Name: En Vivo Control de la expresión de genes del reloj circadiano en el núcleo supraquiasmático de ratón usando fluorescencia Reporteros (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-04T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Aprende a monitorizar la expresión de genes del reloj circadiano en el núcleo supraquiasmático de ratones en movimiento libre mediante fluorescencia en tiempo real. Este método permite estudios precisos bajo diversas condiciones de iluminación.

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Agradecemos a los miembros en el laboratorio de Zhang para proporcionar estimulantes discusiones y miembros en el laboratorio de Zhan para asistencia técnica. Esta investigación fue apoyada por concesiones 31500860 (a C.Z.) de la NSFC, 2012CB837700 (y E.E.Z. C.Z.) del programa 973 de M.O.S.T. de China y por fondos del Gobierno Municipal de Beijing. E.E.Z. fue apoyado por los chinos "Programa de reclutamiento de expertos de Juventud Global".

Todos los procedimientos en este protocolo se llevaron a cabo con la aprobación de la institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC) del Instituto Nacional de ciencias biológicas, Beijing, con arreglo a las normas gubernamentales de China.
1. construcción del reportero de fluorescencia Cry1
Nota: Los estudios utilizando el sistema de bioluminiscencia2,12,13 fusible promotora circadiana con una desestabilización luciferasa (dLuc) para inducir la expresión rítmica dLuc . Para desarrollar un reportero de la fluorescencia, desestabilizada luciferasa fue reemplazado con proteína de fluorescencia desestabilizada (dVenus) para inducir la expresión rítmica dVenus . La generación de la P (Cry1)-d reportero deVenus se describe a continuación, la construcción de la que se somete actualmente a Addgene y estará disponible pronto para su uso académico.
<ol><li>Amplificar el promotor Cry1 de ratón funcional (+328 región-1208 bp del gen Cry1 , sitio de inicio de transcripción señalado como '' -1 ''). Uso de la enzima de la polimerización en cadena (KOD más Neo), primers F1 y R1 (ver tabla 2), genoma del ratón como protocolo de una plantilla y PCR del fabricante de la para amplificar el fragmento de ADN del promotor Cry1 .</li>
	<li>Amplificación del intrón 336 del gen Cry1 , que es importante para la función del reloj circadiano de Cry114. Utilizar la enzima PCR, cartillas F2 y R2, genoma del ratón como una plantilla y protocolo PCR del fabricante de la para amplificar el fragmento de ADN del intrón 336.</li>
	<li>Amplificar el Venus. Utilizar la enzima PCR primers F3 y R3, pVENUS-N1 plásmido como una plantilla y protocolo PCR del fabricante de la para amplificar el fragmento de ADN de Venus .</li>
	<li>Amplificar el fragmento de ADN de NLS-D2. Utilizar la enzima PCR, cartillas F4 y R4, pcDNA3.3-d2eGFP plásmido como una plantilla y protocolo PCR del fabricante de la para amplificar el fragmento de ADN de NLS-D2.</li>
	<li>Sintetizar el fragmento de ADN 1 como exón 1.</li>
	<li>Sintetizar el fragmento de ADN 2 como el vinculador entre el intrón 336 y el fragmento de ADN de Venus .</li>
	<li>Corte el pAAV-EF1a-doble floxed-hChR2 (H134R) - mCherry - WPRE-plásmido vector de HGHpA con las enzimas MluI y EcoRI. Utilice el Kit de extracción de Gel para purificar el fragmento de ADN más grande. Utilizar el protocolo del fabricante.</li>
	<li>Usando una mezcla de Asamblea de Gibson y su protocolo estándar, juntar todos los fragmentos de DNA para producir el reportero-intron336-Venus-NLS-D2-WPRE-HGHpA pAAV-P (Cry1). Utilizar el protocolo del fabricante.</li>
</ol>2. producción de Virus Adeno-asociado15
<ol><li>Preparar el plásmido siguiente acciones ADN: 31,25 μg de pRV1, 31,25 μg de pH21, 125 μg de pFdelta6 y 62.5 μg de pAAV-P (Cry1) - intron336 - Venus-NLS - D2-WPRE-HGHpA.</li>
	<li>Cinco platos de 15 cm de células 293T y esperar a que las células se convierten en 90% confluente.</li>
	<li>Transfectar la plásmidos a las células de 297T siguiendo el protocolo de reactivo de transfección. Para cada plato, utilizar 6,25 μg de pRV1, 6,25 μg de pH21, 25 μg de pFdelta6, 12.5 μg de pAAV-P (Cry1)-intron336-Venus-NLS-D2-WPRE-HGHpA y 120 μl de reactivo de transfección.</li>
	<li>72 h después de la transfección, separar las células de cada placa con una pistola de la pipeta; cosecha de las células en dos tubos de 50 mL.</li>
	<li>Sedimenten las células a 800 x g por 10 min y descarte el sobrenadante. Lavar las células colocando 20 mL de solución salina tamponada con fosfato (PBS) en cada tubo; sedimenten las células a 800 x g por 10 min y descarte el sobrenadante.</li>
	<li>Resuspender el pellet en NaCl 150 mM y 20 mM solución de Tris, pH 8.0; utilizar 25 mL de tubo de solución. Añadir 1,25 mL de desoxicolato de sodio 10% recién preparada (en dH2O) a cada tubo. Añadir benzonase nucleasa a una concentración final de 50 unidades por mL y mezclar bien. Incubar a 37 ° C durante 1 h.</li>
	<li>Eliminar desechos celulares por centrifugación a 3000 x g durante 15 minutos. Asegurar que todos los escombros ha sido removido por empujar la mezcla por un filtro de jeringa de 0.45 μm; Este paso ayudará a evitar el bloqueo de las columnas de la heparina.</li>
	<li>Configurar las columnas de heparina mediante una bomba peristáltica; fijar el caudal a 1 mL/min, asegurando que no hay burbujas de aire son introducidas en las columnas.</li>
	<li>Equilibrar las columnas con 10 mL de 150 mM NaCl, 20 mM solución de Tris, pH 8.0. Añadir la solución que contiene el virus para cada columna. Lavar las columnas con 20 mL de 100 mM NaCl, 20 mM solución de Tris, pH 8.0. Luego, utilizando una jeringa de 5 mL, lavar las columnas con 1 mL de NaCl 200 mM y 20 mM Tris solución pH 8.0, seguidas de 1 mL de un 300 mM NaCl y solución de Tris 20 mM, pH 8.0.</li>
	<li>Utilizar una jeringa de 5 mL para eluir el virus con 3 mL de 400 mM NaCl, solución de 20 mM Tris, pH 8.0, seguido de 4 mL de 450 mM NaCl, solución de 20 mM Tris, pH 8.0 y finalmente por 3 mL de 500 mM NaCl , solución de 20 mM Tris, pH 8.0. Recoger los materiales extraídos.</li>
	<li>Para la concentración del virus adeno-asociado recombinante (rAAV), cargar los materiales extraídos, 4 mL a la vez, en unidades de centrífugas filtro 100.000 peso molecular límite. Cada muestra de 4 mL a 2000 x g durante 5 min a temperatura ambiente, descartando el flujo a través de la centrífuga.</li>
	<li>Cuando todos los materiales extraídos se han ejecutado a través de las unidades de filtro centrífugo, añadir 4 mL de PBS y centrifugar la mezcla a aproximadamente 250 μL. Quitar rAAVs (título viral debe ser de 2-8 x 1012 partículas virales por mL) de las unidades de filtro centrífugo, alícuota y tienda a-80 ° C hasta su uso. En esta etapa, el virus puede almacenarse durante varios meses.</li>
</ol>3. rAAV inyección e inserción de fibra óptica en el SCN de ratón adulto
<ol><li>Inyección de fluorescencia circadiano reportero-que lleva rAAVs en el SCN<ol>
<li>Carga 5 μl de rAAV (el título del virus es de 2-8 x 1012 partículas de virus por mL) en una micro jeringa.</li>
		<li>Anestesiar un ratón adulto (2 a 5 meses, C57BL/6 de fondo) con Nembutal (80 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal. Si hay suficiente profundidad de la anestesia por la falta de una respuesta del pellizco del dedo del pie.</li>
		<li>Utilice tijeras para quitar la piel de la cabeza del ratón y luego montar el ratón en un aparato estereotáxicas. Proporcionar una fuente de calor a los animales anestesiados por medio de una manta de agua caliente circulante u otro aparato de la calefacción. Nota: Como alternativa, utilice podadoras de pelo eléctricas o crema depilatoria para quitar la piel.</li>
		<li>Limpiar el sitio quirúrgico con los agentes desinfectantes apropiados. Por ejemplo, podría incluir agua estéril o alcohol y yodo, betadine, o diluir clorhexidina alternando peelings. Repetir al menos 3 veces. Cubra el sitio quirúrgico.</li>
		<li>Utilice las tijeras para hacer una incisión en el cuero cabelludo y exponer el cráneo.</li>
		<li>Ajustar el aparato estereotáxicas que bregma y lambda son en el mismo plano horizontal; hacer dos puntos simétricos de vértice en el mismo plano horizontal.</li>
		<li>Usar un hisopo de algodón estéril empapado en el 4% H2O2/H2O corroer el periostio del cerebro. Luego use un hisopo de algodón limpio y estéril para limpiar y secar la superficie del cráneo.</li>
		<li>Usando un taladro micro, hacer un orificio de aproximadamente 1 mm en posterior 0,46 mm y 0,25 mm de diámetro lateral a bregma.</li>
		<li>
fi Utilice un hisopo de algodón estéril con solución salina fisiológica para borrar fragmentos de hueso de la superficie expuesta del cerebro.</li>
		<li>Inserte una micro jeringa en el cerebro, asegurando que la punta de la jeringa de micro es 0.46 mm posterior y lateral de 0,25 mm a bregma y 5,7 mm de profundidad de la superficie del cráneo.</li>
		<li>Inyecte 500 nL de rAAV (nL 50 min-1) en la escena, dejando la jeringa micro en lugar de 10 minutos después de la inyección para asegurar la completa difusión de rAAV.</li>
		<li>Retire lentamente la jeringa micro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inserte la fibra óptica en el área SCN.<ol>
<li>Usando un cuchillo de fibra óptica, corte una fibra 17 mm de longitud, asegurándose de que cada lado de la fibra óptica es lisa.</li>
		<li>Inserte la fibra óptica cerámica virola y fijar la fibra óptica a una férula cerámica con peróxido de metil etil cetona (pegamento del AB), asegurarse de que las superficies de la fibra óptica cerámica Virola al ras.</li>
		<li>Limpie la fibra con un óxido de solución o etileno esterilizante frío.</li>
		<li>Después de la inyección de rAAV (paso 3.1.11), inserte la fibra óptica cerámica Virola-que contienen en el SCN.</li>
		<li>Fijar la férula cerámica y fibra óptica en el cráneo usando resina dental y deje que se seque.</li>
		<li>Frotis de la superficie de la resina dental con posterior esmalte de uñas. Repita el procedimiento descrito en 3.1.2 a 3.2.5, omitiendo la inyección real de rAAV para control.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Atención post quirúrgica<ol>
<li>Proporciona ratones analgésicos postoperatorios, como buprenorfina 2 mg/kg de peso, por vía subcutánea, dos veces al día.</li>
		<li>Lugar de ratones en una jaula de recuperación mientras que salen de la anestesia.</li>
		<li>Ratones de la casa individualmente bajo una condición de luz/oscuridad de 12 h (intensidad de la luz ~ 100 lux en la parte inferior de la jaula) con disposición de alimentos y agua ad libitum. Ocho días deben asignarse antes más experimentación para permitir suficiente tiempo de recuperación y para asegurar la expresión del reportero de fluorescencia óptima.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. recolección de datos y monitoreo de señal en vivo la fluorescencia
<ol><li>Ocho días después de la cirugía, conecte la fibra en la cabeza de ratón con el monitor de la señal de fluorescencia (e.g., Gene Observer). Comprobar la señal de fluorescencia en el SCN de los ratones de control para establecer la señal de fondo. Llevar a cabo la observación y la medición de esta señal usando el monitor de la señal de fluorescencia.</li>
	<li>Evaluar la señal de fluorescencia del ratón experimental con la misma operación de control del ratón. Excluir ratones que han recibido el vector viral pero que muestra sólo la señal de fondo del análisis, esto probablemente indica que la punta de la fibra óptica ha perdido la escena. Después de estas medidas iniciales, volver ratones a sus jaulas hogar para otras 3 semanas permitir que la señal de fluorescencia se estabilice.</li>
	<li>Después de 3 semanas, conecte los ratones con el monitor de la señal de fluorescencia. Medir la fluorescencia de 15 s cada 10 min, a una frecuencia de 100 Hz. Durante estas mediciones, los ratones circulen libremente en sus jaulas con disposición de alimentos y agua ad libitum. Utilizar una intensidad de luz en la parte inferior de la jaula de ~ 100 lux y la potencia del láser en la punta de la fibra óptica entre 15-20 MW.</li>
	<li>Después de la terminación de todas las grabaciones, perfusión ratones con paraformaldehído al 4%, saque y rebane los sesos para comprobar colocación de la fibra óptica. Excluir a ratones de análisis si la punta de la fibra óptica no se implanta correctamente en el SCN.</li>
</ol>5. presentación y análisis de datos
<ol><li>Medida fluorescencia señal cada 10 minutos durante 15 s, con una frecuencia de 100 Hz, a 1500 puntos. El promedio de estos 1500 puntos se traduce en la señal de fluorescencia en cualquier momento dado. Trazar múltiples promedios en el tiempo produce una curva de tiempo de señal que corresponde al ritmo transcripcional de Cry1 bajo una condición de control la luz en el SCN de libremente mover ratones.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen conflictos de interés divulgar.

En contraste con métodos ex vivo , como sector cultura4,5, RT-PCR16y en situ hibridación17, que mató a los animales, el en vivo método de grabación permite investigadores para el estudio de expresión de genes circadianos en un animal vivo. Así, esta tecnología proporciona la capacidad para evaluar el efecto de diferentes perturbaciones físicas (p. ej., privación del sueño, estrés,...

En los mamíferos, el núcleo supraquiasmático (SCN) gobierna del ritmo circadiano del cuerpo entero para coordinar la respuesta de un individuo a los cambios ambientales exógenos (p. ej., luz, temperatura, estrés, etc.)1. Base reloj componentes consisten en Per1-3, 2 Cry1, Clocky Bmal1y desempeñan un papel central en la regulación del reloj circadiano de cada célula. Cada célula en el SCN contiene el activador transcripcional, reloj/BMAL1, que actúa como un heterodímero para inducir la expresión de por y grito. PER / grito complejo entonces inhibe la función de reloj/BMAL1 para formar un lazo de regeneración de transcripción-traducción que lleva alrededor de 24 h a completa2,3.
Estudios previos en el SCN han empleado principalmente el ex vivo SCN rebanada cultura método4,5,6 y, aunque este enfoque ha proporcionado información valiosa, sus limitaciones han inhibido nuestra capacidad de obtener datos con respecto a la influencia de otros núcleos del cerebro en el SCN, así como el efecto de estímulos exógenos (e.g., luz) en las células que residen en esta región crítica. En 2001, el grupo de Hitoshi Okamura fue el primero en utilizar el sistema de bioluminiscencia en vivo expresión génica monitor reloj circadiano en el SCN en el libre movimiento de ratones7. Grupo de Ken-ichi Honma ha pasado los últimos años desarrollando la bioluminiscencia en vivo sistema de grabación en el SCN8,9,10. Juntos, estos estudios han proporcionado a los investigadores con la capacidad para monitorear el reloj circadiano en constante oscuridad o después de un pulso de luz. Sin embargo, debido a bioluminescence es demasiado débil para permitir la monitorización continua durante el ciclo de luz/oscuridad, junto con el hecho de que la luz es la señal predominante para el arrastre de SCN-mediada de relojes circadianos11, hay aumento de la demanda para el desarrollo de métodos experimentales que superar las limitaciones asociadas con la grabación de la bioluminiscencia. El actual informe describe un sistema basado en la fluorescencia que se construyó para vigilar el reloj circadiano de la SCN en vivo libremente mover ratones. Este método fácil de usar permite monitoreo continuo durante el ciclo de luz/oscuridad y permite la observación a largo plazo de la transcripción de los genes del reloj circadiano en la escena en tiempo real y con alta resolución temporal.

<table><tbody><tr><td>Reactivo KOD Plus</td><td>Neo TOYOBO</td><td>KOD-401</td><td></td></tr><tr><td>pVENUS-N1</td><td>addgene</td><td>#61854</td><td>Plásmido</td></tr><tr><td>pcDNA3.3_d2eGFP</td><td>addgene</td><td>#26821</td><td>Plásmido</td></tr><tr><td>pAAV-EF1a-double floxed-hChR2(H134R)-mCherry-WPRE-HGHpA</td><td>addgene</td><td>#20297</td><td>Plásmido</td></tr><tr><td>MluI</td><td>Thermo Scientific</td><td>FD0564</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>EcoRI</td><td>Thermo Scientific</td><td>FD0274</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>Gibson Ensamblaje Mix</td><td>NEB</td><td>E2611s</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>Lipofectamina 2000</td><td>Thermo Scientific</td><td>12566014</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>Filtro de jeringa</td><td>EMD Millipore SLHV033RS</td><td></td><td>0.45&nbsp; y micro; m&nbsp;</td></tr><tr><td>Columnas de heparina HiTrap</td><td>gelifesciences</td><td>17-0406-01</td><td>1 mL&nbsp;</td></tr><tr><td>Filtro centrífugo Amicon ultra-4</td><td>EMD Millipore</td><td>&nbsp; UFC810024</td><td>100.000 MWCO</td></tr><tr><td>Benzonasa nucleasa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E1014</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5670</td><td>Hacer una solución fresca para cada lote</td></tr> aparato <tr><td>estereotáxico de ratón</td><td>B& E TEKSYSTEMS LTD</td><td>#SR-5M/6M</td><td>Equipo</td></tr><tr><td>pentobarbital</td><td>SigmaAldrich</td><td>#1507002</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>ratón aparato estereotáxico</td><td>B& E TEKSYSTEMS LTD</td><td>#SR-5M/6M</td><td>Equipo</td></tr><tr><td>Solución de peróxido de hidrógeno</td><td>SigmaAldrich</td><td>#216763</td><td>Reactivo</td></tr><tr><td>Fibra óptica</td><td>Thorlabs</td><td>FT200EMT</td><td>0.39 NA, &Oslash; 200 y micro; </td></tr><tr><td>m bomba de microjeringa</td><td>Nanoliter 2000 Inyector, equipo WPI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>férula de cerámica</td><td>Shanghai Fiblaser</td><td></td><td>230&thinsp; &mu; m Diámetro interior, 2,5 mm de diámetro exterior</td></tr><tr><td>Equipo Gene Observer</td><td>BiolinkOptics</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

en vivo control de la expresión de genes del reloj circadiano en el núcleo supraquiasmático de ratón usando fluorescencia reporteros

In Vivo Monitoring of Circadian Clock Gene Expression in the Mouse Suprachiasmatic Nucleus Using Fluorescence Reporters

Esta técnica combina la fibra óptica mediada fluorescencia grabaciones con la entrega exacta de virus adeno-asociado recombinante basado en genes reporteros. Este nuevo y fácil de usar en vivo fluorescencia sistema de monitoreo fue desarrollado para grabar el ritmo transcripcional del gen reloj, Cry1, en el núcleo supraquiasmático (SCN) de la mudanza libremente ratones. Para ello, un reportero de fluorescencia Cry1 transcripción fue diseñado y empaquetado en virus Adeno-asociado. Virus purificado, concentrado fue inyectado en el ratón SCN seguido por la inserción de una fibra óptica, que luego se fija sobre la superficie del cerebro. Los animales fueron devueltos a sus jaulas hogar y permite un período de recuperación postoperatorio 1 mes asegurar suficiente expresión de reportero. La fluorescencia entonces se registró en libremente mover ratones vía un en vivo Monitoreo sistema que fue construido en nuestra institución. Para el en vivo sistema de grabación, a 488 nm láser fue juntada con un 1 x 4-divisor de viga que divide la luz en cuatro salidas de excitación láser de igual potencia. Esta configuración nos permitió grabar en cuatro animales simultáneamente. Cada una de las señales de fluorescencia emitida fue recogida a través de un tubo fotomultiplicador y una tarjeta de adquisición de datos. En contraste con la técnica de bioluminiscencia anterior en vivo grabación reloj circadiano, esta fluorescencia en vivo sistema de grabación que permite la grabación de la expresión de genes del reloj circadiano durante el ciclo de luz.

Diseño de reportero de fluorescencia de Cry1 fue ver en la figura 1A. Utilizando el enfoque detallado arriba, 500 nL de rAAV-P (Cry1) - intron336 - Venus-NLS-D2 fue inyectado con éxito en la escena de un ratón adulto y exhiben robusta expresión de Venus (figura 1B, 1C). Señales de fluorescencia registradas bajo condiciones de oscuridad/oscuridad (DD) (figura 2) y 12...

Esta nueva tecnología basada en la fluorescencia permite la monitorización a largo plazo de la transcripción de los genes del reloj circadiano en el núcleo supraquiasmático (SCN) de mover libremente ratones en tiempo real y con una alta resolución temporal.

En Vivo Control de la expresión de genes del reloj circadiano en el núcleo supraquiasmático de ratón usando fluorescencia Reporteros

This technique combines optical fiber mediated fluorescence recordings with the precise delivery of recombinant adeno-associated virus based gene ...

Este método proporciona una forma de monitorear la expresión génica del reloj circadiano en tiempo real en alta resolución temporal en ratones que se mueven libremente. La principal ventaja de esta técnica es que funciona tanto en condiciones de luz-oscuridad como de oscuridad-oscuridad, que son de vital importancia para los estudios del reloj circadiano. Con un cuchillo de fibra óptica, corte una fibra de 17 milímetros de longitud.Asegurándose de que cada lado de la fibra óptica esté liso. Inserte la fibra óptica en la férula cerámica y fije la fibra óptica a una férula cerámica con peróxido de metiletilcetona. Asegurándose de que las superficies de la fibra óptica y la férula cerámica estén al ras.Limpie la fibra óptica con un bastoncillo de algodón empapado con 75% de etnol. Y manténgalo limpio hasta que esté listo para la inserción. Comience el procedimiento de inyección cargando primero cinco microlitros de AAV recombinante en una microjeringa.Luego, después de anestesiar a un ratón adulto utilizando un protocolo aprobado institucionalmente, verifique que haya una profundidad suficiente de anestesia por la falta de una respuesta de pellizco del dedo del pie. A continuación, us

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Neurociencia

El procedimiento de preparación de cortes que contiene el ratón adulto núcleo supraquiasmático del hipotálamo (NSQ), y de una manera rápida a la cultura del tejido SCN en condiciones de cultivo organotípico, se informó. Además, la medición de la expresión de la proteína del gen del reloj oscilatorio utilizando la tecnología dinámica de luciferasa se describe.

Preparación Cortar, cultivo de tejidos organotípicos y grabación de la actividad luciferasa de reloj de genes en el núcleo supraquiasmático

Los relojes circadianos funcionar dentro de las células individuales, es decir, son células autónomas. A continuación, se describen los métodos para la generación de células autónomas modelos de reloj de forma no invasiva, luciferasa tiempo real basado en la tecnología de bioluminiscencia. Células Reporter proporcionar sistemas manejables, modelo funcional para el estudio de la biología circadiana.

Monitoreo de células autónomas Ritmos reloj circadiano de expresión génica utilizando luciferase reporteros Bioluminiscencia

El reloj circadiano regula alrededor de un tercio del transcriptoma de Arabidopsis, pero el porcentaje de genes que se alimentan de nuevo en la hora normal permanece desconocida. Aquí visualizamos un método para evaluar rápidamente los fenotipos circadianos en cualquier línea mutante de Arabidopsis utilizando imágenes luminiscentes de un reportero circadiano transitoriamente expresada en protoplastos.

Análisis rápido de los fenotipos circadianos en Arabidopsis protoplastos transfectadas con un reloj luminiscentes Reportero

Aquí, describimos los ajustes para monitorear en paralelo la bioluminiscencia circadiana y la actividad secretora de las células de los islotes humanos y los miotubos primarios. Para ello, empleamos la administración de genes lentivirales de un indicador de reloj central de luciferasa, seguido de sincronización in vitro y recolección del medio de salida por perifusión celular continua.

La medición paralela de la expresión de genes circadianos del reloj y Hormona en cultivos celulares primarios humanos

Se presenta un ensayo de bioluminiscencia en vitro para determinar del ritmo circadiano celular en células epiteliales mamarias. Este método utiliza plásmidos de reportero de células de mamífero expresando desestabilizada luciferasa bajo el control del promotor del gen de periodo 2 . Puede ser adaptado a otros tipos de células para evaluar efectos de órgano-específicas en el ritmo circadiano.

In Vitro Ensayo de bioluminiscencia para la caracterización del ritmo circadiano en células epiteliales mamarias

Luciferase genéticamente codificado es un popular reportero no invasivo de la expresión génica. Uso de un automatizado luciferase longitudinal imagen optimizada de gas y temperatura grabadora (cocodrilo) permite la grabación longitudinal de células bioluminiscentes bajo una amplia gama de condiciones. Aquí mostramos cómo cocodrilo puede utilizarse en el contexto de la investigación de los ritmos circadianos.

Medida flexible de reporteros bioluminiscentes con un automatizado Luciferase Longitudinal imagen optimizada de Gas y temperatura grabadora (cocodrilo)

El objetivo del presente Protocolo es establecer ex vivo Drosophila larvas cerebro cultura optimizada para controlar ritmos circadianos moleculares con imágenes de Time-lapse de fluorescencia a largo plazo. También se discute la aplicación de este método a los ensayos farmacológicos.

Sola célula resolución fluorescencia vivo la proyección de imagen de relojes circadianos de Drosophila en cerebro larvas cultura

Células neurales del tallo/progenitor exhiben varias dinámicas de expresión de los componentes de señalización de la muesca que conducen a diferentes resultados de los eventos celulares. Dicha expresión dinámica puede revelarse mediante monitoreo en tiempo real, no mediante análisis estáticos, utilizando un sistema de imágenes de bioluminiscencia altamente sensible que permite la visualización de cambios rápidos en expresiones génicas.

Imágenes de bioluminiscencia en tiempo real de la dinámica de señalización de muesca durante la neurogénesis de la murino

Los ritmos circadianos, que existen en la mayoría de los organismos, regulan la organización temporal de los procesos biológicos. Los organoides 3D han surgido recientemente como un modelo in vitro fisiológicamente relevante. Este protocolo describe el uso de reporteros bioluminiscentes para observar los ritmos circadianos en organoides, lo que permite investigaciones in vitro de los ritmos circadianos en sistemas multicelulares.

Monitorización de las oscilaciones circadianas con un indicador de bioluminiscencia en organoides

Este estudio introduce estrategias quimiogenéticas y basadas en luz violeta para permitir un cambio de fase circadiano fiable durante el día.

Inducir desplazamientos de fase circadianos diurnos mediante enfoques quimiogenéticos y espectrales

Aprende a monitorizar la expresión de genes del reloj circadiano en el núcleo supraquiasmático de ratones en movimiento libre mediante fluorescencia en tiempo real. Este método permite estudios precisos bajo diversas condiciones de iluminación.

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