueden movilizar en la solapa epigástrica. Este colgajo puede ser de hasta 5 cm de largo y 3 cm de ancho 13,17,18. Histológicamente, la solapa se compone del tegumento que cubre los músculos de la pared abdominal ventrolateral (Figura 4) 13,17,18. Contiene una capa superficial de la piel, formada por la dermis y la epidermis. Debajo de la piel hay una capa de tejido graso llamado panículo adiposo. Por debajo de esta capa hay otra capa de músculo estriado conocido como panículo carnoso 18,28,29. Por debajo del panículo carnoso hay tejido laxo que es superficial a la fascia profunda que cubre los músculos abdominales más grandes. Por lo tanto, la aleta es un bloque compuesto de los tejidos, que contiene todas estas capas, a excepción de la fascia muscular profundo (Figura 5) 13,17,18,27-31.

<table><tbody><tr><td>Skin Skribe Marcador de piel quirúrgico</td><td>Moore Medical</td><td>31456</td><td>https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/ & PG=CTL&CS= HOM& FN=DetalleDeProducto& PID=1740& spx=1</td></tr><tr><td>Micro retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>RS-6540</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas http://www.finescience.de Graeffe Puntas curvadas</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td>http://www.finescience.de</td></tr><tr><td>Abrazaderas Acland</td><td>Fine Science Tools</td><td>00398 V</td><td></td></tr><tr><td>http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf Aplicador de pinza</td><td>Fine Science Tools</td><td>CAF-4</td><td>http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</td></tr><tr><td>Cauterización a alta temperatura</td><td>Fine Science Tools</td><td>AA03 http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp</td><td></td></tr><tr><td>Dilatadores de microvasos 11 cm Puntas de 0,3 mm 00124</td><td>Fine Science Tools</td><td>D-5a.2</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Pinzas de Micro Joyería 11cm angulado 00109</td><td>Fine Science Tools</td><td>JFA-5b</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Pinzas Micro Joyería 11 cm rectas 00108</td><td>Fine Science Tools</td><td>JF-5</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Acland Abrazaderas Simples B-1V (Par)</td><td>Fine Science Tools</td><td>396</td><td>&nbsp; http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Micro Tijeras Mangos Redondos 15 cm Recto</td><td>Herramientas de Ciencia Fina 67</td><td></td><td>&nbsp; http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Tijeras Iris 11,5 cm Curvas EASY-CUT</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>EA7613-11</td><td>&nbsp; http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Tijeras Mayo 14 cm Hojas Rectas Biseladas EASY-CUT</td><td>Fine Science Tools</td><td>EA7652-14</td><td>&nbsp; http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Portaagujas Derf 12 cm TC</td><td>Fine Science Tools</td><td>703DE12</td><td>&nbsp; http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Monosyn 5-0</td><td>B.Braun</td><td>15423BR</td><td>http://www.mcfarlanemedical.com.au/ 15423BR/ SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php</td></tr><tr><td>Ethilon 5-0</td><td>Ethicon</td><td>W1618</td><td>http://www.farlamedical.co.uk/category_Ethilon-Suture-1917/Ethilon-Sutures/</td></tr> <tr><td>Dafilon 10-0</td><td>B.Braun</td><td>G1118099</td><td>http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816</td></tr><tr><td>Veet Crema Depilatoria Piel Sensible Aloe Vera y Vitamina E 100 ml</td><td>Veet</td><td></td><td>http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/</td></tr> <tr><td>Instrapac - Pinzas Dentadas Adson (Extra Fina)</td><td>Fine Science Tools</td><td>7973</td><td>http://www.millermedicalsupplies.com</td></tr><tr><td>Aguja Castroviejo soportes</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td>http://s-and-t.ne</td></tr><tr><td>Pinza para mosquitos recta</td><td>Fine Science Tools</td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>http://www.finescience.de Desinfectante cutáneo Cutasept F</td><td>Bode Chemie</td><td></td><td>http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php</td></tr><tr><td>Lacri-lube Pomada para ojos 5g</td><td>Express Chemist</td><td>LAC101F</td><td>http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html</td></tr><tr><td>Solución salina normal para riego</td><td>Hospira, Inc.</td><td>0409-6138-22</td><td>http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts</td></tr><tr><td>Solución de Heparina Sódica (5,000 UI/ml)</td><td>B.Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>http://www.bbraunusa.com/products.html?prid=PRID00006982 Meloxicam Metacam Boehringer</td><td>Ingelheim</td><td></td><td></td></tr><tr><td>http://www.bi-vetmedica.com/species/pet/products.html Lámpara de calor HL-1</td><td>Harvard Aparato</td><td>727562</td><td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ haisku3_10001_11051_39108_-1_ HAI_ProductDetail_N_ 37610_37611_37613</td></tr><tr><td>Sistema de manta homeotérmica con sonda flexible</td><td>Aparato Harvard</td><td>507220F</td><td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ haisku3_10001_11051_39108_-1_ HAI_ProductDetail_N_ 37610_ 37611_37613</td></tr><tr><td>Esterilizador de calor seco</td><td>Quirumed</td><td>2432</td><td>http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores</td></tr><tr><td>Paños quirúrgicos</td><td>Barrier</td><td>800430</td><td>http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/</td></tr> <tr><td>Guantes quirúrgicos de biogel</td><td>Medex Supply</td><td>30465</td><td>https://www.medexsupply.com</td></tr><tr><td>Microscopio quirúrgico</td><td>Leica Surgical Microsystems</td><td>10445319</td><td>http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/</td></tr></tbody></table>

un modelo de transferencia de tejido libre: la rata epigástrica libre de la aleta

A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap

tejido libre se ha utilizado cada vez más en la práctica clínica desde la década de 1970, permitiendo la reconstrucción de defectos complejos e intratables resultantes de la extirpación de tumores, traumatismos, infecciones, malformaciones o quemaduras. Los colgajos libres son especialmente útiles para reconstruir regiones anatómicas muy complejas, como las de la cabeza y el cuello, la mano, el pie y el perineo. Además, la investigación básica y traslacional en el área de la transferencia de tejido libre tiene un gran potencial clínico. No obstante, los estudiantes de cirugía y los investigadores se ven frecuentemente disuadidos de utilizar modelos microquirúrgicos de transferencia de tejidos, debido a la falta de información sobre los aspectos técnicos involucrados en los procedimientos quirúrgicos. El objetivo de este trabajo es presentar los pasos necesarios para transferir un colgajo epigástrico libre fasciocutáneo al cuello en la rata.
Este colgajo se basa en la arteria y la vena epigástricas superficiales, que se originan y drenan en la arteria y la vena femoral, respectivamente. En promedio, el calibre de la vena epigástrica superficial es de 0,6 a 0,8 mm, en contraste con los 0,3 a 0,5 mm de la arteria epigástrica superficial. Desde el punto de vista histológico, el colgajo es un bloque compuesto de tejidos, que contiene piel (epidermis y dermis), una capa de tejido graso (panículo adiposo), una capa de músculo estriado (panículo carnoso) y una capa de tejido areolar suelto.
Sucintamente, el colgajo epigástrico se eleva sobre sus vasos pediculares que luego se anastomosan a la vena yugular externa y a la arteria carótida en la superficie ventral del cuello de la rata. Según nuestra experiencia, este modelo garantiza la supervivencia completa de aproximadamente el 70 al 80% de los colgajos epigástricos transferidos a la región del cuello. El colgajo puede ser evaluado siempre que sea necesario mediante inspección visual. Por lo tanto, los autores creen que este es un buen modelo experimental para la investigación y la formación microquirúrgica.

De acuerdo con la experiencia de los autores de más de diez años con el colgajo libre epigástrica como un modelo de transferencia de tejido libre tanto en el contexto de los cursos de microcirugía y con fines de investigación, la tasa de supervivencia colgajo depende en cierta medida de la destreza y experiencia del cirujano . En general, si se tienen en cuenta los aspectos técnicos descritos anteriormente, un índice de supervivencia casi completa (&lt;10% de necrosis del colgajo) de alrededor de 70% de aletas es de esperar. Alrededor de 10% de aletas presentan necrosis parcial (10-50%). Alrededor del 20% de las solapas sufren necrosis completa. Una tasa de supervivencia casi completa 80% se obtuvo en los últimos 20 procedimientos realizados por el primer autor (DC) (Figura 13). Durante los dos primeros días del postoperatorio, el colgajo libre es a menudo epigástrica edematoso y presenta algún grado de congestión venosa. Estos por lo general both disminuirá gradualmente entre 3 y 5 días después de la cirugía. Típicamente, durante la primera semana, la rata elimina la mayoría de los puntos de sutura externos y parte de las suturas subcuticulares, resultando a menudo en áreas dispersas de leve dehiscencia de la herida (Figura 14). Después de día 10, el pelo comienza lentamente a crecer en la superficie de la aleta. Al final del primer mes después de la cirugía, el colgajo se cubre generalmente con el pelo ligeramente más corta que la piel adyacente. Dos meses después de la operación, la presencia de la aleta es anunciado por una ligera protuberancia, y por una cicatriz relativamente poco visible alrededor de los márgenes de la solapa (Figura 14). canibalismo automática de la tapa es un hallazgo poco frecuente que, según la experiencia de los autores, se produce casi exclusivamente en casos de necrosis total del colgajo. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig1.jpg" /> Figura 1: anatomía vascular del fla libre epigástricapag. Esta fotografía muestra la región epigástrica izquierda de una rata previamente inyectado con una solución de látex de color rojo en el sistema arterial y con una solución de látex azul en el sistema venoso. Es posible observar que la región epigástrica recibe un suministro de sangre axial de la arteria epigástrica superficial y la vena. Estos vasos se originan en y drenan en la arteria femoral y la vena, respectivamente. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig2.jpg" /> Figura 2: Exploración de la imagen de microscopía electrónica de un método de corrosión de los vasos epigástricos superficiales que muestra el suministro sanguíneo microvascular al colgajo libre epigástrica. Esta imagen de microscopía electrónica de barrido de un método de corrosión de la superfivasos epigástricos ciales de la rata muestra que la vena tiene un calibre más grande que la arteria. En promedio, el calibre de la vena epigástrica superficial es de 0,6 a 0,8 mm, en comparación con los 0,3 a 0,5 mm de la arteria epigástrica superficial. Esta imagen también muestra que la arteria epigástrica superficial se origina dos ramas principales: un lateral y una rama medial que a su vez se dividen en múltiples ocasiones, originando redes capilares que suministran la mayor parte de la región epigástrica. Estos capilares drenan en los afluentes de la vena epigástrica superficial que tienen un curso paralelo al árbol arterial. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig3.jpg" /> Figura 3: área potencial de un colgajo libre epigástrico izquierda en la rata. Este diagrama represensenta la región de la pared abdominal suministrada por los vasos epigástricos superficiales y que pueden movilizarse en la solapa epigástrica. Este colgajo puede ser de hasta 5 cm de largo y 3 cm de ancho. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig4.jpg" /> Figura 4: Fotografía de una sección teñida con hematoxilina-eosina de la solapa epigástrica. Esta sección teñida con hematoxilina-eosina de la región epigástrica muestra que la aleta epigástrico se compone de los tegumentos de esta región que cubre los músculos de la pared abdominal. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> Figura 5: composición histológica de la solapa epigástrico. La fotografía en la parte izquierda representa una sección teñida con hematoxilina-eosina de una aleta epigástrico, mientras que se obtuvo el fotografía en el lado derecho de la sección tricrómico de Masson una de este colgajo. Estas dos imágenes ilustran que la solapa epigástrico de la rata es un bloque compuesto de los tejidos. Contiene una capa superficial de la piel, formada por la dermis y la epidermis. Debajo de la piel hay una capa de tejido graso llamado panículo adiposo. Por debajo de esta capa existe capa de músculo estriado conocido como panículo carnoso. Por debajo de la panículo carnoso hay una fascia profunda que cubre los músculos abdominales más grandes y más profundos. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura</a>. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig6.jpg" /> Figura 6. marcas de la piel Pre-operatorias sobre la superficie ventral de la rata antes de la cirugía. Esta fotografía muestra las marcas de la piel de las incisiones utilizadas para levantar el colgajo epigástrica izquierda y, posteriormente, a la inserción de este colgajo en la cara ventral de la región cervical izquierda. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig7.jpg" /> Figura 7. Anatomía quirúrgica de los vasos nutrientes de la solapa epigástrica bajo el microscopio quirúrgico (10 aumentos). Esta fotografía muestra la arteria epigástrica superficial y la vena procedente de drenaje y en la arteria femoral y la vena, respectivamente. La arteria circunfleja femoral lateral por lo general surge de la cara caudal del epi superficialesarteria gástrica. La vena circunfleja femoral lateral tiene un camino similar y por lo general termina en la vena epigástrica superficial. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig8.jpg" /> Figura 8. La aleta epigástrico ex vivo pediculado en sus buques de nutrientes (la arteria epigástrica superficial y la vena - A, V, respectivamente). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig8large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig9.jpg" /> Figura 9. Vista de funcionamiento de ladisección de la vena receptor, es decir, la vena yugular externa, en el lado izquierdo del cuello (ampliación 6x). Es posible observar el curso subcutánea del lateral de la vena yugular externa al músculo esternocleidomastoideo. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig9large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig10.jpg" /> Figura 10. Vista de funcionamiento de la disección de la arteria donante, es decir, la carótida común, en el lado izquierdo del cuello (aumento de 10x). La arteria y el nervio vago acompañante están expuestos después de la retracción del esternocleidomastoideo y los músculos infrahyoid, tal como se muestra. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig10large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de t</a>su figura. <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig11.jpg" /> Figura 11. Fotografía de las anastomosis vasculares entre los buques de la solapa y los vasos receptores en el cuello, como se ve en el microscopio de operación (aumento de 10x). Esta fotografía muestra la anastomosis término-lateral entre la carótida común y las arterias epigástricos superficiales. También es posible observar la anastomosis término-terminal entre la epigástrica superficial y las venas yugulares externas. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig11large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 12" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig12.jpg" /> Figura 12. Fotografía de la cara ventral de la rata inme<html> tamente después de la cirugía. Observe que la zona donante se cierra fácilmente principalmente. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig12large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 13" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig13.jpg" /> Figura 13. epigástrica supervivencia colgajo libre en 20 ratas consecutivos operados por el primer autor (CC). Cinco ratas (20%) presentaron necrosis del colgajo completa (casos 1, 4, 8, 13 y 15, representados por los puntos rojos). Las áreas de necrosis del colgajo se determinaron utilizando el ImageJ software libre, tal como se explica en detalle por Trujillo et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig13large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> 14 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 55281 / 55281fig14.jpg &quot;/&gt; Figura 14. Las fotografías de la aleta epigástrico colocado en el aspecto ventral del cuello 4, 14 y 60 días después de la operación. Cuatro días después de la cirugía, por lo general hay alguna dehiscencia de la herida, como la rata elimina los puntos de sutura. Sin embargo, la solapa por lo general permanece en su lugar. Es posible examinar el colgajo diariamente por simple inspección visual. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig14large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Este artículo describe los pasos necesarios para levantar un colgajo epigástrico libre fasciocutáneo y transferirlo al cuello en la rata.

Un modelo de transferencia de tejido libre: La rata epigástrica libre de la aleta

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects ...

El objetivo de este artículo es presentar los pasos necesarios para realizar un colgajo libre epigástrico en la rata. El trasplante de tejido libre se ha utilizado cada vez más en la práctica clínica para la reconstrucción de tejidos perdidos desde la década de 1970. Sin embargo, incluso hoy en día, los cirujanos en formación suelen sentirse abrumados por la complejidad de los múltiples pasos implicados en la elevación, transferencia e inserción de un colgajo libre.De hecho, para convertirse en un cirujano microvascular competente, se considera obligatoria una amplia práctica experimental en un modelo animal. La rata es el modelo más utilizado para la investigación y formación en cirugía microvascular, ya que es relativamente económica, fácil de mantener y su mandíbula permite manipulaciones frecuentes. Esta fotografía muestra la región epigástrica izquierda de una rata, previamente inyectada con una solución de látex rojo en el sistema arterial y con una solución de látex azul en el sistema venoso.Es posible observar que la región epigástrica recibe un aporte sanguíneo axial de la arteria y la vena epigástricas superficiales. Estos vasos se originan en la arteria femoral y drenan en la vena femoral, respectivamente. Esta piel representa la región de la pared abdominal, irrigada por los vasos epigástricos superficiales, que puede movilizarse en el colgajo epigástrico.Este colgajo puede tener hasta cinco centímetros de longitud y tres centímetros de ancho. Esta sección teñida con hematoxilina eosina de la región epigástrica muestra que el colgajo epigástrico está compuesto por el tejido cutáneo de esta región que recubre los músculos de la pared abdominal. Por lo tanto, este colgajo es un bloque compuesto de tejidos.Contiene una capa superficial de piel formada por la dermis y el epidermis; debajo de la piel, hay una capa de tejido adiposo, denominada panniculus adiposus. Por debajo de esta capa, se encuentra una capa de músculo estriado, conocida como panniculus carnosus; por debajo del panniculus carnosus, hay una fascia profunda que cubre los músculos abdominales más grandes. En cuanto a la preparación preoperatoria, la rata se anestesia con una mezcla de ketamina y diazepam, la dosis utilizada es de cinco miligramos por kilogramo de ketamina y cero punto veinticinco miligramos por kilogramo de diazepam.El vello de la superficie ventral del abdomen se elimina con crema depilatoria. La piel se desinfecta con una solución alcohólica. El colgajo se dibuja sobre la superficie del abdomen, al igual que las incisiones cervicales, utilizando un marcador quirúrgico para piel.En primer lugar, se elevan los márgenes del colgajo. El colgajo se levanta de medial a lateral, con un bisturí eléctrico. Se ligan el o los vasos perforantes hacia la superficie profunda del colgajo.Luego, se disecciona cuidadosamente el pedículo del colgajo. Se coloca un retractor en la parte caudal de la herida para facilitar la disección vascular. El pedículo vascular se diseca cuidadosamente separando los tejidos sueltos y en descomposición.Podemos observar la arteria femoral, la vena femoral, la arteria y la vena epigástricas superficiales y, finalmente, la arteria y la vena circunflejas laterales. El origen de estos últimos vasos es variable. Sin embargo, en la mayoría de los casos, se originan a partir de los vasos epigástricos superficiales.Posteriormente, se pinzan temporalmente los vasos femorales. Se realiza un último recorte del tejido necrótico y se prepara el lugar para la futura colocación de las anastomosis. A continuación, se seccionan la arteria y la vena epigástrica superficial.Posteriormente, se realizan las incisiones en el cuello. Primero, se expone y disecciona la vena yugular externa. Se ligan varias de sus ramas colaterales, lo que permite movilidad venosa posterior para realizar las anastomosis.A continuación, en un plano más profundo, se expone la superficie lateral del músculo esternocleidomastoideo. Esto va seguido por la superficie profunda de este músculo, exponiendo así la arteria carótida y el nervio vago.La arteria carótida se diseca por separación mecánica del nervio vago. Esta imagen muestra la arteria carótida y el nervio vago. A continuación, se separa la arteria carótida del nervio vago y se coloca un trozo estéril de globo debajo de la arteria carótida.Hemos observado que realizar una incisión en la porción media del músculo esternocleidomastoideo no solo facilita la exposición, sino que también previene la tensión excesiva sobre la arteria y las anastomosis, lo cual puede provocar la pérdida del colgajo. A continuación, se lleva el colgajo hasta la incisión cervical. Realizamos una incisión lateral en la cara lateral de la arteria carótida después de colocar una sutura de nylon 9/0.Después de cortar los vasos y antes de realizar las anastomosis, se lava la luz del vaso con una solución que contiene heparina. Se utiliza una sutura de nylon 9/0 o 10/0 para realizar las anastomosis con puntos separados. La anastomosis venosa se realiza de la misma manera.A veces, es necesario dilatar la vena epigástrica superficial para hacer que su calibre sea similar al de la vena yugular externa más grande. Después de realizar las anastomosis, se retiran los pinzas, comenzando por las venosas y luego por las de los vasos del colgajo. Se puede mover la arteria epigástrica superficial para aliviar un espasmo vascular existente.Es posible observar el aspecto típico de anastomosis arteriales permeables y competentes, así como un sistema venoso adecuadamente perfundido. Esta imagen muestra la arquitectura vascular final del colgajo tras su colocación. La arteria epigástrica superficial se conecta de forma término-lateral a la arteria carótida.Finalmente, la vena epigástrica superficial se conecta de forma término-terminal a la vena yugular externa. Luego, el colgajo se sutura a la piel adyacente con puntos separados de nylon 5/0. La zona donante se cierra de manera similar, utilizando la piel abdominal laxa para cerrar el defecto abdominal.Típicamente, cinco días después de la cirugía, la rata ya ha eliminado todas las suturas, como se muestra en este animal anestesiado. Por lo general, en este momento, es posible observar que todo el colgajo es viable. Catorce días después de la cirugía, el vello ya ha comenzado a crecer nuevamente sobre la superficie del colgajo, como puede verse aquí.Dos meses después de la cirugía, solo la cicatriz del cuello muestra los límites originales del colgajo. El colgajo puede evaluarse en cualquier momento necesario mediante una simple inspección visual. Para facilitar la exposición del aspecto final del cuello y del colgajo, se puede presentar un alimento como premio por encima de la cabeza de la rata.Alternativamente, se puede aplicar un tacto suave en la región interescapular. Mientras un asistente, colocado frente a la rata, observa y fotografía el colgajo. Se obtuvo una tasa de supervivencia casi completa del 80 por ciento en los últimos 20 procedimientos realizados por el primer autor, como se puede ver en este gráfico.La tasa de supervivencia del colgajo depende, en cierta medida, de la experiencia del cirujano. En términos generales, si se tienen en cuenta los aspectos técnicos descritos anteriormente, puede esperarse una tasa de supervivencia casi completa de alrededor del 70 por ciento de los colgajos. Aproximadamente el 10 por ciento de los colgajos presentan necrosis parcial.Y aproximadamente el 20 por ciento de los colgajos sufren necrosis completa. Nuestra experiencia de más de 10 años utilizando este colgajo con fines docentes e investigativos sugiere que el colgajo epigástrico de rata es un modelo respetable de trasplante de tejido libre. Además, también es un buen modelo educativo y de entrenamiento para los cirujanos en formación en microcirugía.Además, este modelo puede utilizarse en estudios de perfusión tisular, reparación tisular e infección quirúrgica.

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Investigación

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