Name: Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
Description: Aprenda a estandarizar el muestreo de tejido y sangre en un modelo porcino de infarto de miocardio de tórax cerrado. Este protocolo mejora la reproducibilidad y el valor traslacional en investigación cardiovascular.

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Los autores desean reconocer el Profesor Christian Heinis el inhibidor FXIIa y el control respectivo. También agradecemos Olgica Beslac, Dr. Daniel Mettler y Kay Nettelbeck de la unidad de Cirugía Experimental, Departamento de investigaciones biomédicas, Universidad de Berna para el soporte técnico. Celine Guillod y Matthias Rausch del Departamento de diagnóstico, intervencional y radiología pediátrica, Hospital Universitario de Berna, Inselspital prestó apoyo con el equipo de rayos x y técnicas. Este proyecto fue financiado por la Swiss National Science Foundation, proyecto Nº 320030_156193. También nos gustaría dar las gracias a Sr. Reto Haenni de comunicación y marketing, Hospital Universitario de Berna, Inselspital para nuestro experimento de grabación de video.

1. los animales:
Todos los animales fueron tratados según las pautas de las leyes nacionales suizos. El estudio fue aprobado por el Comité de experimentación animal local del cantón de Berna (permiso no. SER 25/16).
Utilizar grandes cerdos blancos de ambos sexos (30 ± 5 kg). Dividir los animales ciegamente en dos grupos, un grupo un inhibidor (80 kDa proteasa) bicíclica de FXIIa o tratamiento de elección y el otro un control inactivo.
2. quirúrgico (figura 1)
<ol><li>Anestesia y preparación del animal:
	<ol>
<li>Rápidamente los animales de 12 h antes de comenzar el experimento.</li>
		<li>Pre medicar al animal con 20 mg/kg ketamina y 2 mg/kg xilacina a través de una inyección intramuscular en el cuello, utilizando una jeringa de 10 mL. Registrar el peso de los animales y el sexo.</li>
		<li>Inducir la anestesia mediante la inyección de 0,5 mg/kg Midazolam y Atropin de 0,05 mg/kg en la vena auricular. Intubar al animal con un tubo endotraqueal.</li>
		<li>Mantener la anestesia, ventilación mecánica, usando un respirador (/air de2O 1:3, Sevorane 1,5%), un tubo de vía aérea 7-8 mm y un filtro. Ajustar la fracción de oxígeno inspirado (FiO2) 35% y el volumen tidal de 6-10 mL/kg.</li>
		<li>Profundidad de la anestesia se valora como adecuada en ausencia de respuestas ya sea motor o autonómicas a pellizcar la nariz. Reflejos palpebrales y el tono de la mandíbula fueron monitoreados continuamente así a tono de mandíbula relajada y ausencia de reflejos palpebrales. Temperatura central fue monitoreada continuamente y mantenimiento de la normotermia (38-38,5 ° C) estaba garantizada con el calentamiento pasivas (aislamiento de botellas calientes y mantas).</li>
		<li>Diseccionar libre, anteriormente descrita por Koudstaal y sus pasos colegas 3-1 a 3-318, las arterias carótidas en ambos lados y canule con una vaina de 7F. Canule la vena yugular izquierda con una vaina de 7F para tomar muestras de sangre venosa.</li>
		<li>Administrar una dosis en bolo de 250 μg analgésico de fentanilo a través de la línea venosa central seguida de 250 μg/h como una infusión intravenosa continua mediante una bomba de infusión. Controlar la temperatura corporal, pulso y ritmo con un plomo de 3 Electrocardiograma (ECG), presión venosa central y arterial durante el experimento entero.</li>
		<li>Utilizando tubos de sangre estándar, retirar las siguientes muestras de sangre de referencia de la línea venosa: plasma citratado 5 mL y 2,9 mL EDTA plasma en los respectivos tubos. Centrifugar inmediatamente a 2.000 x g durante 15 min a 4 ° C. Tomar 2,9 mL de sangre en un tubo de suero y dejar para coagular durante 30 min a temperatura ambiente antes de la centrifugación como se describió anteriormente.</li>
		<li>Alícuotas de 200 μL de plasma o suero en 500 μl los tubos y almacenar las muestras a-80 ° C para su posterior análisis.</li>
		<li>Retirar 0.5 mL de sangre de la línea arterial utilizando que el análisis del gas de sangre especial (BGA) jeringas para medir BGA BGA utilizarla según las instrucciones del fabricante.</li>
		<li>Retirarse de la línea venosa con una jeringa de 2 mL estándar a 0.5 mL de sangre y ponerlo inmediatamente en el cartucho de ley utilizando una aguja de 30 G. Inserte el cartucho lleno en la máquina de ley para medir tiempo de coagulación según las instrucciones del fabricante. Vea la figura 2 para los puntos de tiempo.</li>
		<li>Administrar heparina unfractionated IU 5000 en la línea venosa con una jeringa de 2 mL y permitir que el animal estabilizar por 20 min antes de comenzar el experimento de MI.</li>
		<li>Monitor de actuar cada 30-45 min como se menciona en 2.1.11. Inyectar por vía intravenosa 2500 IU unfractionated heparin si es < 180 s.</li>
	</ol></li>
	<li>Experimento de infarto de miocardio
	<ol>
<li>Utilizar un equipo de fluoroscopia de brazo estándar de C (programa de angiografía coronaria, ángulo de 0°, 12 fotogramas por segundo, ~ 70 kV) - o también un sistema de angiografía dedicado - para realizar la intervención coronaria.</li>
		<li>Usar guía fluoroscópica para insertar un catéter de presión (5F, 120 cm) a través de la vaina previamente colocada en la arteria carótida izquierda. Avanzar hacia el ventrículo izquierdo. Conectar el catéter de presión a un sistema de adquisición para registrar la presión ventricular izquierda. El sistema de adquisición necesita continuamente calcular y registrar la frecuencia cardíaca, se convirtió de presión, dP/dt máxima (contractilidad del ventrículo izquierdo) y dP/dt mínima (relajación del ventrículo izquierdo) durante todo el experimento. Anote los valores de línea de base durante 10 minutos.</li>
		<li>Inserte un 6F (100 cm, EB3.75) catéter guía través de la vaina previamente colocada en la arteria carótida derecha. Avance a la arteria coronaria izquierda para llegar a la arteria coronaria descendente anterior izquierda (CHAVAL) bajo guía por rayos x. Inyectar medio de contraste utilizando una jeringa de 20 mL a través del catéter guía para realizar una angiografía coronaria de base. Nota: La inyección de medio de contraste se realizó por presión manual pero un sistema inyector de alimentación dedicada podría utilizarse así.</li>
		<li>Evaluar el tamaño del muchacho en el monitor de rayos x para seleccionar el tamaño apropiado del catéter la intervención coronaria percutánea (PCI). Utilice globos PCI con una longitud de 15-25 m m y diámetros entre 2 y 3.5 mm dependiendo del tamaño del muchacho. Montar PCI catéter y guía coronaria (F 014/J, 175 cm). Conectar el catéter PCI con el dispositivo de inflado previamente llenado con medio de contraste. Nota: El diámetro del muchacho puede medirse directamente en un monitor calibrado utilizando una regla y el tamaño del balón PCI entonces se selecciona por consiguiente.</li>
		<li>Insertar el sistema montado de 2.2.4 en el lumen del catéter guía. Avanzar la guía en el muchacho hasta que llegue más allá de la segunda rama diagonal del muchacho.</li>
		<li>Usar guía fluoroscópica para avanzar el catéter PCI hasta que llegue a la mitad del muchacho. Elegir el sitio de bloqueo de LAD dependiendo de la anatomía de los coronaries, generalmente después de la segunda, a veces después de la primera rama diagonal (figura 3) para tener porcentajes similares de AAR del ventrículo izquierdo (LV). Nota: La elección del sitio de bloqueo depende de la longitud de las ramas diagonales y por lo tanto el área de tejido que se provee por la sangre a través de la rama respectiva. En caso de una larga y bifurcada primera rama diagonal el sitio bloqueo será justo después de esto. En el caso de una primera rama diagonal más corta, el bloqueo se realiza después de la segunda diagonal.</li>
		<li>Retire la guía y luego aumentar la presión en el dispositivo de inflado a 7-10 bar para inflar el balón del catéter PCI e inducir isquemia miocárdica 1 h. poco a poco aumentar la FiO2 a 50-60% entre 15 y 40 min de isquemia. Mantener volumen corriente a 6-10 mL/kg. Nota: Este procedimiento reducirá la aparición de extrasístoles y disminuir la frecuencia de las fibrilaciones ventriculares.</li>
		<li>Registro de una secuencia de 5-10 s vídeo al inyectar medio de contraste a través del catéter guía con una angiografía del balón del catéter PCI en lugar justo después de comenzar la isquemia; Repita después de 10 min de isquemia para verificar obstrucción completa de la LAD distal al balón del catéter PCI.</li>
		<li>Monitorear los animales estrechamente para detectar inmediatamente y tratar (2.2.10) arritmias cardíacas. Extrasystoles generalmente ocurren y aumento en la frecuencia (> 3 por minuto) entre 20 y 40 min después de la inducción de isquemia miocárdica. Si esto ocurre, Masajee suavemente el cuello a ambos lados justo debajo de la mejilla. En la mayoría de los casos esto será suficiente para restablecer un ritmo cardíaco regular, probablemente por estimulación de los barorreceptores del nervio vago, situado en la arteria carótida común.</li>
		<li>Si arritmias cardiacas progresan en fibrilación ventricular, use un desfibrilador bifásico externo, para volver a establecer un ritmo sinusal. Aplicar 5-10 compresiones usando las teclas de desfibrilador inmediatamente antes de aplicar el golpe para llenar los coronaries con sangre oxigenada y luego del choque con 150 J (para animales de 30 kg).</li>
		<li>Repita si es necesario y aumento de la energía de 175 J después del choque 3rd . Utilice ajustes más altos de energía para los animales más pesados.</li>
		<li>Cinco minutos antes del final del tiempo de isquemia repetir el muestreo de sangre mencionado en 2.1.8-2.1.13. Inyectar la sustancia de ensayo (ya sea el inhibidor FXIIa bicíclica o control de 4 mg/kg, ello esta oculto) por vía intravenosa a través de la línea venosa central y al ras de la línea con solución salina de 20 mL.</li>
		<li>Retirar una muestra de plasma citrato (como se menciona en el 2.1.8 y 2.1.9) 4 min después de la inyección de la sustancia en 2.2.12.</li>
		<li>Realizar una angiografía (2.2.3) para confirmar oclusión chaval, después desinflar el balón del catéter PCI y retire este catéter el catéter guía. Confirmar la perfusión de la LAD distal al sitio de oclusión por angiografía inmediatamente después de la deflación y el retiro del balón del catéter PCI, 10 minutos después, cuando signos de isquemia miocárdica fueron visibles por ECG durante más de 5 minutos e inmediatamente antes la oclusión del muchacho.</li>
		<li>Permite reperfusión del miocardio isquémico por 2 h. Tomar muestras de suero y plasma a los 10, 30, 60 y 115 min de reperfusión (2.1.8 y 2.1.9). Monitor de BGA en el minuto 60 y 115 (2.1.10).</li>
		<li>Vuelva a insertar el catéter PCI junto con el guía a exactamente la misma posición usada para la isquemia. Inflar el balón del catéter PCI como antes y confirmar la oclusión LAD por angiografía (2.2.3). Retire el catéter de presión desde el ventrículo izquierdo y detener la grabación.</li>
		<li>Inyectar 100 mL 2% azul de Evans en fosfato tampón salino (PBS, pH 7,4) en la línea venosa central. Cerca de 30 s más tarde, cuando el animal entero se vuelve azul, inyectar 40 mL 20% KCl a la eutanasia del animal. La muerte fue confirmada por la ausencia de señales de ECG y pulso ondas.</li>
	</ol></li>
</ol>3. técnicas de muestreo
<ol><li>
Extracción, de disección y toma de muestras el corazón (Figura 4)
	<ol>
<li>Realizar una esternotomía para exponer el corazón. Seguir el protocolo descrito previamente por Koudstaal y colegas, pasos 8-2 y 8-318. Corte abierto el pericardio y sirviendose de anormalidades, que provienen de anterior pericarditis y excluir al animal de evaluación adicional.</li>
		<li>Desinflar y elimina la PCI, así como el catéter guía. Suprimir el corazón para su posterior análisis. Cortar la vena cava y extraiga la sangre utilizando una bomba de succión, luego corte todos los recipientes grandes que conectan el corazón con el cuerpo.</li>
		<li>Enjuague el corazón dentro y por fuera con temperatura ambiente salino. Pesar el corazón entero.</li>
		<li>Dentro de 30-40 min, corte el corazón en rodajas de unos 3-5 mm desde el ápice a los Chordae tendinae de la válvula mitral, perpendicular al eje largo con un cuchillo afilado.</li>
		<li>Tenga cuidado de colocar siempre el corazón en la misma orientación con la cara ventral hacia arriba con el fin de mantener la orientación de las muestras cortadas (figura 5).</li>
		<li>Fotografiar las rebanadas del corazón usando una réflex digital de lente única.</li>
		<li>Corte del ventrículo derecho (descartar como no necesario). Fotografiar las rebanadas del ventrículo izquierdo y pesan todas las rebanadas para el peso total del ventrículo izquierdo.</li>
		<li>Distinguir entre el azul de Evans positivo y azul de Evans tejido negativo en todas las secciones. Diseccionar los cortes para separar la isquémica (Evans azul negativo) el tejido no isquémica (azul de Evans positivo) con un bisturí.</li>
		<li>En primer lugar analizar las secciones negativo azul de Evans (el área isquémica en riesgo, AAR). Pese a todos ellos y ponerlos todos en un recipiente de plástico.</li>
		<li>Cubrir las láminas con solución de cloruro de 100-150 mL (según el tamaño del corazón) trifenil tetrazolio (TTC, 16 g, dextrano de peso molecular 48000-90000, en 200 mL de PBS, recién preparado de 2 g) para que las piezas de corazón pueden moverse libremente dentro de la solución. Cubra el recipiente e incubar durante 20 min a 37 ° C agitando suavemente.</li>
		<li>Durante este pesaje de tiempo de incubación de 20 minutos el azul de Evans piezas positivas (área no peligra, ANR), tomar muestras para inclusión de tejidos-Tek (elegir la parte más distal de la lesión) y almacenar a-80 ° C para su posterior análisis. Transferir el resto en solución de formaldehído 4% y almacenar a temperatura ambiente para las secciones de la histología.</li>
		<li>Retire las piezas de la AAR de la solución TTC. El tejido manchado rojo es tejido isquémico viable (VIT) y el tejido manchado no es tejido isquémico necrótico (NIT). Corte 2 piezas pequeñas (bloques de 2-3 mm) de tanto el NIT y VIT, incrustarlos en tejido - Tek y almacenar a-80 ° C para su posterior análisis. Estas muestras deben tener el mismo peso.</li>
		<li>Fijar el resto de las piezas (todos los sectores derivados de la AAR) los clavos hacia abajo en un envase de espuma de poliestireno y cubriendo completamente con solución de formaldehído 4% durante 24 h a temperatura ambiente en una campana de humos. Las piezas deben permanecer planas para la documentación fotográfica en el paso siguiente.</li>
		<li>Al día siguiente la fotografía ambos lados de las piezas con una cámara de alta resolución con la misma configuración de zoom y la distancia del tejido (ampliación de la misma). Agregar barras de escala automática a todas las imágenes. Todas las barras deben tener la misma longitud. Nota: La cámara de alta resolución debe conectarse al software que agrega automáticamente la barra de escala a cada foto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Cálculo de la AAR y el tamaño del infarto
	<ol>
<li>AAR % de ventrículo izquierdo = (peso de AAR en g / peso del ventrículo izquierdo en g) * 100.</li>
		<li>Utilizar software ImageJ para calcular la superficie total del AAR y NIT (ambos lados de cada pieza) basado en las fotografías.</li>
		<li>Ajuste la barra de escala seleccionando la longitud de la barra de escala utilizando la línea recta de la herramienta ángulo. Seleccione en el menú Analyze > Set escala e inserte la unidad de la barra de escala y distancia conocida. Elige "global" para que la misma escala se aplicará a todas las imágenes.</li>
		<li>Marcar zona de toda la superficie del tejido con la herramienta de selección libre para calcular el AAR. Tenga cuidado de no incluir el lado (altura) de los tejidos y el tejido adiposo (Figura 6 C).</li>
		<li>Configurar la medida eligiendo "área" y "Mostrar la etiqueta" de analizar > menú establecer mediciones. Medir el área de análisis > medida.</li>
		<li>Repita el paso 3.2.5 a medida NIT (marca sólo el tejido no manchados). Nota: No incluye el tejido graso (Figura 6-D) en el cálculo de NIT. Repita el paso al otro lado del tejido.</li>
		<li>Calcule la media AAR y NIT de cada tejido.</li>
		<li>Utilizar los valores obtenidos de 3.2.7 para calcular el NIT como porcentaje de la NIT de AAR de AAR:% = (Σ promedio superficie de NIT en cm2/ Σ promedio superficie de AAR en cm2) * 100.</li>
		<li>Dos investigadores diferentes deben repetir el método anterior. El margen aceptable de diferencia es < 10%.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Marcadores de isquemia
	<ol>
<li>Utilizar las muestras de plasma EDTA, que han sido previamente almacenadas a-80 ° C (2.1.9) para medir el nivel de la troponina cardiaca-usando un análisis de tipo Luminex de plex solo como se ha descrito 19.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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<li>Roberts, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evans+blue+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Med+Assoc+J%22%5BJournal%5D)">Evans blue toxicity.</a> Can Med Assoc J. 71, 489-491 (1954).</li>
<li>Ellenbroek, G. H. J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+Outcome+Assessment+in+a+Pig+Model+of+Acute+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction.</a> J Vis Exp. , e54021(2016).</li>
</ol>

Los autores no declaran conflicto de intereses.

Del miocardio lesiones R tiene un efecto significativo en el tamaño final del infarto que se traduce directamente en el pronóstico del paciente después de infarto agudo de miocardio3. Comprensión de la fisiopatología del miocardio lesiones de R es el primer paso para reducir o evitar. Del miocardio I / R es una condición aguda que se produce directamente después de la reperfusión de los recipientes ocluidos. I R lesión conduce a la activación de la respuesta inmune innata y el daño celular se prod...

Cardiopatía isquémica, en particular infarto de miocardio (MI), es la principal causa de muerte en los países desarrollados 1. Hoy en día, el tratamiento estándar de MI es la intervención coronaria percutánea (PCI), el tratamiento del catéter balón. Uno de los factores críticos que afecta la calidad de vida y pronóstico de los pacientes después de MI aguda tratados con PCI es el tamaño del infarto. La reducción del tamaño puede tener un gran impacto en la supervivencia y pronóstico paciente 2. Isquemia/reperfusión miocárdica (me / R) lesión tiene una influencia significativa en el tamaño del infarto, así que uno de los principales objetivos en la investigación cardiovascular es prevenir o reducir del miocardio I / R lesiones 3. Los mecanismos exactos del daño R están todavía bajo investigación 4. Activación de las cascadas de plasma y las células endoteliales son características distintivas de I / R lesiones 5. Activación del sistema de coagulación está claramente implicado 6,7. Recientemente, el papel de FXII, como un péptido upstream principios implicado en la activación de la fase de contacto de la cascada de la coagulación, se ha demostrado en un FXII noquear a modelo de la rata de cerebral I / R lesión 8. Validación de estos resultados en un modelo porcino es un paso importante en la traducción clínica. Por lo tanto, estamos probando un nuevo inhibidor de FXIIa bicíclicos (proteasa de 80 kDa) en el contexto de miocardio I / lesiones de R en un estudio piloto.
Modelos animales, que imitan la situación clínica de los tratamientos de MI y PCI agudas, son esenciales para mejorar nuestra comprensión de la fisiopatología del miocardio I / lesiones R y para probar nuevos tratamientos. Los cerdos representan un buen modelo animal para clínica del miocardio / lesiones R. Esto no es sólo porque sus corazones son muy similares a los corazones humanos con respecto a la anatomía y la circulación coronaria, pero también muestran respuestas fisiopatológicas similares a miocardio isquemia y reperfusión 9,10. Otros modelos como las ratas y ratones no satisfacen estos criterios y muestran diferencias considerables en comparación con los corazones humanos 11,12, mientras que por ejemplo, los perros tienen muchas más garantías los vasos coronarios en comparación con los seres humanos 13.
El modelo porcino de infarto de miocardio ha sido ampliamente utilizado en investigación cardiovascular investigar cardiopatía isquémica incluyendo miocardio I / R lesiones 14,15,16,17. Este último es una condición inflamatoria, debido a que minimiza la reacción inflamatoria relacionada con esternotomía o toracotomía utilizada en cirugía abierta de tórax es esencial. El modelo de pecho cerrado mediante un ajuste clínico de la angiografía de brazo en C supera este problema. Además, uno de los puntos más importantes es que nuestro protocolo proporciona una distinción precisa entre isquémico (zona de riesgo, AAR) y áreas no isquémica del ventrículo izquierdo (área no peligra, ANR) para que el tamaño del infarto (tejido isquémico necrótico, NIT) puede determinarse con precisión. Nuestro objetivo para este trabajo es definir con claridad una metodología reproducible de un porcino del miocardio I / lesiones R modelo, en particular con respecto a la toma de muestras de tejido miocárdico, que permitirá un análisis más preciso de los mecanismos moleculares de I / lesiones R y un imagen más clara de los efectos de los tratamientos con nuevos fármacos.

<table><tbody><tr><td>ABL 90 Flex, analizador de gases en sangre</td><td>Radiometer-Análisis</td> <td>de</td> <td>gases en sangre (BGA)</td></tr><tr><td>ACT Plus</td> <td>Medtronic-Tiempo</td> <td>de coagulación activado</td>por <td>Medtronic</td></tr> <tr><td>Atropin</td><td>Sintetica-Atropinum</td><td></td> <td>Sulfas, 0,5 mg/ml</td></tr><tr><td>Balanza (20-500 Kg)</td><td>Báscula NAGATA, Tiwan</td><td>HTB/HTR</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Balanza (21-4200 g)</td><td>Mettler toledo, Suiza</td><td>MS4002SDR</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Tubos de extracción de sangre: EDTA, citrato y suero</td><td>S-Monovette, Nuembrecht, Alemania</td><td>05.1167.001, 05.1071.001 y 05.1557.001 respectivamente</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>BV Pulsera con arco en C móvil</td><td>Philips-Se</td><td></td> <td>pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Labcare, Reino Unido</td><td>ALC PK120R</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Desfibrilador Lifepak 12</td><td></td><td></td> <td>Medtronic-Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Dextrano de Leuconostoc mesenteroides</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>D3759</td><td>Promedio M.wt 48000-90000</td></tr><tr><td>Cámara réflex digital de lente única</td><td>Sony, Tailandia</td><td>DSLR-A500/A550</td><td>Se pueden utilizar productos</td></tr><tr><td>alternativos Pinzas de disección</td><td></td><td></td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Catéter de dilatación EMPIRA RX PCI Cordis</td><td>, Johnson& Johnson, USA</td><td>85R15300S</td><td>Diámetro 3 mm, longitud 15 mm, Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Catéter de dilatación EMPIRA RX PCI</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>85R15350S</td><td>Diámetro 3,5 mm, longitud 15 mm, Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Evans Blue</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>E2129</td><td>Tóxico</td></tr><tr><td>Fabius GS respirador premium</td><td>Dr&auml; ger, L&uuml; beck,</td> <td>Alemania-Estación de</td> <td>trabajo de anestesia, Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Fentanilo</td><td>Inselspital ISPI-Fentanilo</td><td></td> <td>2500mcg/50ml</td></tr><tr><td>Instituto de Patología de Formaldehído</td><td>, Universidad de Berna</td><td>SI148701</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Inhibidor de FXIIa</td><td>Proporcionado por el laboratorio del Prof. Christian Heinis en EPFL</td><td></td><td>Nuevo péptido bicíclico</td></tr><tr><td>Galeo, guía coronaria</td><td>Biotronik, Alemania</td><td>125497</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Catéter de guía</td><td>Boston Scientific, Florida, EE. UU</td>. <td>34356-06</td><td>6F (100 cm, EB3.75). Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Heparina sódica</td><td>Drossapharm, Basilea,</td><td></td> <td>Suiza-Liquemina, 25000 U.I./5 ml</td></tr><tr><td>Electrocirugía de alta gama</td><td>BOWA, Alemania</td><td>ARC 400</td><td>Fuente eléctrica para succión de sangre. Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Filtro respiratorio Hydro-Guardmini</td><td>Interquirúrgico, Lituania</td><td>1745000</td><td>Filtros</td></tr><tr><td>Imagen J</td><td>Instituto Nacional de Salud, EE. UU.</td><td>1.47v</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Dispositivo de inflado, Atrion QL2530</td><td>Producto médico Atrion, Alabama, EE. UU.</td><td>96402</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>IntelliVue MP 70</td><td>Philips, Boeblingen,</td> <td>Germany-Monitor</td> <td>(ECG, frecuencia cardíaca, presión sanguínea y temperatura corporal). Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sintetica</td><td></td> <td>SA-Cloruro de potasio 15%</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Vetoquinol-Narketan</td><td></td><td>, 1ml/100mg</td></tr><tr><td>LR-ACT</td><td>Medtronic</td><td>402-01</td><td>ACT jeringas especiales</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td></td><td></td> <td>Roche-Dormicum, 5mg/ml</td></tr><tr><td>Bisturí</td><td></td><td></td> monopolar <td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td></td><td></td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Cámara de alta resolución, PathStand Macro Imaging Stand for Grossing</td><td>Spotimaging, EE. UU</td><td></td><td>. Resolución HD de 1080 p. Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Preparación</td> <td>interna-Se</td> <td>pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Cánula venosa periférica, 18 G</td><td></td><td></td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Sistema de adquisición de datos PowerLab 4/35</td><td>Adinstruments, Spechbach, Alemania-Rotamax120T</td><td></td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Heidolph, Alemania</td><td>544-41200-00</td><td>Agitador. La alternativa se puede utilizar</td></tr><tr><td>R&uuml; schelit-Super Safety Clear Tube</td><td>Teleflex, Dublín, Irlanda</td><td>112480</td><td>Tubo de vía aérea, Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Safe Pico Jeringas de aspiración</td><td>Radiometer</td><td>956-622</td><td>BGA jeringas especiales</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Sintetica Bioren-NaCl</td><td></td> <td>0,9%. Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Sevorane 1.5%</td><td>AbbVie</td> <td>AG-Sevorane</td> <td>250ml 100%</td></tr><tr><td>Sheath</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, EE. UU.</td><td>504-607 A</td><td>AVANTI + / 7 F, Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Bomba de infusión espacial</td><td>B.Braun Medical AG,</td> <td>Alemania-Para</td> <td>infusión de fentanilo. Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>SPR-350 (catéter Millar)</td><td>Adinstruments, Texas, EE. UU</td>. <td>840-8166</td><td>MIKRO-TIP, 5F, 120 cm</td></tr><tr><td>Sierra de</td><td></td><td></td> esternotomía Se <td>pueden utilizar productos</td></tr><tr><td>alternativos Suturas</td><td>ETHICON, Johnson& Johnson, Estados Unidos</td><td>Y3110H</td><td>Monocryl 3-0 SH-1 Plus. Se pueden utilizar</td></tr><tr><td>productos alternativos Jeringas (20, 10 y 5 mL)</td><td>CODAN,Baar, Suiza</td><td>62.7602, 62.6616, 62.5607 respectivamente</td><td>Se utilizan para inyectar materiales anestésicos por vía intramuscular o directamente en la vía venosa central. También para inyectar heparina o FXIIa o el control respectivo. Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Esparcidor</td><td></td><td></td> de tórax <td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Tissue-tek</td><td>SAKURA, Países Bajos</td><td>4583</td><td>Compuesto O.C.T.</td></tr><tr><td>Pinzas</td><td></td><td></td> vasculares <td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr><tr><td>Medios de contraste Xenetix 300</td><td>Guerbet, Z&uuml; rico,</td> <td>Suiza-Lobitridol, 300 mg de yoduro/ml</td><td></td></tr> <tr><td>Xilacina</td><td>Vetoquinol-Xylapan</td><td></td><td>, 20 mg/1 mL</td></tr><tr><td>2,3,5-Trifeniltetrazolio chorida</td><td>Sigma-Aldrich, Austria</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>500 &mu; Tubos L (eppendorf)</td><td>Trefflab, Suiza</td><td>96.08185.9.03</td><td>Se pueden utilizar productos alternativos</td></tr></tbody></table>

mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Reperfusión de la isquemia miocárdica (me / R) lesión contribuye a casi la mitad de la zona necrótica después de infarto de miocardio. Hasta la fecha no existe ningún fármaco aprobado para prevenir o reducir del miocardio I / lesiones R. El estudio y la comprensión de los mecanismos fisiopatológicos de miocardio I / R es esencial para el desarrollo de tratamientos eficaces. Grandes experimentos con animales son un paso importante en los métodos de traslación. El modelo porcino de infarto agudo de miocardio ha sido establecido y descrito por nosotros mismos y otros. El objetivo fue para mejorar aún más el valor del modelo centrándose en detalle en las técnicas de muestreo para su uso en futuros experimentos. Además, hacemos hincapié en medidas pequeñas pero importantes que pueden afectar la calidad de los resultados finales. Para imitar la situación clínica de infarto lesiones R, un catéter de intervención coronaria percutánea (ICP) fue insertado en la arteria descendente anterior izquierda coronaria (CHAVAL) de un cerdo anestesiado. ° ° ° Este modelo mímico infarto agudo de miocardio y el tratamiento de la PCI en seres humanos con la posibilidad de determinar con precisión el área en riesgo así como el necrótico- y tejido isquémico viable. Aquí se utilizó el modelo para investigar el efecto de un inhibidor de péptidos bicíclicos de FXIIa. El modelo puede modificarse para permitir el tiempo de reperfusión estudiar efectos después del infarto de miocardio.

Un animal murió prematuramente antes de la administración del péptido inhibidor o control FXIIa debido a un error técnico (caída repentina de la presión arterial durante el tiempo de isquemia, antes de la adición de la sustancia de ensayo). Un animal fue excluido del grupo de inhibidor FXIIa porque ninguna lesión de isquemia/reperfusión se observó debido a la anatomía anormal de la arteria descendente anterior izquierda (CHAVAL). Una gran parte del ventrículo izquierdo, incluyendo el ápic...

Aquí demostramos un protocolo para estandarizar los procedimientos de muestreo de un modelo establecido de porcino de infarto agudo de miocardio con el fin de aumentar su valor traslacional en la comprensión de la fisiopatología de la isquemia/reperfusión miocárdica y para probar a nuevos fármacos candidatos.

Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

El objetivo general de este modelo de infarto de miocardio a tórax cerrado porcino es investigar la lesión por isquemia y reperfusión miocárdica. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en la investigación cardiovascular, como la investigación de la fisiopatología de la lesión por isquemia-reperfusión en el contexto del infarto agudo de miocardio. La principal ventaja de esta técnica es que permite una determinación precisa del tamaño del infarto y una técnica de muestreo precisa para su posterior análisis.Prepare al cerdo para la cirugía y administre los anestésicos como se describe en el protocolo de texto. Comience la disección liberando las arterias carótidas de ambos lados. Canularlos con 7 vainas francesas.A continuación, canular la vena yugular izquierda con una vaina de 7 French para la toma de muestras de sangre venosa. A continuación, utilice tubos de extracción de sangre estándar para extraer muestras de sangre de referencia de la vía venosa. Recoja cinco y 2,9 mililitros de sangre en tubos colectores de plasma citrato y EDTA, respectivamente, e centrifugue inmediatamente a 2.000 g durante 15 minutos a cuatro grados centígrados.A continuación, recoge 2,9 mil

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Investigación

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Medicine

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El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

Este protocolo describe el modelo porcino infarto de miocardio (IM) con un 90 min a tórax cerrado oclusión coronaria con balón de la arteria descendente anterior izquierda (LAD), seguido de reperfusión. Por otra parte, el protocolo para varios parámetros de resultado, como la función cardiaca, hemodinámica, la resistencia microvascular, y el tamaño del infarto, también se presentan.

Infarto de miocardio y la evaluación de resultados funcionales en los cerdos

la evaluación del resultado fiable y precisa es la clave para la traducción de las terapias preclínicos en el tratamiento clínico. El presente documento describe la forma de evaluar tres parámetros de resultado primaria clínicamente relevantes de la función cardiaca y daños en un modelo porcino de infarto de miocardio agudo.

La evaluación de resultado primaria en un modelo porcino de infarto agudo de miocardio

Este protocolo describe un nuevo método para la comparación 3D de tejido de miocardio de todo el corazón con MRI. Esto está diseñado para la evaluación precisa de inyecciones intramiocárdicas en la zona fronteriza del infarto de un modelo porcino crónica de un infarto de miocardio.

El análisis del tejido de miocardio entero en 3D del corazón

Buscamos establecer un modelo porcino de insuficiencia cardíaca inducida por la obstrucción de la arteria circunfleja izquierda y un ritmo rápido para probar el efecto y la seguridad de la administración intramiocardial de células madre para terapias basadas en células.

Establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre

El objetivo general del estudio actual es presentar las técnicas de inducción del infarto de miocardio (MI) y la insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico (post-MI HF) en minipigs Göttingen de pecho cerrado y la caracterización del modelo HF post-MI en minipigs de Gotinga en comparación con los cerdos Landrace.

Insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico en el modelo de oclusión coronaria/reperfusión coronaria de pecho cerrado en Göttingen Minipigs y Cerdos Landrace

Aquí, presentamos un protocolo para obtener imágenes de micro tomografía computarizada de alta resolución de corazones enteros de mamíferos grandes sanos y patológicos con mejora de contraste selectivo de colágeno.

Técnicas de preparación de tejidos para imágenes de microtomografía computarizada mejoradas con contraste de modelos cardíacos de mamíferos grandes con enfermedades crónicas

Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) que emulan el proceso natural de la enfermedad en humanos son cruciales para comprender los mecanismos fisiopatológicos y probar la seguridad y eficacia de las nuevas terapias emergentes. Aquí, describimos un modelo porcino MI creado mediante el despliegue de una bobina de embolización percutánea.

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

En este documento, presentamos un protocolo centrado en el control de calidad de la ligadura de la arteria coronaria descendente anterior izquierda mediante la modificación técnica del procedimiento tradicional en ratas para la investigación de isquemia-reperfusión miocárdica aguda.

Ligadura de la arteria coronaria descendente anterior izquierda para la investigación de isquemia-reperfusión: mejora del modelo a través de modificaciones técnicas y control de calidad

El protocolo describe un modelo de donación de animales grandes (porcinos) después de la muerte circulatoria, seguido de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que simula de cerca el escenario clínico en el trasplante cardíaco y tiene el potencial de facilitar estudios y estrategias terapéuticas.

Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

Aprenda a estandarizar el muestreo de tejido y sangre en un modelo porcino de infarto de miocardio de tórax cerrado. Este protocolo mejora la reproducibilidad y el valor traslacional en investigación cardiovascular.

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Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

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