Name: En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Aprende a evaluar el desarrollo del callo de fractura en ratones mediante resonancia magnética con un fijador externo compatible. Este método permite monitorear la cicatrización ósea in vivo en tiempo real de forma estandarizada.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Agradecemos Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele y Anne Subgang excelente soporte técnico. También agradecemos a la Fundación alemana de investigación (CRC1149, INST40/499-1) y la Alemania AO Trauma Fundación para la financiación de este estudio.

animal todos los experimentos cumplen con normas internacionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por la autoridad regulatoria regional (no. 1250, competente Tübingen, Alemania). Todos los ratones fueron mantenidos en grupos de dos a cinco animales por jaula en una luz 14-h, 10 h oscuro del ritmo circadiano con agua y comida proporcionados ad libitum.
 1. preparación del Material quirúrgico y tratamiento previo de los ratones <ol><li>esterilizar todo quirúrgico material. Utilizar una temperatura de esterilización en autoclave de 120-135 ° C por 20-30 min de duración de la esterilización.</li>
	<li>Compra C57BL/6 ratones o ratones de otra cepa que son entre 19-35 g de peso corporal. Siga el cuidado apropiado de los animales y protocolos experimentales con arreglo a directrices nacionales que es aprobada por el investigador &#39; s cuidado Animal institucional y Comité de uso. Deje un mínimo de 7 días de período de aclimatación antes de iniciar el procedimiento de.</li>
	<li>Proporcionar analgesia a todos los ratones vía agua de bebida un día antes de la cirugía hasta el tercer día postoperatorio.</li>
</ol> 2. Procedimiento quirúrgico y la aplicación de fijador externo <ol><li>lugar el ratón en un tubo precargado con 5-7% de isoflurano y 60 mL/min de oxígeno. Después de la pérdida de los reflejos posturales, quitar el ratón desde el tubo de inducción de la anestesia y mantener la anestesia a través de una máscara de inhalación proporcionar 1-3% isoflurano y 60 mL/min de oxígeno.
	<ol><li>Monitor de la respiración patrón y trasero pata reflejo durante la anestesia. Asegúrese de que la tasa de respiración es de alrededor de 100 ciclos/min y el reflejo de la patas traseras se ausenta. 
		&#8203; Nota: la cantidad de gas necesitada es dependiente de la edad, sexo, peso corporal y la tensión del ratón.</li>
	</ol></li> <li>Antes de la cirugía, inyectar el ratón con una dosis única de antibióticos por vía subcutánea (clindamicina, 45 mg/kg). Además, para el mantenimiento del equilibrio líquido fisiológico, inyectar el ratón con un depósito de líquido subcutáneo de solución salina 500 μl (0,9% NaCl).</li>
	<li>Para evitar que la córnea secado, aplica ungüento oftálmico en los ojos de ratón. Coloque el ratón sobre una placa de calentamiento a 37 ° C durante la anestesia y procedimiento quirúrgico fisiológica de mantener temperatura del cuerpo.</li>
	<li>Quitar la piel de las extremidades derecha y frote el área quirúrgico con un desinfectante a base de alcohol. Cubrir la pata trasera derecha con una pequeña parte de un guante estéril para evitar zonas sin esterilizar. Desinfectar las extremidades derecha tres veces. Colocar un paño estéril sobre el ratón todo excepto el área quirúrgico.</li>
	<li>Incide la piel de aproximadamente 1 cm longitudinalmente a lo largo de la parte anterior del fémur derecho con un bisturí. Separar claramente el m. bíceps femoral y el m. vastus lateralis con pinzas y tijeras micro. Corte el lado de origen del tendón en el trocánter del fémur con una tijera micro para permitir el acceso libre a la parte anterolateral del hueso. Asegúrese de que el nervio ciático se conserva.</li>
	<li>Colocar el fijador externo (rigidez axial de 3 N/mm, figura 1 A) paralela al fémur. Perfore los agujeros a través de la corteza con una broca de 0.45 mm y coloque lo pernos de montaje en los agujeros de cerámica manualmente. Comienzan con el pasador más proximal, seguido por el pin más distal y las dos clavijas en el medio.
	<ol><li>Asegúrese de que no hay ninguna tensión, compresión o tensión de esquileo en el fijador durante el procedimiento de montaje, de lo contrario la brecha osteotomía alcanzado no será suficiente debido a la relajación de la fixator.</li>
	</ol></li> <li>Humidificar el hueso con una pequeña cantidad de NaCl estéril para evitar la deshidratación durante el proceso de aserrado.</li>
	<li>Crear una osteotomía de 0,4 mm a través del hueso entero entre los dos pernos interiores usando una sierra de alambre gigli de 0,4 mm. 
	Nota: Opcionalmente, un micro sierra oscilante se puede utilizar para crear la osteotomía. Asegúrese de evitar cualquier viruta metálica de la sierra en la zona de osteotomía.</li>
	<li>Eliminar la brecha de la osteotomía con 2 mL de NaCl estéril para retirar virutas de hueso entre las dos cortezas fracturadas.</li>
	<li>Adaptar los músculos mediante el uso de una sutura continua con una sutura reabsorbible (véase Tabla de materiales). Luego adaptar la piel mediante el uso de suturas no reabsorbibles interrumpidas (véase Tabla de materiales). Para evitar la herida penetrante, debe colocar la sutura en la parte craneal de la herida. 
	Nota: No use el pegamento de la piel o clips desde ratones generalmente extraerlo la herida que causa más dañan a la piel.</li>
	<li>Limpiar la zona quirúrgica con un desinfectante y colocar el ratón en su jaula. Monitor el mouse y suministro suficiente calor (por ejemplo por luz infrarroja) hasta que está totalmente despierto. Monitor de agua, consumo de alimentos y peso corporal después de la cirugía a Asegúrese de que el animal no está en el dolor y el malestar. Proporcionar analgesia a todos los ratones mediante el agua potable hasta el tercer día postoperatorio. 
	Nota: Ratones pueden ser alojados en grupos de hasta cuatro animales.</li>
	<li>Controlar el ratón &#39; actividad de s 1 a 5 días después de la cirugía. Durante ese tiempo, el ratón debe tener peso en el miembro operado. De lo contrario, el ratón debe excluirse de análisis.</li>
</ol> 3. Procedimiento de RMN y análisis de imágenes <ol><li>antes de la MRI exploración procedimiento, anestesiar el ratón según el protocolo en los pasos 2.1 y 2.3 y mantener la frecuencia respiratoria de alrededor de 100 ciclos/min Introduzca el fijador externo en las extremidades derecha de la ratón con cuidado en un dispositivo de montaje a medida ( figura 1 B, C).
	<ol><li>Asegúrese de evitar flexión o compresión del fijador durante este paso ya que esto puede interferir con la cicatrización de la fractura. 
		Nota: Las exploraciones de MRI pueden llevarse a cabo tan pronto como 3 días después de la cirugía, dependiendo del cuidado de los animales y el protocolo experimental.</li>
	</ol></li> <li>Coloque el ratón sobre una base de temperatura controlada para la introducción en el dispositivo de MRI. Conecte el dispositivo de montaje rígido a la bobina principal de cuatro elementos.</li>
	<li>Datos de MRI de adquirir mediante un alto campo pequeño animal MRI sistema operando a 11,7 T. 
	&#8203; Nota: geometría de adquisición de datos de la resonancia magnética está alineado con el hueso fémur, ortogonalmente a los tornillos.
	<ol><li>Adquirir datos aplicando una densidad de protones gordo-suprimidas multicorte TSE secuencia (PD-TSE) utilizando los parámetros de adquisición: Eco/repetición tiempo TE = 5,8 ms/TR = 2.500 ms, resolución Δr = 52 × 52 × 350 µm³, campo de visión (FOV) = 20 × 20 mm ² y Δω de ancho de banda = 150 KHz.</li>
		<li>Nota: el tiempo de adquisición total de 22 rebanadas es min 36</li>
	</ol></li> <li>Abra los datos adquiridos con software de análisis de imagen. Indique el tamaño del voxel como 0.05 x 0.05 x 0.35 mm 3. Segmento de los diferentes tejidos en el callo de fractura (hueso, cartílago, médula ósea tejido fibroso) basados en su intensidad con umbralización automática como sigue.
	<ol><li>Haga clic en el &#34; editar nuevo etiqueta campo &#34;, haga clic en &#34; añadir Material &#34; y cambiar el nombre del material a &#34; callos &#34;. Distinguir el área del callo de los tejidos circundantes, basados en la señal hipo intensa desde el periostio usando el &#34; Lasso &#34; herramienta.</li>
		<li>Clic &#34; agregar al material &#34;. Haga clic &#34; agregar Material &#34; y cambiar el nombre del material a &#34; cartílago &#34;. El cartílago del segmento mediante el uso de la &#34; umbral &#34; herramienta y &#34; seleccione sólo material actual &#34; de &#34; de callos &#34;. Haga clic en &#34; cartílago &#34; y &#34; añadir a material &#34;. Repita estos pasos con &#34; ósea &#34; y &#34; tejido de la médula/fibroso &#34;.</li>
	</ol></li> <li>Generar reconstrucciones 3D de la fracturada fémur basada en los datos de segmentación del tejido usando software de análisis de imagen. Haga clic en &#34; generar superficie &#34;, aplique &#34; ninguno &#34; para &#34; tipo alisado &#34; y haga clic en &#34; vista de superficie &#34;. 
	Nota: Muy pequeñas áreas hiper intenso alrededor de la enDS de las cortezas fracturadas están probable que sean artefactos debido a la transición de la huesuda a tejidos blandos. Estas áreas deben ser excluidas del análisis posterior. Áreas hyper-intensas en medio de la fractura callo durante la fase de endocondral de fractura cura representan tejido cartilaginoso. Áreas hipo intensa en el callo de fractura distal de la brecha de la osteotomía en la fase de osificación endocondral y con la misma intensidad a lo largo del callo de fractura completa en la cura después de etapas representan tejido recién formado callo oseo. Aunque estas zonas tienen una señal hipo intensa, la intensidad de señal del hueso maduro (corteza) es aún menor. Después de umbral la intensidad de la señal para el tejido óseo y tejido cartilaginoso en el callo de fractura, marcar los restantes tejidos como médula ósea y tejido fibroso. Los valores de segmentación del tejido son: tejido óseo (incluyendo corteza madura y hueso trabecular tejido de callo oseo) está segmentada dentro de la gama de 1-3.3 (intensidad de la señal normalizada a corteza madura), tejido de la médula/fibroso dentro de la gama de 3.4-5.4, y tejido cartilaginoso callo dentro del rango de 5.5-6.2.</li>
	<li>Si es necesario, repetir la exploración de MRI longitudinalmente durante el proceso de curación de fractura. Supervisar el desarrollo de callo cartilaginoso, explorar los ratones en los días 10, 14 y 21 después de la cirugía. 
	Nota: Los puntos del tiempo dependerá del cuidado de los animales y el protocolo experimental.</li>
</ol>

<ol><li>Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing+under+healthy+and+inflammatory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing under healthy and inflammatory conditions.</a> Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).</li>
<li>Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cell+and+molecular+biology+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">The cell and molecular biology of fracture healing.</a> Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).</li>
<li>Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing%3A+mechanisms+and+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing: mechanisms and interventions.</a> Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).</li>
<li>Augat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+tissue+properties+in+bone+healing%3A+influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap.</a> J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).</li>
<li>Claes, L. E., Heigele, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnitudes+of+local+stress+and+strain+along+bony+surfaces+predict+the+course+and+type+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing.</a> J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).</li>
<li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).</li>
<li>Hu, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cartilage+to+bone+transformation+during+fracture+healing+is+coordinated+by+the+invading+vasculature+and+induction+of+the+core+pluripotency+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes.</a> Development. 144 (2), 221-234 (2017).</li>
<li>Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+perspectives+of+delayed+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Biological perspectives of delayed fracture healing.</a> Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).</li>
<li>Meyer, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age+and+ovariectomy+impair+both+the+normalization+of+mechanical+properties+and+the+accretion+of+mineral+by+the+fracture+callus+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats.</a> J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).</li>
<li>Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+osteoporosis+in+femoral+fracture+healing+time%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time.</a> Injury. 40 (6), 663-668 (2009).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s40610-016-0037-3">Mouse Models in Bone Fracture Healing Research.</a> Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation%3A+a+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+the+study+of+articular+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Rodent models for the study of articular fracture healing.</a> J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).</li>
<li>Taha, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+the+efficacy+of+MRI+for+detection+of+changes+in+bone+morphology+in+a+mouse+model+of+bone+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson+Imaging%22%5BJournal%5D)">Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury.</a> J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+high-resolution+In+Vivo+MRI+for+longitudinal+analysis+of+endochondral+fracture+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice.</a> PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).</li>
<li>Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+infiltration+into+the+rat+knee+detected+by+MRI+in+a+model+of+antigen-induced+arthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis.</a> Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).</li>
<li>Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preferential+macrophage+recruitment+and+polarization+in+LPS-induced+animal+model+for+COPD%3A+noninvasive+tracking+using+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI.</a> PLoS One. 9 (3), 90829(2014).</li>
<li>Rolle, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ImmunoPET%2FMR+imaging+allows+specific+detection+of+Aspergillus+fumigatus+lung+infection+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).</li>
<li>Niemeyer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+tracking+of+human+haemopoietic+CD34%28%2B%29+stem+cells+in+vivo+in+immunodeficient+mice+by+using+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging.</a> Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).</li>
</ol>

El autor Romano Matthys es un empleado de RISystem AG Davos, Suiza, que produce los implantes e implantar instrumentos específicos utilizados en este artículo. Otros autores tienen intereses financieros que compiten.

Modificaciones y resolución de problemas:
El objetivo principal de este estudio era describir un protocolo para el uso de un fijador externo de MRI-compatible para la osteotomía del fémur en el ratón con la capacidad para monitorear el desarrollo de tejido de callo longitudinalmente durante el proceso de curación de fractura endocondral. El diseño de un dispositivo de montaje a la medida para la inserción del fijador externo garantiza una posición estandarizada durante los aná...

Curación de fractura secundaria es la forma más común de cicatrización ósea. Es un proceso complejo que mímico aspectos específicos de ontogenic endocondral osificación1,2,3. El hematoma de fractura temprana consiste en predominante de las células inmunes, granulación y tejido fibroso. Tensión de oxígeno baja alta tensiones biomecánicas dificultan la diferenciación de osteoblastos en el boquete de la fractura, y promoción la diferenciación de células progenitoras en condrocitos4,5,6. Estas células comienzan a proliferar en el sitio de la lesión para formar una matriz cartilaginosa proporcionando estabilidad inicial del hueso fracturado. Durante la maduración del callo, condrocitos ser hipertróficas, experimentan apoptosis, o trans-se diferencian en osteoblastos. Neovascularización en la zona de transición de cartílago a hueso proporciona niveles elevados de oxígeno, que permite la formación de tejido óseo7. Después ósea tiende un puente sobre la brecha de la fractura, se incrementa la estabilidad biomecánica y remodelación osteoclástica del callo de fractura externa se produce obtener hueso fisiológico contorno y estructura3. Por lo tanto, la cantidad de tejido fibroso, cartilaginoso y óseo en el callo de fractura proporciona importante información sobre el proceso de curación del hueso. Perturbado o retrasada la curación llega a ser visible por alteraciones del desarrollo del tejido de callo en los seres humanos y ratones8,9,10,11. Disponible en vivo técnicas longitudinalmente controlar desarrollo de tejido de callo en preclínica fractura cura estudios con animales pequeños incluyen radiografía digital y µCT de12,13. Sin embargo, ambas técnicas sólo son capaces de discriminar entre tejido mineralizado y no mineralizado. Por el contrario, MRI proporciona contraste tejidos blandos excelente y por lo tanto, podría ser capaces de identificar los tejidos blandos y cartílago en el callo de fractura.
Trabajos previos demostraron resultados prometedores para post mortem MRI en ratones con fracturas articulares RM14 e in vivo en ratones durante defecto intramembranosa del hueso curativo15. Sin embargo, ambos estudios también declaró contraste de tejido y resolución espacial limitada. Previamente hemos demostrado la viabilidad de MRI de alta resolución en vivo para la evaluación longitudinal de la formación de un callo suave durante fractura endocondral murino curación16. Aquí, Divulgamos el protocolo para el uso de un fijador externo de MRI-compatible para la osteotomía del fémur en ratones para supervisar el desarrollo de tejido de callo longitudinalmente durante la fractura endocondral proceso de curación. El diseño de un dispositivo de montaje a la medida para la inserción del fijador externo garantiza una posición estandarizada durante los análisis repetidos.

<table><tbody><tr><td>tubo de anestesia</td><td>FMI, Seeheim, Alemania</td><td>ZUA-82-ANA-TUB-Máquina de anestesia para ratones</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Alemania</td><td>ZUA-82-GME-MA</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas arteriales&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BH104R</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Systec, Wettenberg, Alemania</td><td>DX-150</td><td></td></tr><tr><td>Embalaje de autoclave</td><td>Stericlin, Feuchtwangen, Alemania</td><td>2301-04/06/10/12/16</td><td></td></tr><tr><td>Avizo software</td><td>FEI, Burlington, EE. UU.</td><td>-</td><td>Versión 8.0.1</td></tr><tr><td>BioSpec 117/16 sistema de imágenes por resonancia magnética</td><td>Bruker Biospin, Ettlingen, Alemania</td><td>117/16</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Bulldog&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BH 021R</td><td></td></tr><tr><td>Bisturí de acero al carbono n.º 11/15</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BA211/215</td><td></td></tr><tr><td>Pasador de montaje cerámico 0,45 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>HS691490</td><td></td></tr><tr><td>Clindamicina (300 mg / 2ml)</td><td>Ratiopharm, Ulm,</td> <td>Alemania-Pinza de</td><td></td></tr> <tr><td>vendaje 115 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BD210R</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de vendaje 130 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BD025R</td><td></td></tr><tr><td>Broca recubierta de 0,45 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>HS820420</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas Durogrip 125 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>Foliodrape&nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Alemania</td><td>2513026</td><td></td></tr><tr><td>Frekaderm</td><td>Fresenius, Bad Homburg, Alemania</td><td>4928211</td><td></td></tr><tr><td>Gigli vio 0,44 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>RIS.590.110.25</td><td></td></tr><tr><td>Taladro manual</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>RIS.390.130-01</td><td></td></tr><tr><td>Placa calefactora&nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Alemania</td><td>IOW-3704</td><td></td></tr><tr><td>Guantes Hygonorm&nbsp;</td><td>Hygi, Telgte, Alemania</td><td>2706</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abbot, Londres, Reino Unido</td><td>Forene</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinzas 155 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BD343R</td><td></td></tr><tr><td>Micro tijeras 120 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>FD013R</td><td></td></tr><tr><td>Ratón FixEx L 0.7 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>RIS.611.300-10</td><td></td></tr><tr><td>Estuche de agujas para taladros&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BL911R</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BB078R</td><td></td></tr><tr><td>Octenisept</td><td>Sch&uuml; lke, Norderstedt, Alemania</td><td>121403</td><td></td></tr><tr><td>Osirix software</td><td>Pixmeo SARL, Bernex,</td> <td>Suiza-Versión</td> <td>4.0</td></tr><tr><td>Oxígeno, grado médico</td><td>MTI, Ulm,</td> <td>Alemania-Resolon</td><td></td></tr> <tr><td>5/0</td><td>Resorba, N&uuml; rnberg, Alemania</td><td>88143</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina 0.9%</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>3570350</td><td></td></tr><tr><td>Mango de bisturí 125 mm</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BB073R</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras 150 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BC006R</td><td></td></tr><tr><td>Sellador para embalaje de autoclave&nbsp;</td><td>Hawo GmbH, Obrigheim, Alemania</td><td>HM500</td><td></td></tr><tr><td>Sterican 27 G&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Cuchillas quirúrgicas estériles n.º 11/15&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BB511/515</td><td></td></tr><tr><td>Guantes quirúrgicos&nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Alemania</td><td>Peha-micron 9425712</td><td></td></tr><tr><td>Lámpara quirúrgica&nbsp;</td><td>Maquet SA, Ardon, Francia</td><td>Blue line 80</td><td></td></tr><tr><td>Jeringas 5 ml&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>Injekt 4606051V</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de tejido 80 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>OC091R</td><td></td></tr><tr><td>Tramadol 25 mg/l</td><td>Gr&uuml; nenthal, Aquisgrán, Alemania</td><td>100mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Vasofix Safety&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>4268113S-01</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 5-0&nbsp;</td><td>Ethicon, Norderstedt, Alemania</td><td>V30371</td><td></td></tr><tr><td>Ungüento ocular visdisico&nbsp;</td><td>Bausch & Lomb, Berlín, Alemania</td><td>3099559</td><td></td></tr></tbody></table>

en vivo evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de mri-compatible para el fémur de ratón

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Curación de fractura endocondral es un proceso complejo que involucra el desarrollo de tejido fibroso, cartilaginoso y óseo en el callo de fractura. La cantidad de los diferentes tejidos en el callo proporciona información importante sobre la fractura cura progreso. Disponible en vivo técnicas longitudinalmente, controlar el desarrollo de tejido de callo en estudios preclínicos de la curación de fractura con pequeños animales incluyen radiografía digital y la proyección de imagen de µCT. Sin embargo, ambas técnicas sólo son capaces de distinguir entre el tejido mineralizado y no mineralizado. Por lo tanto, es imposible diferenciar cartílago de tejido fibroso. En cambio, la proyección de imagen de resonancia magnética (RM) visualiza estructuras anatómicas basadas en su contenido en agua y por lo tanto, podrían ser capaces de identificar de forma no invasiva suave del tejido y del cartílago en el callo de fractura. Aquí, Divulgamos el uso de un fijador externo de MRI-compatible para el fémur de ratón para permitir las exploraciones de MRI durante la regeneración ósea en los ratones. Los experimentos demostraron que el fijador y un dispositivo de montaje a medida permiten IRM repetitivas, permitiendo análisis longitudinal del desarrollo de tejido de callo de fractura.

En primer lugar, el éxito del procedimiento quirúrgico se puede confirmar por el análisis de las exploraciones de MRI (ver ejemplo en figura 2). Todos los cuatro pines deben ser situados en el centro del eje femoral. El tamaño de la brecha de la osteotomía debe ser entre 0.3-0.5 mm. Si el tamaño de la brecha de osteotomía varía mucho de estos valores, el ratón debe excluirse del análisis posterior.
...

La evaluación del desarrollo de tejido en el callo de fractura durante la cura de hueso endocondral es esencial para monitorear el proceso de curación. Aquí, Divulgamos el uso de una resonancia magnética (MRI)-compatible con fijador externo para fémur de ratón para permitir MRI las exploraciones durante la regeneración ósea en los ratones.

En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

El objetivo general de esta técnica es utilizar la resonancia magnética, o RM, para la evaluación longitudinal del desarrollo del callo de fractura murina durante la cicatrización ósea. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la curación ósea, como cómo se desarrollan los callos de fractura con el tiempo en diferentes modelos de ratón. Las principales ventajas de esta técnica son que el desarrollo del callo de fractura se puede monitorizar in vivo en tiempo real y que el fijador externo aplicado proporciona un modelo de curación de fracturas altamente estandarizado.La demostración del procedimiento de resonancia magnética estará a cargo de Anne Subgang, una técnica del centro de imágenes de animales pequeños. Antes de comenzar el procedimiento, confirmar el nivel adecuado de sedación por falta de respuesta al pellizco del dedo del pie e inyectar al ratón por vía subcutánea una dosis única de antibióticos en un depósito de líquido de dos veces 250 microlitros de cloruro de sodio al 0,9%. Aplique ungüento en los ojos del animal y coloque el ratón sobre una almohadilla térmica de 37 grados centígrados.Retire el pelaje de la extremidad trasera derecha y frot

in-vivo-evaluation-fracture-callus-development-during-bone-healing

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este artículo describe un método para estabilizar fracturas de huesos largos que se basa en la aplicación de modificados Ilizarov fijadores...

Creación de fracturas rígidamente estabilizados para la evaluación de osificación intramembranosa, la distracción osteogénica, o la curación de los defectos críticos de tamaño

La medición cuantitativa de la función de progenitores de médula en la curación de la fractura requiere alta resolución tecnología de imágenes en serie. Aquí, se proporcionan protocolos para el uso de microscopía intravital y seguimiento osteo-linaje secuencialmente imagen y cuantificar la migración, proliferación y diferenciación de osteogénicas células madre / progenitoras endógenas en el proceso de reparación de fractura ósea.

Secuencial<em&gt; En vivo</em&gt; Imagen de células madre / progenitoras osteogénicas durante la reparación de la fractura

Combinado de imágenes ópticas y μCT en un modelo de ratón de infección implante ortopédico, la utilización de una cepa bioluminiscente ingeniería de Staphylococcus aureus, siempre que la capacidad de supervisar de forma no invasiva y longitudinalmente la dinámica de la infección bacteriana, así como la respuesta inflamatoria correspondiente y cambios anatómicos en la hueso.

Combinado<em&gt; En vivo</em&gt; Óptica y μCT imágenes para vigilar la infección, inflamación y Hueso anatomía en una infección de implantes ortopédicos en ratones

Los modelos animales se emplean con frecuencia para imitar lesiones óseas graves en la investigación biomédica. Debido a su pequeño tamaño, el establecimiento de lesiones óseas estabilizadas en ratones está más allá de las capacidades de la mayoría de los grupos de investigación. En este trabajo, describimos un método simple para establecer y analizar defectos femorales experimentales en ratones.

A-crítico tamaño femoral Defecto sencillo modelo en ratones

Aunque los modelos de ratón son herramientas invaluables para la ingeniería de tejidos óseos, los modelos de defectos de huesos largos son escasos. Esta necesidad motivó el desarrollo del presente protocolo, que utiliza una placa de bloqueo con cuatro tornillos y una plantilla específica para realizar y estabilizar un defecto femoral, reproducible, de tamaño crítico y de baja morbilidad.

Establecimiento de un defecto segmentario Modelo femoral de tamaño crítico en ratones estabilizado por osteosíntesis Plate

Este protocolo describe una técnica de osteosíntesis que utiliza un clavo de bloqueo intramedular para la fijación estandarizada de osteotomías de fémur, que se puede utilizar para analizar la cicatrización ósea normal y defectuosa en ratones.

Un clavo intramedular de bloqueo para estandarizada fijación del fémur osteotomías para analizar normal y defectuoso Bone Healing en ratones

Este protocolo describe una técnica de osteosíntesis mínimamente invasiva utilizando un tornillo intramedular para estandardizado estabilización de fracturas de fémur, que puede utilizarse para analizar el hueso endocondral en ratones.

Un modelo mínimamente invasivo para analizar la fractura endocondral en ratones en condiciones biomecánicas estandarizadas

El modelo murino fractura cerrada de fémur es una poderosa plataforma para el estudio de fracturas y nuevas estrategias terapéuticas para acelerar la regeneración ósea. El objetivo de este protocolo quirúrgico es generar fracturas femorales cerradas unilaterales en ratones con una varilla intramedular de acero para estabilizar el fémur.

La generación de fracturas femorales cerradas en ratones: un modelo para el estudio del hueso curativo

Este protocolo describe un método para realizar fracturas en ratones adultos y monitorear el proceso de curación.

Fractura transversal del fémur del ratón con pasador estabilizador

La microtomografía computarizada (μCT) es una herramienta de imagen no destructiva que es fundamental para evaluar la estructura ósea en estudios preclínicos, sin embargo, existe una falta de consenso sobre los procedimientos de μCT para analizar el callo de cicatrización ósea. Este estudio proporciona un protocolo de μCT paso a paso que permite el seguimiento de la cicatrización de fracturas.

Evaluación de la cicatrización de fracturas óseas mediante microtomografía computarizada

Este protocolo describe un procedimiento quirúrgico para el establecimiento de una fractura diafisaria en el fémur de ratones, que se estabiliza con un alambre intramedular, para estudios de cicatrización de fracturas.

Establecimiento de un modelo de fractura de fémur diafisario en ratones

Aprende a evaluar el desarrollo del callo de fractura en ratones mediante resonancia magnética con un fijador externo compatible. Este método permite monitorear la cicatrización ósea in vivo en tiempo real de forma estandarizada.

En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón (Video) | JoVE Journal

En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón

Explorar más videos