Name: En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Aprende a evaluar el desarrollo del callo de fractura en ratones mediante resonancia magnética con un fijador externo compatible. Este método permite monitorear la cicatrización ósea in vivo en tiempo real de forma estandarizada.

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Agradecemos Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele y Anne Subgang excelente soporte técnico. También agradecemos a la Fundación alemana de investigación (CRC1149, INST40/499-1) y la Alemania AO Trauma Fundación para la financiación de este estudio.

animal todos los experimentos cumplen con normas internacionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por la autoridad regulatoria regional (no. 1250, competente Tübingen, Alemania). Todos los ratones fueron mantenidos en grupos de dos a cinco animales por jaula en una luz 14-h, 10 h oscuro del ritmo circadiano con agua y comida proporcionados ad libitum.
 1. preparación del Material quirúrgico y tratamiento previo de los ratones <ol><li>esterilizar todo quirúrgico material. Utilizar una temperatura de esterilización en autoclave de 120-135 ° C por 20-30 min de duración de la esterilización.</li>
	<li>Compra C57BL/6 ratones o ratones de otra cepa que son entre 19-35 g de peso corporal. Siga el cuidado apropiado de los animales y protocolos experimentales con arreglo a directrices nacionales que es aprobada por el investigador &#39; s cuidado Animal institucional y Comité de uso. Deje un mínimo de 7 días de período de aclimatación antes de iniciar el procedimiento de.</li>
	<li>Proporcionar analgesia a todos los ratones vía agua de bebida un día antes de la cirugía hasta el tercer día postoperatorio.</li>
</ol> 2. Procedimiento quirúrgico y la aplicación de fijador externo <ol><li>lugar el ratón en un tubo precargado con 5-7% de isoflurano y 60 mL/min de oxígeno. Después de la pérdida de los reflejos posturales, quitar el ratón desde el tubo de inducción de la anestesia y mantener la anestesia a través de una máscara de inhalación proporcionar 1-3% isoflurano y 60 mL/min de oxígeno.
	<ol><li>Monitor de la respiración patrón y trasero pata reflejo durante la anestesia. Asegúrese de que la tasa de respiración es de alrededor de 100 ciclos/min y el reflejo de la patas traseras se ausenta. 
		&#8203; Nota: la cantidad de gas necesitada es dependiente de la edad, sexo, peso corporal y la tensión del ratón.</li>
	</ol></li> <li>Antes de la cirugía, inyectar el ratón con una dosis única de antibióticos por vía subcutánea (clindamicina, 45 mg/kg). Además, para el mantenimiento del equilibrio líquido fisiológico, inyectar el ratón con un depósito de líquido subcutáneo de solución salina 500 μl (0,9% NaCl).</li>
	<li>Para evitar que la córnea secado, aplica ungüento oftálmico en los ojos de ratón. Coloque el ratón sobre una placa de calentamiento a 37 ° C durante la anestesia y procedimiento quirúrgico fisiológica de mantener temperatura del cuerpo.</li>
	<li>Quitar la piel de las extremidades derecha y frote el área quirúrgico con un desinfectante a base de alcohol. Cubrir la pata trasera derecha con una pequeña parte de un guante estéril para evitar zonas sin esterilizar. Desinfectar las extremidades derecha tres veces. Colocar un paño estéril sobre el ratón todo excepto el área quirúrgico.</li>
	<li>Incide la piel de aproximadamente 1 cm longitudinalmente a lo largo de la parte anterior del fémur derecho con un bisturí. Separar claramente el m. bíceps femoral y el m. vastus lateralis con pinzas y tijeras micro. Corte el lado de origen del tendón en el trocánter del fémur con una tijera micro para permitir el acceso libre a la parte anterolateral del hueso. Asegúrese de que el nervio ciático se conserva.</li>
	<li>Colocar el fijador externo (rigidez axial de 3 N/mm, figura 1 A) paralela al fémur. Perfore los agujeros a través de la corteza con una broca de 0.45 mm y coloque lo pernos de montaje en los agujeros de cerámica manualmente. Comienzan con el pasador más proximal, seguido por el pin más distal y las dos clavijas en el medio.
	<ol><li>Asegúrese de que no hay ninguna tensión, compresión o tensión de esquileo en el fijador durante el procedimiento de montaje, de lo contrario la brecha osteotomía alcanzado no será suficiente debido a la relajación de la fixator.</li>
	</ol></li> <li>Humidificar el hueso con una pequeña cantidad de NaCl estéril para evitar la deshidratación durante el proceso de aserrado.</li>
	<li>Crear una osteotomía de 0,4 mm a través del hueso entero entre los dos pernos interiores usando una sierra de alambre gigli de 0,4 mm. 
	Nota: Opcionalmente, un micro sierra oscilante se puede utilizar para crear la osteotomía. Asegúrese de evitar cualquier viruta metálica de la sierra en la zona de osteotomía.</li>
	<li>Eliminar la brecha de la osteotomía con 2 mL de NaCl estéril para retirar virutas de hueso entre las dos cortezas fracturadas.</li>
	<li>Adaptar los músculos mediante el uso de una sutura continua con una sutura reabsorbible (véase Tabla de materiales). Luego adaptar la piel mediante el uso de suturas no reabsorbibles interrumpidas (véase Tabla de materiales). Para evitar la herida penetrante, debe colocar la sutura en la parte craneal de la herida. 
	Nota: No use el pegamento de la piel o clips desde ratones generalmente extraerlo la herida que causa más dañan a la piel.</li>
	<li>Limpiar la zona quirúrgica con un desinfectante y colocar el ratón en su jaula. Monitor el mouse y suministro suficiente calor (por ejemplo por luz infrarroja) hasta que está totalmente despierto. Monitor de agua, consumo de alimentos y peso corporal después de la cirugía a Asegúrese de que el animal no está en el dolor y el malestar. Proporcionar analgesia a todos los ratones mediante el agua potable hasta el tercer día postoperatorio. 
	Nota: Ratones pueden ser alojados en grupos de hasta cuatro animales.</li>
	<li>Controlar el ratón &#39; actividad de s 1 a 5 días después de la cirugía. Durante ese tiempo, el ratón debe tener peso en el miembro operado. De lo contrario, el ratón debe excluirse de análisis.</li>
</ol> 3. Procedimiento de RMN y análisis de imágenes <ol><li>antes de la MRI exploración procedimiento, anestesiar el ratón según el protocolo en los pasos 2.1 y 2.3 y mantener la frecuencia respiratoria de alrededor de 100 ciclos/min Introduzca el fijador externo en las extremidades derecha de la ratón con cuidado en un dispositivo de montaje a medida ( figura 1 B, C).
	<ol><li>Asegúrese de evitar flexión o compresión del fijador durante este paso ya que esto puede interferir con la cicatrización de la fractura. 
		Nota: Las exploraciones de MRI pueden llevarse a cabo tan pronto como 3 días después de la cirugía, dependiendo del cuidado de los animales y el protocolo experimental.</li>
	</ol></li> <li>Coloque el ratón sobre una base de temperatura controlada para la introducción en el dispositivo de MRI. Conecte el dispositivo de montaje rígido a la bobina principal de cuatro elementos.</li>
	<li>Datos de MRI de adquirir mediante un alto campo pequeño animal MRI sistema operando a 11,7 T. 
	&#8203; Nota: geometría de adquisición de datos de la resonancia magnética está alineado con el hueso fémur, ortogonalmente a los tornillos.
	<ol><li>Adquirir datos aplicando una densidad de protones gordo-suprimidas multicorte TSE secuencia (PD-TSE) utilizando los parámetros de adquisición: Eco/repetición tiempo TE = 5,8 ms/TR = 2.500 ms, resolución Δr = 52 × 52 × 350 µm³, campo de visión (FOV) = 20 × 20 mm ² y Δω de ancho de banda = 150 KHz.</li>
		<li>Nota: el tiempo de adquisición total de 22 rebanadas es min 36</li>
	</ol></li> <li>Abra los datos adquiridos con software de análisis de imagen. Indique el tamaño del voxel como 0.05 x 0.05 x 0.35 mm 3. Segmento de los diferentes tejidos en el callo de fractura (hueso, cartílago, médula ósea tejido fibroso) basados en su intensidad con umbralización automática como sigue.
	<ol><li>Haga clic en el &#34; editar nuevo etiqueta campo &#34;, haga clic en &#34; añadir Material &#34; y cambiar el nombre del material a &#34; callos &#34;. Distinguir el área del callo de los tejidos circundantes, basados en la señal hipo intensa desde el periostio usando el &#34; Lasso &#34; herramienta.</li>
		<li>Clic &#34; agregar al material &#34;. Haga clic &#34; agregar Material &#34; y cambiar el nombre del material a &#34; cartílago &#34;. El cartílago del segmento mediante el uso de la &#34; umbral &#34; herramienta y &#34; seleccione sólo material actual &#34; de &#34; de callos &#34;. Haga clic en &#34; cartílago &#34; y &#34; añadir a material &#34;. Repita estos pasos con &#34; ósea &#34; y &#34; tejido de la médula/fibroso &#34;.</li>
	</ol></li> <li>Generar reconstrucciones 3D de la fracturada fémur basada en los datos de segmentación del tejido usando software de análisis de imagen. Haga clic en &#34; generar superficie &#34;, aplique &#34; ninguno &#34; para &#34; tipo alisado &#34; y haga clic en &#34; vista de superficie &#34;. 
	Nota: Muy pequeñas áreas hiper intenso alrededor de la enDS de las cortezas fracturadas están probable que sean artefactos debido a la transición de la huesuda a tejidos blandos. Estas áreas deben ser excluidas del análisis posterior. Áreas hyper-intensas en medio de la fractura callo durante la fase de endocondral de fractura cura representan tejido cartilaginoso. Áreas hipo intensa en el callo de fractura distal de la brecha de la osteotomía en la fase de osificación endocondral y con la misma intensidad a lo largo del callo de fractura completa en la cura después de etapas representan tejido recién formado callo oseo. Aunque estas zonas tienen una señal hipo intensa, la intensidad de señal del hueso maduro (corteza) es aún menor. Después de umbral la intensidad de la señal para el tejido óseo y tejido cartilaginoso en el callo de fractura, marcar los restantes tejidos como médula ósea y tejido fibroso. Los valores de segmentación del tejido son: tejido óseo (incluyendo corteza madura y hueso trabecular tejido de callo oseo) está segmentada dentro de la gama de 1-3.3 (intensidad de la señal normalizada a corteza madura), tejido de la médula/fibroso dentro de la gama de 3.4-5.4, y tejido cartilaginoso callo dentro del rango de 5.5-6.2.</li>
	<li>Si es necesario, repetir la exploración de MRI longitudinalmente durante el proceso de curación de fractura. Supervisar el desarrollo de callo cartilaginoso, explorar los ratones en los días 10, 14 y 21 después de la cirugía. 
	Nota: Los puntos del tiempo dependerá del cuidado de los animales y el protocolo experimental.</li>
</ol>

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</ol>

El autor Romano Matthys es un empleado de RISystem AG Davos, Suiza, que produce los implantes e implantar instrumentos específicos utilizados en este artículo. Otros autores tienen intereses financieros que compiten.

Modificaciones y resolución de problemas:
El objetivo principal de este estudio era describir un protocolo para el uso de un fijador externo de MRI-compatible para la osteotomía del fémur en el ratón con la capacidad para monitorear el desarrollo de tejido de callo longitudinalmente durante el proceso de curación de fractura endocondral. El diseño de un dispositivo de montaje a la medida para la inserción del fijador externo garantiza una posición estandarizada durante los aná...

Curación de fractura secundaria es la forma más común de cicatrización ósea. Es un proceso complejo que mímico aspectos específicos de ontogenic endocondral osificación1,2,3. El hematoma de fractura temprana consiste en predominante de las células inmunes, granulación y tejido fibroso. Tensión de oxígeno baja alta tensiones biomecánicas dificultan la diferenciación de osteoblastos en el boquete de la fractura, y promoción la diferenciación de células progenitoras en condrocitos4,5,6. Estas células comienzan a proliferar en el sitio de la lesión para formar una matriz cartilaginosa proporcionando estabilidad inicial del hueso fracturado. Durante la maduración del callo, condrocitos ser hipertróficas, experimentan apoptosis, o trans-se diferencian en osteoblastos. Neovascularización en la zona de transición de cartílago a hueso proporciona niveles elevados de oxígeno, que permite la formación de tejido óseo7. Después ósea tiende un puente sobre la brecha de la fractura, se incrementa la estabilidad biomecánica y remodelación osteoclástica del callo de fractura externa se produce obtener hueso fisiológico contorno y estructura3. Por lo tanto, la cantidad de tejido fibroso, cartilaginoso y óseo en el callo de fractura proporciona importante información sobre el proceso de curación del hueso. Perturbado o retrasada la curación llega a ser visible por alteraciones del desarrollo del tejido de callo en los seres humanos y ratones8,9,10,11. Disponible en vivo técnicas longitudinalmente controlar desarrollo de tejido de callo en preclínica fractura cura estudios con animales pequeños incluyen radiografía digital y µCT de12,13. Sin embargo, ambas técnicas sólo son capaces de discriminar entre tejido mineralizado y no mineralizado. Por el contrario, MRI proporciona contraste tejidos blandos excelente y por lo tanto, podría ser capaces de identificar los tejidos blandos y cartílago en el callo de fractura.
Trabajos previos demostraron resultados prometedores para post mortem MRI en ratones con fracturas articulares RM14 e in vivo en ratones durante defecto intramembranosa del hueso curativo15. Sin embargo, ambos estudios también declaró contraste de tejido y resolución espacial limitada. Previamente hemos demostrado la viabilidad de MRI de alta resolución en vivo para la evaluación longitudinal de la formación de un callo suave durante fractura endocondral murino curación16. Aquí, Divulgamos el protocolo para el uso de un fijador externo de MRI-compatible para la osteotomía del fémur en ratones para supervisar el desarrollo de tejido de callo longitudinalmente durante la fractura endocondral proceso de curación. El diseño de un dispositivo de montaje a la medida para la inserción del fijador externo garantiza una posición estandarizada durante los análisis repetidos.

<table><tbody><tr><td>tubo de anestesia</td><td>FMI, Seeheim, Alemania</td><td>ZUA-82-ANA-TUB-Máquina de anestesia para ratones</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Alemania</td><td>ZUA-82-GME-MA</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas arteriales&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BH104R</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Systec, Wettenberg, Alemania</td><td>DX-150</td><td></td></tr><tr><td>Embalaje de autoclave</td><td>Stericlin, Feuchtwangen, Alemania</td><td>2301-04/06/10/12/16</td><td></td></tr><tr><td>Avizo software</td><td>FEI, Burlington, EE. UU.</td><td>-</td><td>Versión 8.0.1</td></tr><tr><td>BioSpec 117/16 sistema de imágenes por resonancia magnética</td><td>Bruker Biospin, Ettlingen, Alemania</td><td>117/16</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Bulldog&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BH 021R</td><td></td></tr><tr><td>Bisturí de acero al carbono n.º 11/15</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BA211/215</td><td></td></tr><tr><td>Pasador de montaje cerámico 0,45 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>HS691490</td><td></td></tr><tr><td>Clindamicina (300 mg / 2ml)</td><td>Ratiopharm, Ulm,</td> <td>Alemania-Pinza de</td><td></td></tr> <tr><td>vendaje 115 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BD210R</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de vendaje 130 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BD025R</td><td></td></tr><tr><td>Broca recubierta de 0,45 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>HS820420</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas Durogrip 125 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>Foliodrape&nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Alemania</td><td>2513026</td><td></td></tr><tr><td>Frekaderm</td><td>Fresenius, Bad Homburg, Alemania</td><td>4928211</td><td></td></tr><tr><td>Gigli vio 0,44 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>RIS.590.110.25</td><td></td></tr><tr><td>Taladro manual</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>RIS.390.130-01</td><td></td></tr><tr><td>Placa calefactora&nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Alemania</td><td>IOW-3704</td><td></td></tr><tr><td>Guantes Hygonorm&nbsp;</td><td>Hygi, Telgte, Alemania</td><td>2706</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abbot, Londres, Reino Unido</td><td>Forene</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinzas 155 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BD343R</td><td></td></tr><tr><td>Micro tijeras 120 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>FD013R</td><td></td></tr><tr><td>Ratón FixEx L 0.7 mm&nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Suiza</td><td>RIS.611.300-10</td><td></td></tr><tr><td>Estuche de agujas para taladros&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BL911R</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BB078R</td><td></td></tr><tr><td>Octenisept</td><td>Sch&uuml; lke, Norderstedt, Alemania</td><td>121403</td><td></td></tr><tr><td>Osirix software</td><td>Pixmeo SARL, Bernex,</td> <td>Suiza-Versión</td> <td>4.0</td></tr><tr><td>Oxígeno, grado médico</td><td>MTI, Ulm,</td> <td>Alemania-Resolon</td><td></td></tr> <tr><td>5/0</td><td>Resorba, N&uuml; rnberg, Alemania</td><td>88143</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina 0.9%</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>3570350</td><td></td></tr><tr><td>Mango de bisturí 125 mm</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BB073R</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras 150 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BC006R</td><td></td></tr><tr><td>Sellador para embalaje de autoclave&nbsp;</td><td>Hawo GmbH, Obrigheim, Alemania</td><td>HM500</td><td></td></tr><tr><td>Sterican 27 G&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Cuchillas quirúrgicas estériles n.º 11/15&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>BB511/515</td><td></td></tr><tr><td>Guantes quirúrgicos&nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Alemania</td><td>Peha-micron 9425712</td><td></td></tr><tr><td>Lámpara quirúrgica&nbsp;</td><td>Maquet SA, Ardon, Francia</td><td>Blue line 80</td><td></td></tr><tr><td>Jeringas 5 ml&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>Injekt 4606051V</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de tejido 80 mm&nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Alemania</td><td>OC091R</td><td></td></tr><tr><td>Tramadol 25 mg/l</td><td>Gr&uuml; nenthal, Aquisgrán, Alemania</td><td>100mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Vasofix Safety&nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>4268113S-01</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 5-0&nbsp;</td><td>Ethicon, Norderstedt, Alemania</td><td>V30371</td><td></td></tr><tr><td>Ungüento ocular visdisico&nbsp;</td><td>Bausch & Lomb, Berlín, Alemania</td><td>3099559</td><td></td></tr></tbody></table>

en vivo evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de mri-compatible para el fémur de ratón

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Curación de fractura endocondral es un proceso complejo que involucra el desarrollo de tejido fibroso, cartilaginoso y óseo en el callo de fractura. La cantidad de los diferentes tejidos en el callo proporciona información importante sobre la fractura cura progreso. Disponible en vivo técnicas longitudinalmente, controlar el desarrollo de tejido de callo en estudios preclínicos de la curación de fractura con pequeños animales incluyen radiografía digital y la proyección de imagen de µCT. Sin embargo, ambas técnicas sólo son capaces de distinguir entre el tejido mineralizado y no mineralizado. Por lo tanto, es imposible diferenciar cartílago de tejido fibroso. En cambio, la proyección de imagen de resonancia magnética (RM) visualiza estructuras anatómicas basadas en su contenido en agua y por lo tanto, podrían ser capaces de identificar de forma no invasiva suave del tejido y del cartílago en el callo de fractura. Aquí, Divulgamos el uso de un fijador externo de MRI-compatible para el fémur de ratón para permitir las exploraciones de MRI durante la regeneración ósea en los ratones. Los experimentos demostraron que el fijador y un dispositivo de montaje a medida permiten IRM repetitivas, permitiendo análisis longitudinal del desarrollo de tejido de callo de fractura.

En primer lugar, el éxito del procedimiento quirúrgico se puede confirmar por el análisis de las exploraciones de MRI (ver ejemplo en figura 2). Todos los cuatro pines deben ser situados en el centro del eje femoral. El tamaño de la brecha de la osteotomía debe ser entre 0.3-0.5 mm. Si el tamaño de la brecha de osteotomía varía mucho de estos valores, el ratón debe excluirse del análisis posterior.
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La evaluación del desarrollo de tejido en el callo de fractura durante la cura de hueso endocondral es esencial para monitorear el proceso de curación. Aquí, Divulgamos el uso de una resonancia magnética (MRI)-compatible con fijador externo para fémur de ratón para permitir MRI las exploraciones durante la regeneración ósea en los ratones.

En Vivo Evaluación del desarrollo del callo de fractura durante la cicatrización ósea en ratones usando un dispositivo de osteosíntesis de MRI-compatible para el fémur de ratón

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

El objetivo general de esta técnica es utilizar la resonancia magnética, o RM, para la evaluación longitudinal del desarrollo del callo de fractura murina durante la cicatrización ósea. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la curación ósea, como cómo se desarrollan los callos de fractura con el tiempo en diferentes modelos de ratón. Las principales ventajas de esta técnica son que el desarrollo del callo de fractura se puede monitorizar in vivo en tiempo real y que el fijador externo aplicado proporciona un modelo de curación de fracturas altamente estandarizado.La demostración del procedimiento de resonancia magnética estará a cargo de Anne Subgang, una técnica del centro de imágenes de animales pequeños. Antes de comenzar el procedimiento, confirmar el nivel adecuado de sedación por falta de respuesta al pellizco del dedo del pie e inyectar al ratón por vía subcutánea una dosis única de antibióticos en un depósito de líquido de dos veces 250 microlitros de cloruro de sodio al 0,9%. Aplique ungüento en los ojos del animal y coloque el ratón sobre una almohadilla térmica de 37 grados centígrados.Retire el pelaje de la extremidad trasera derecha y frote el área quirúrgica con un desinfectante a base de alcohol. Coloque un paño estéril sobre el animal dejando expuesta el área quirúrgica y cubra la pata trasera derecha con un pequeño trozo de un guante estéril. Frote el área quirúrgica tres veces más con desinfectante.Luego, usando un bisturí esterilizado en autoclave, haga una incisión longitudinal de aproximadamente un centímetro en la piel a lo largo del lado interior del fémur derecho y use microtijeras y pinzas para separar sin rodeos los músculos bíceps femoral y vasto lateral. Cortar la inserción del tendón en el trocánter del fémur para permitir el libre acceso a la parte anterolateral del hueso cuidando de que se conserve el nervio ciático, y colocar el fijador externo paralelo al fémur. Con una broca de 0,45 milímetros, taladre manualmente orificios a través de la corteza.Y comenzando por los extremos más proximales y distales, coloque pasadores de montaje cerámicos en los orificios. Cuando se hayan colocado todos los clavos, humedezca el hueso con un pequeño volumen de solución salina estéril y use una sierra de alambre Gigli de 0,4 milímetros para crear una osteotomía de 0,4 milímetros a través del hueso del orificio entre los dos clavos internos. Enjuague cuidadosamente el espacio de osteotomía con dos mililitros de solución salina estéril para eliminar cualquier fragmento de hueso entre las dos cortezas fracturadas y use una sutura reabsorbible continua para adaptar los músculos, seguida de una adaptación de la piel con suturas interrumpidas no reabsorbibles.Luego, limpie el área quirúrgica con desinfectante y devuelva al ratón a su jaula con monitoreo hasta la recuperación completa. Tan pronto como tres días después de la cirugía, inserte el fijador externo con cuidado en un dispositivo de montaje hecho a medida y coloque el ratón anestesiado en una base con temperatura controlada para introducirlo en el dispositivo de resonancia magnética. Fije rígidamente el fijador externo al dispositivo de montaje en la bobina principal de cuatro elementos y utilice un sistema de resonancia magnética de animales pequeños de alto campo dedicado que funcione a 11,7 tesla para aplicar una secuencia de eco de turboespín de múltiples cortes suprimida por la grasa de la densidad de protones a la fractura.Cuando se hayan adquirido todas las imágenes, abra los datos en el software de análisis de imágenes adecuado e introduzca el tamaño del vóxel como 0,05 por 0,05 por 0,35 milímetros cúbicos. Para segmentar los diferentes tejidos en el callo de fractura con umbrales semiautomáticos basados en su intensidad, primero haga clic en el campo editar nueva etiqueta y haga clic en Agregar material. Cambie el nombre del material a callo y use la herramienta de lazo para distinguir el área del callo de los tejidos circundantes en función de la señal hipointensa del periostio.Haga clic en Añadir al material y, a continuación, haga clic en Añadir material y cambie el nombre del material a cartílago. Con la herramienta de umbral, segmente el cartílago y seleccione solo el material actual del callo. A continuación, haga clic en cartílago y Añadir al material.Cuando se hayan segmentado todos los tejidos, haga clic en Generar superficie, aplique Ninguno para el tipo de suavizado y haga clic en Vista de superficie para generar reconstrucciones 3D de los fémures fracturados en función de los datos de segmentación de tejidos. Un procedimiento quirúrgico exitoso puede confirmarse mediante una resonancia magnética de la fractura que muestra los cuatro clavos en el centro de la diáfisis femoral con un espacio de osteotomía de entre 0,3 y 0,5 milímetros. En el día 10 después de la cirugía, la evaluación de las exploraciones longitudinales durante el proceso de curación de la fractura revela tejido cartilaginoso en el centro del callo de la fractura y tejido óseo en la periferia de la fractura.Tanto el tejido cartilaginoso como el óseo aumentan hasta el día 14. A continuación, el tejido cartilaginoso disminuye hasta el día 21, momento en el que se puede observar un puente óseo. Después de la segmentación de los diferentes tejidos en el callo de fractura como se acaba de demostrar, se puede generar una exploración completa del fémur en 3D con la corteza madura en gris, los clavos cerámicos marcados en amarillo, el tejido blando del callo en verde, el tejido cartilaginoso en rojo y el tejido óseo calloso indicado en púrpura.Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo aplicar un fijador externo al fémur del ratón para crear la osteotomía del fémur e insertar un ratón en un dispositivo de resonancia magnética para garantizar una posición de exploración estandarizada. Una vez dominado, la aplicación del fijador externo y la técnica de osteotomía pueden completarse en 20 a 30 minutos si se realizan correctamente.

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Aprende a evaluar el desarrollo del callo de fractura en ratones mediante resonancia magnética con un fijador externo compatible. Este método permite monitorear la cicatrización ósea in vivo en tiempo real de forma estandarizada.

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