Name: Identificación de células satélite del músculo esquelético por inmunofluorescencia con anticuerpos de laminina y Pax7 (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
Description: Aprende a identificar células satélite en músculo esquelético adulto mediante inmunofluorescencia con anticuerpos de laminina y Pax7. Este protocolo permite visualizar células madre musculares en su entorno fisiológico con mínima manipulación.

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Agradecemos a la sección de proyección de imagen de luz de NIAMS para proporcionar la ayuda técnica y microscopios. Los anticuerpos MF20 y Pax7 se obtuvieron de estudios hibridoma Banco desarrollo desarrollado bajo los auspicios de la NICHD y mantenido por el Departamento de ciencias biológicas, la Universidad de Iowa, Iowa City. Este trabajo fue apoyado por el programa de investigación intramuros de NIAMS de los institutos nacionales de salud.

En el presente Protocolo, los músculos de extremidades anteriores de ratones adultos (2-6 meses), tibial anterior (TA) y extensor digitorum longus (EDL), fueron empleados como ejemplo para realizar la inmunofluorescencia que manchaba en las SCs. Todos los pasos manejo de ratones y músculo disecciones de tejidos han sido aprobadas por el cuidado Animal y uso Comité (ACUC) de NIAMS/NIH.
1. disecar el músculo EDL/TA de la extremidades del ratón
<ol><li>Eutanasia el ratón en una cámara de llenado eutanasia CO2 bajo los lineamientos de la ACUC del NIH. Si es necesario, llevar a cabo la dislocación cervical.</li>
	<li>Ponga el ratón boca arriba en una plataforma de disección (decúbito supino). Rocíe el etanol al 70% en la piel de su vientre. Corte una abertura horizontal en el centro de la piel del vientre de ratón de 1-2 cm, luego deskin el ratón tirando la apertura hacia los pies del ratón. Exponer a un lado de las extremidades de ratón.</li>
	<li>Utilizar dos pinzas afiladas: utilice uno para sujetar los tendones que unen el TA/EDL hasta el tobillo y otro para romper y corte la fascia que cubre el TA/EDL. Una vez que la fascia se pela apagado, usar la punta afilada de las pinzas para separar el TA/EDL del hueso de la tibia mediante la ejecución de la punta por debajo del músculo EDL/TA.</li>
	<li>Cortar los tendones del tobillo con unas tijeras mientras aún los mantiene con el fórceps. Corte el músculo con tijeras a lo largo de la línea longitudinal de la TA/EDL desde el tobillo a la rodilla mientras levanta la TA/EDL desde el lado del tobillo con el fórceps. Cortar los tendones de la rodilla-lado para separar el todo TA/EDL de la tibia.</li>
</ol>2. crio-inclusión del músculo EDL/TA
<ol><li>Preparar un baño de nitrógeno líquido en un recipiente, por ej., un frasco Dewar de nitrógeno líquido. Vierta Metilbutano en un vaso de plástico pequeño (aproximadamente 20 mL) a la mitad. Luego poner el vaso en el baño de nitrógeno líquido para congelarlo. Después de unos minutos, compruebe que está congelado el Metilbutano. Nota: El nitrógeno líquido puede ser sustituido por un cubo de hielo seco, pero el tiempo de congelación es más lento.</li>
	<li>Pone la TA/EDL disecada sobre la superficie plana de un pequeño émbolo de plástico. Cubrir por completo la TA/EDL con unas gotas de óptimo corte temperatura (O.C.T.) compuesto (el medio de congelación).</li>
	<li>Tomar el vaso Metilbutano fuera el baño de nitrógeno líquido y descongelar la superficie con un objeto caliente (e.g., el mango de las tijeras). Rápidamente dip la O.C.T. cubierto TA/EDL del émbolo en el Metilbutano fundido a presión-congelar el tejido.</li>
	<li>Separar el tejido embebido de émbolo con pinzas y ponerlo en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL. Coloque el tubo en nitrógeno líquido para almacenar durante la manipulación de las muestras más. Nota: El tejido embebido puede conservarse a-80 ° C para el largo plazo (2 años) o a-20 ° C a corto plazo (6 meses).</li>
</ol>3. criostato de seccionamiento
<ol><li>Añadir una gota de O.C.T. compuesto en el centro de un soporte de espécimen de un criostato. Espere hasta que el compuesto O.C.T. casi se solidifica. Pegar rápidamente la TA/EDL incrustado al compuesto O.C.T., perpendicular con el tobillo de lado abajo y el lado de la rodilla para arriba.</li>
	<li>Monte el soporte del espécimen en un criostato, cortar el tejido intervalos de 10 μm y recoger el cryo-secciones en toboganes de hielo recubierto con sobre 4-8 secciones en un portaobjetos.</li>
	<li>Secar las secciones a temperatura ambiente durante al menos 3 horas hasta toda la noche. Nota: Las secciones en el congelador para pasar la noche o más tiempo de secado sea aceptable, inevitablemente aumentará la autofluorescencia. Para mejores resultados, seca las secciones de 0.5 h, luego proceder con la fijación y tinción pasos inmediatamente.</li>
	<li>Recoger los portaobjetos en una caja de diapositivas y utilizarlas inmediatamente o almacenar las diapositivas a-80 ° C o -20 ° C para su uso posterior.</li>
</ol>4. elaboración de reactivos para la tinción de inmunofluorescencia
<ol><li>
Preparación de buffers:
	<ol>
<li>Preparar 2 L de 1 x de tampón fosfato salino (PBS) de PBS 10 x.</li>
		<li>Preparar 40 mL de paraformaldehído al 4% (PFA) en PBS 1 x del 16% PFA.</li>
		<li>Preparar 2 L de Saft: PBS 1 x con 0,1% Triton-100.</li>
		<li>Preparar 50 mL de SAFT SAFT-B: con 2% de albúmina sérica bovina (BSA).</li>
		<li>Preparar 10 mL de SAFT-B-G: SAFT con 2% de BSA y un 5% de suero Normal de cabra.</li>
		<li>Preparar 1 mL de solución de bloqueo. Diluir AffiniPure Fab fragmento de cabra anti-ratón IgG (H+L) (1:10) en SAFT-B.</li>
		<li>Preparar 200 mL de tampón citrato de 1 x. Nota: Los volúmenes de las soluciones anteriores son suficientes para al menos 5 diapositivas. Volúmenes deben ajustarse según el número de diapositivas y el tamaño de los envases de la diapositiva.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparar las manchas del anticuerpo:
	<ol>
<li>Anticuerpos primarios (concentración de trabajo): preparar 1,2 mL de anticuerpo primario mezcla diluyendo Pax7 del anticuerpo de ratón monoclonal (IgG1) (1-5 μg/mL) + anticuerpos policlonales laminina (0.5-2 μg/mL) + anticuerpo monoclonal de ratón de MF20 (IgG2b) (0.5-2.5 μg / mL) en SAFT-B-G. Nota: MF20 anticuerpo monoclonal de ratón (IgG2b) es opcional.</li>
		<li>Anticuerpos secundarios (concentración de trabajo): preparar 1,2 mL de anticuerpo secundario mezcla diluyendo cabra anti-ratón adsorbido Cruz secundario anticuerpo IgG1, Alexa Fluor 488 (0.5-2 μg/mL) + cabra anti-conejo IgG (H+L) altamente adsorbido a Cruz de anticuerpo secundario, Alexa Fluor y 555 (0.5-2 μg/mL) + cabra anti-ratón IgG2b adsorbido Cruz anticuerpo secundario, Alexa Fluor 647 (0.5-2 μg/mL) en SAFT-B-G. Nota: Alexa Fluor 647 es opcional.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. pasos de tinción de inmunofluorescencia
<ol><li>
Rehidratar y corregir las secciones de crio con PFA.
	<ol>
<li>Quite algunas de las diapositivas de TA/EDL cryo-sección de la caja de diapositivas. Calentar los portaobjetos en una bandeja de retención de corredera a temperatura ambiente.</li>
		<li>Utilice una líquido bloqueador pluma pluma (PAP) para dibujar un área que incluye todas las secciones de crio en la diapositiva. Este círculo evitará las soluciones que fluye fuera de la diapositiva.</li>
		<li>Llevar la bandeja a una campana de laboratorio. Añadir 300-500 μl de 4% PFA el portaobjetos dentro de la zona en un círculo para fijar las secciones a temperatura ambiente durante 10 min., lavado a la PFA con PBS 1 x por lo menos 3 veces, 5 minutos en un recipiente de la diapositiva. PRECAUCIÓN: El PFA es tóxica y un residuos peligrosos; debe ser operado con cuidado y desechar en un recipiente de residuos peligrosos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Recuperación de antígeno
	<ol>
<li>Llenar otro recipiente diapositiva con 200 mL de tampón citrato.</li>
		<li>Transfiera los portaobjetos en el envase. Transferir el contenedor con los portaobjetos a una olla a presión cocinar las diapositivas en modo de alta presión durante 10 minutos.</li>
		<li>Enfriar el recipiente con agua durante 10 minutos transferencia de drenaje todas las diapositivas a un nuevo contenedor con SAFT (200 mL), enjuague los portaobjetos con SAFT para por lo menos 3 veces, 5 minutos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bloqueo
	<ol>
<li>Añadir kimwipes empapada en agua a la bandeja con las diapositivas para crear un ambiente húmedo para evitar la sequedad de las diapositivas.</li>
		<li>Retroceder las diapositivas a la bandeja y añadir 200 μL de la solución sobre cada diapositiva de bloqueo. Cubrir la bandeja con una tapa y deje que el bloqueo desarrollar durante 30 minutos. Nota: Pax7 anticuerpo es un anticuerpo monoclonal de ratón, hay Unión inespecífica de ratón IgG en los tejidos de músculo de ratón que crea fondo alta. Usando el AffiniPure Fab fragmento de cabra anti-ratón IgG (H+L) bloquea el atascamiento inespecífico de ratón a ratón.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Se aplican anticuerpos primarios.
	<ol>
<li>Enjuague los portaobjetos con SAFT una vez en el contenedor de la diapositiva. Entonces mueva hacia atrás las diapositivas a la bandeja de tinción.</li>
		<li>Aplique 200 μL de mezcla de anticuerpo primario en cada diapositiva, cubrir la bandeja con una tapa y dejar que la reacción a desarrollar a temperatura ambiente durante 1 h o a 4 ° C para pasar la noche. Nota: La reacción durante la noche a 4 ° C da el mejor resultado, aunque el desarrollo de la reacción a temperatura ambiente da resultados satisfactorios. El anticuerpo MF20 de miosina puede ser agregado en la mezcla para realizar un triple (Pax7, laminina, MF20) etiquetado. MF20 manchas diferenciadas de las fibras musculares. Este paso sirve también como otro paso de bloqueo con SAFT-B-G para reducir la potencial Unión inespecífica de secundarios anticuerpos (anticuerpos de cabra) en el siguiente paso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Se aplican anticuerpos secundarios.
	<ol>
<li>Lave hacia fuera los anticuerpos primarios con SAFT a temperatura ambiente por lo menos 3 veces, 5 minutos.</li>
		<li>Añadir 200 μL de mezcla de anticuerpos secundarios a cada diapositiva y permitir que la reacción a desarrollar a temperatura ambiente durante al menos 1 h. Nota: Para Pax7 + laminina, utilice cabra anti-Mouse IgG1 Alexa 488 y cabra anti-conejo Alexa 555. Para Pax7 + laminina + MF20, añadir cabra anti-ratón IgG2b 647 Alexa en la mezcla.</li>
		<li>Lave hacia fuera los anticuerpos secundarios con SAFT por lo menos 3 veces, 5 minutos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
DAPI (4', 6-diamidino-2-phenylindole) contra manchas y montaje
	<ol>
<li>Diluir DAPI (1:20, 000) de SAFT en el contenedor de la diapositiva, por ejemplo, 10 μl de DAPI en 200 mL de SAFT.</li>
		<li>Mancha de las diapositivas en el contenedor DAPI por 3 minutos.</li>
		<li>Lavar el DAPI con SAFT para por lo menos 5 veces, 5 minutos.</li>
		<li>Montar el portaobjetos con medio de montaje. Cubrir el portaobjetos con cubreobjetos. PRECAUCIÓN: DAPI es tóxica y peligrosa; debe manejarse con cuidado y dispuesto en la botella de residuos peligrosos.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. fluorescente microscopia
Nota: El protocolo de tinción inmunofluorescente informado anteriormente permitirá SCs visualización con cualquiera de los dos un gran campo fluorescente o confocal microscopio. Puede ser inicialmente difícil identificar SCs. Aquí están algunos pasos recomendados que pueden ser de ayuda.
<ol><li>Utilizar el canal DAPI y ampliación baja objetivos visualizar las secciones de las diapositivas.</li>
	<li>Cambiar la ampliación de bajo a alto. Para observar el SCs, por lo menos un objetivo de 20 X es necesario).</li>
	<li>Utilice el cubo de doble filtro para 488 (FITC) / 555 (rodamina) observar Pax7 y laminina señales al mismo tiempo identificar SCs. Bajo esta configuración, la señal de Pax7 tinción tiene un mejor contraste con el ruido de fondo.</li>
	<li>Alternar rápidamente el canal de la FITC a DAPI para identificar correctamente el SCs. Todos SCs debe Pax7, DAPI-positivo.</li>
</ol>

<ol><li>Buckingham, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+regulatory+networks+and+cell+lineages+that+underlie+the+formation+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Gene regulatory networks and cell lineages that underlie the formation of skeletal muscle.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (23), 5830-5837 (2017).</li>
<li>Buckingham, M., Relaix, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PAX3+and+PAX7+as+upstream+regulators+of+myogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">PAX3 and PAX7 as upstream regulators of myogenesis.</a> Semin Cell Dev Biol. 44, 115-125 (2015).</li>
<li>Relaix, F., Buckingham, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+insect+eye+to+vertebrate+muscle%3A+redeployment+of+a+regulatory+network%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">From insect eye to vertebrate muscle: redeployment of a regulatory network.</a> Genes Dev. 13 (24), 3171-3178 (1999).</li>
<li>Chang, N. C., Chevalier, F. P., Rudnicki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Satellite+Cells+in+Muscular+Dystrophy+-+Lost+in+Polarity%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Satellite Cells in Muscular Dystrophy - Lost in Polarity.</a> Trends Mol Med. 22 (6), 479-496 (2016).</li>
<li>Mauro, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Satellite+cell+of+skeletal+muscle+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biophys+Biochem+Cytol%22%5BJournal%5D)">Satellite cell of skeletal muscle fibers.</a> J Biophys Biochem Cytol. 9, 493-495 (1961).</li>
<li>Kuang, S., Rudnicki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+emerging+biology+of+satellite+cells+and+their+therapeutic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">The emerging biology of satellite cells and their therapeutic potential.</a> Trends Mol Med. 14 (2), 82-91 (2008).</li>
<li>Wang, Y. X., Rudnicki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Satellite+cells%2C+the+engines+of+muscle+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Satellite cells, the engines of muscle repair.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 13 (2), 127-133 (2011).</li>
<li>Rinaldi, F., Perlingeiro, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+for+skeletal+muscle+regeneration%3A+therapeutic+potential+and+roadblocks%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Stem cells for skeletal muscle regeneration: therapeutic potential and roadblocks.</a> Transl Res. 163 (4), 409-417 (2014).</li>
<li>Le Grand, F., Rudnicki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+satellite+cells+and+adult+myogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle satellite cells and adult myogenesis.</a> Curr Opin Cell Biol. 19 (6), 628-633 (2007).</li>
<li>Giordani, L., Puri, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetic+control+of+skeletal+muscle+regeneration%3A+Integrating+genetic+determinants+and+environmental+changes%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+J%22%5BJournal%5D)">Epigenetic control of skeletal muscle regeneration: Integrating genetic determinants and environmental changes.</a> FEBS J. 280 (17), 4014-4025 (2013).</li>
<li>Liu, L., Cheung, T. H., Charville, G. W., Rando, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+skeletal+muscle+stem+cells+by+fluorescence-activated+cell+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Isolation of skeletal muscle stem cells by fluorescence-activated cell sorting.</a> Nat Protoc. 10 (10), 1612-1624 (2015).</li>
<li>Feng, X., Adiarte, E. G., Devoto, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+acts+directly+on+the+zebrafish+dermomyotome+to+promote+myogenic+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Hedgehog acts directly on the zebrafish dermomyotome to promote myogenic differentiation.</a> Dev Biol. 300 (2), 736-746 (2006).</li>
<li>Juan, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polycomb+EZH2+controls+self-renewal+and+safeguards+the+transcriptional+identity+of+skeletal+muscle+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Polycomb EZH2 controls self-renewal and safeguards the transcriptional identity of skeletal muscle stem cells.</a> Genes Dev. 25 (8), 789-794 (2011).</li>
<li>Jackson, K. A., Snyder, D. S., Goodell, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+fiber-specific+green+autofluorescence%3A+potential+for+stem+cell+engraftment+artifacts%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle fiber-specific green autofluorescence: potential for stem cell engraftment artifacts.</a> Stem Cells. 22 (2), 180-187 (2004).</li>
<li>Lepper, C., Conway, S. J., Fan, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+satellite+cells+and+embryonic+muscle+progenitors+have+distinct+genetic+requirements%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Adult satellite cells and embryonic muscle progenitors have distinct genetic requirements.</a> Nature. 460 (7255), 627-631 (2009).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El protocolo anterior se basó en un método de tinción MF20/Pax7 en pez cebra músculo esquelético12. Las soluciones utilizan y el bloqueo de pasos son idénticos o similares. Los anticuerpos utilizados son idénticos. Los pasos ajustados se basaron en las características del tejido de músculo de ratón y SCs. En primer lugar, laminina anticuerpo fue agregado en la mezcla para ayudar a visualizar y confirmar la posición del SCs. Fue especialmente útil contar el número de CS al microscopio cuando se uti...

Músculo esquelético está compuesto por células multinucleadas musculares, llamado miotubos, organizado en myofibers, que generan fuerza y movimientos a través de la contracción. Más los músculos esqueléticos, excepto algunos músculos craneofaciales, se derivan de una estructura embrionaria temporal llamada un somite1. Células precursoras miógenas delaminate de la somite epitelial para convertirse en mioblastos. Mioblastos: más se diferencia en miocitos que se fusionan para convertirse en miotubos para formar myofibers multi-nucleated. El proceso anterior se llama miogénesis y se caracteriza por el control temporal regulado de la expresión génica. Precursores miogénicos expresan Pax3 y Pax7, mientras que los mioblastos expresan MyoD y Myf5 y miocitos expresan myogenin y miosinas2,3. Crecimiento muscular es un proceso en el cual myofibers ser más grandes por incorporar más petequiales existentes fibras (hiperplasia) y un aumento en la fibra muscular (hipertrofia) de tamaño4. Durante el crecimiento muscular, hay una fuente sostenible de células miógenas que tienen propiedades de células madre que pueden diferenciarse y autorrenovación. Estas células se denominan células satélite basadas en su ubicación física entre el sarcolema (membrana de la célula de la myofiber) y la lámina basal5. SCs vigorosamente contribuyen al crecimiento del músculo en la etapa juvenil (las primeras 2-3 semanas de postnatales ratones), pero convertido en reposo en reposo muscular adulto6. Notable, puede ser reactivadas en respuesta al músculo de lesiones y se diferencian en nuevas células del músculo para reparar el músculo dañado7.
Las propiedades de la célula de vástago hacen el estudio de SCs relevantes para la biología básica del músculo y terapias musculares enfermedades8. Como resultado, ha sido un área de intensa investigación en las últimas décadas. Una enormes progresos en la genética y epigenética del SCs9,10de disección. Técnicas de aislamiento e identificación de SCs en situ fueron desarrolladas y optimizadas a lo largo de la manera11. Tinción inmunofluorescente permite la identificación de SCs mediante el uso de anticuerpos específicos, incluyendo para Pax7. Sin embargo, la escasez y el tamaño pequeño del SCs combinado con una fuerte auto-fluorescencia del tejido músculo esquelético adulto hacen que la visualización desafiante. Aquí, describimos un protocolo de tinción inmunofluorescente optimizado para el tejido de músculo de ratón para Pax7 y basado en un método existente para músculo de pez cebra12. Además, se emplea un anticuerpo de laminina marcado con un fluoróforo distinto para identificar la lámina basal que el SCs se encuentran. Constantemente, este protocolo permite la visualización de SCs Pax7-positivo y precursores miogénicos bajo condiciones fisiológicas todo probadas y etapas de desarrollo.

<table><tbody><tr><td>metilbutano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M32631</td><td></td></tr><tr><td>Temperatura óptima de corte (O.C.T.) compuesto</td><td>Ciencias de la microscopía electrónica</td><td>62550-01</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Gibco, Themo Fisher</td><td>70011-044</td><td></td></tr><tr><td>16% PFA</td><td>TED PELLA</td><td>50-00-0</td><td></td></tr><tr><td>Triton-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Suero de cabra normal</td><td>Thermo Fisher</td><td>0 1-6201</td><td></td></tr><tr><td>AffiniPure Fab Fragment de cabra Anti-Ratón IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch Laboratories Inc.</td><td>115-007-003</td><td></td></tr><tr><td>20x Tampón de citrato</td><td>Thermo Fisher</td><td>00 500</td><td></td></tr><tr><td>Pax7 anticuerpo monoclonal de ratón (IgG1) (sobrenadante)</td><td>Estudio de desarrollo Banco de hibridomas</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo policlonal de conejo laminín</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L9393</td><td></td></tr><tr><td>MF20 anticuerpo monoclonal de ratón (IgG2b) (sobrenadante)</td><td>Estudio del desarrollo Hibridoma Banco</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo secundario de absorción cruzada IgG1 anti-Cabra anti-Ratón, Alexa Fluor 488</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-21121</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo secundario de absorción cruzada <sub-Mouse IgG2>b, Alexa Fluor 647</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-21242</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo secundario de IgG (H+L) anti-Conejo de cabra altamente adsorbido, Alexa Fluor Plus 555</td><td>Thermo Fisher</td><td>A32732</td><td></td></tr><tr>Criostato <td></td><td></td><td></td><td>Leica CM1860</td></tr><tr>Microscopio <td></td><td></td><td></td><td>fluorescente de campo amplio Leica DM6000</td></tr><tr>Microscopio <td></td><td></td><td></td><td>fluorescente de campo amplio Leica DMR</td></tr><tr><td>Microscopio</td><td></td><td></td><td></td>confocal Zeiss LSM510</tr><tr><td>Microscopio</td><td></td><td></td><td></td>confocal Zeiss LSM780</tr><tr><td>Olla</td><td></td> <td>a presión electrónica Cuisinart</td><td></td></tr></tbody></table>

identificación de células satélite del músculo esquelético por inmunofluorescencia con anticuerpos de laminina y pax7

Identification of Skeletal Muscle Satellite Cells by Immunofluorescence with Pax7 and Laminin Antibodies

La inmunofluorescencia es un método eficaz que ayuda a identificar los diferentes tipos de células en cortes de tejidos. Para estudiar la población de células deseada, anticuerpos para marcadores de células específicas se aplican en secciones de tejidos. En el músculo esquelético adulto, las células satélites (SCs) son células que contribuyen a la regeneración y reparación del músculo. Por lo tanto, es importante visualizar y localizar la población de células satélite en diferentes condiciones fisiológicas. En músculo esquelético en reposo, SCs residen entre la lámina basal y la membrana del plasma del myofiber. Un marcador utilizado para la identificación de SCs en la myofibers o en cultivo celular es la caja apareados proteína Pax7. En este artículo, se presenta un protocolo optimizado de inmunofluorescencia Pax7 en secciones del músculo esquelético que minimiza la tinción inespecífica y fondo. Otro anticuerpo que reconoce una proteína (laminina) de la lámina basal también se agregó ayudar a identificar protocolos SCs. Similar puede emplearse para realizar doble o triple de etiquetado con Pax7 y anticuerpos para proteínas adicionales de interés.

Siguiendo los pasos anteriores, se pueden visualizar con éxito SCs en adultos secciones musculares descanso bajo un microscopio de fluorescencia (figura 1). Aunque el tejido muscular adulto tiene auto-fluorescencia fuerte en cierto tipo de fibras, los tintes brillantes de serie Alexa pueden superar el ruido de fondo y la señal está parado hacia fuera (figura 1A, B, flecha). La microscopía confocal de dos fotones ...

La identificación precisa de las células satélite es fundamental para el estudio de sus funciones bajo varias condiciones fisiológicas y patológicas. Este artículo presenta un protocolo para identificar las células satélite en secciones del músculo esquelético adulto por tinción de inmunofluorescencia.

Identificación de células satélite del músculo esquelético por inmunofluorescencia con anticuerpos de laminina y Pax7

Immunofluorescence is an effective method that helps to identify different cell types on tissue sections. In order to study the desired cell population, ...

El objetivo general de este protocolo es identificar células satélite de músculo esquelético adulto mediante inmunofluorescencia. Este método puede responder a preguntas clave relacionadas con el número y la distribución de las células madre musculares tanto en condiciones fisiológicas como patológicas. La principal ventaja de la técnica es que se pueden identificar las células madre musculares en su entorno fisiológico con una manipulación limitada.La demostradora del procedimiento estará a cargo de Faiza Naz, una investigadora postdoctoral de mi laboratorio. Para comenzar, prepare un baño de nitrógeno líquido vertiendo nitrógeno líquido en un matraz Dewar. A continuación, vierta 10 mililitros de metilbutano en un vaso de plástico de 20 mililitros y transfiera el vaso al baño de nitrógeno líquido.Coloque el músculo tibial anterior disecado sobre la superficie plana de un pequeño émbolo de jeringa de plástico. A continuación, cubra el músculo diseccionado con unas gotas de compuesto de temperatura óptima de corte o O.C.T.Retire el vaso de metilbutano del baño de nitrógeno líquido, luego descongele la superficie con los mangos de unas tijeras. Sumerja rápidamente el tejido cubierto de O.C.T. en el metilbutano derretido para congelarlo.A continuación, utilice pinzas para separar el tejido incrustado del émbolo y transfiéralo a un tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitros. Luego, almacene el tubo de microcentrífuga en el nitrógeno líquido. Para comenzar el corte del criostato, agregue una gota de compuesto OCT en el centro del portamuestras de un criostato y deje que se solidifique parcialmente.A continuación, pegue el tejido incrustado en el compuesto OCT con el tobillo hacia abajo y la rodilla hacia arriba. A continuación, monte el soporte de muestras en el criostato y corte el tejido en intervalos de 10 micrómetros. Recoja de cuatro a ocho criosecciones en cada portaobjetos cubierto de escarcha.Seque las secciones a temperatura ambiente durante tres horas, luego recoja los portaobjetos en una caja de portaobjetos y guárdelos a menos 80 grados centígrados. A continuación, retire un portaobjetos de la caja de portaobjetos y caliéntelo a temperatura ambiente. Luego, use un bolígrafo bloqueador de líquidos para marcar un área alrededor de las criosecciones para evitar que los líquidos fluyan por el costado.En una campana extractora, agregue de 300 a 500 microlitros de paraformaldehído al 4% en el área marcada. Incuba el portaobjetos a temperatura ambiente durante 10 minutos para fijar las secciones. A continuación, enjuague el paraformaldehído del portaobjetos con PBS en un recipiente para portaobjetos.Para comenzar la extracción de antígenos, llene un recipiente de portaobjetos con 200 mililitros de tampón de citrato y transfiera el portaobjetos al recipiente. Luego, transfiera el recipiente deslizante a una olla a presión alta durante 10 minutos. El paso de recuperación de antígeno es opcional si las secciones se secan a temperatura ambiente durante 30 minutos y se procede inmediatamente.Entonces el paso de recuperación de antígeno no es necesario. Pero si las secciones se secan a temperatura ambiente durante más de tres horas y luego se almacenan a menos 80 grados centígrados, se requiere el paso de recuperación de antígenos. A continuación, enfríe el recipiente de portaobjetos con agua corriente durante 10 minutos.Luego transfiera el portaobjetos a un nuevo recipiente con 200 mililitros de PBST y enjuague con PBST. Agregue toallitas de laboratorio empapadas en agua a la bandeja, luego comente el portaobjetos enjuagado con un bolígrafo PAP y colóquelo en la bandeja. Agregue 200 microlitros de solución de bloqueo al portaobjetos.A continuación, cubra la bandeja e incube a temperatura ambiente durante 30 minutos. El paso de bloqueo es muy importante porque el anticuerpo Pax7 que se está utilizando es un anticuerpo monoclonal de ratón. El paso de bloqueo del ratón contra ratón reduce los enlaces no específicos.Luego, enjuague el portaobjetos con PBST en el recipiente del portaobjetos y devuélvalo a la bandeja. Agregue 200 microlitros de mezcla de anticuerpos primarios al portaobjetos e incube a temperatura ambiente durante una hora. A continuación, enjuague el portaobjetos con PBST, luego agregue 200 microlitros de mezcla de anticuerpos secundarios e incube en la oscuridad a temperatura ambiente durante una hora.Después del período de incubación, enjuague el portaobjetos con PBST. Diluya DAPI en un recipiente de portaobjetos e incube el portaobjetos en el recipiente durante tres minutos. Luego, enjuague el DAPI con PBST durante cinco minutos.Finalmente, monte la guía con medios de montaje y aplique un cubreobjetos. En este estudio, las células satélite se visualizan con éxito en secciones musculares adultas en reposo bajo un microscopio fluorescente. El ruido de fondo que generalmente se observa con el tejido muscular adulto y ciertos tipos de fibras se reduce mediante el bloqueo de ratón contra ratón.Las señales específicas de inmunotinción se mejoran mediante el uso de anticuerpos secundarios conjugados con colorantes Alexa brillantes. Un microscopio confocal de dos fotones captura una imagen más nítida en comparación con el microscopio fluorescente de campo amplio. El mismo protocolo también se puede aplicar al tejido muscular de ratones juveniles, embriones de ratón y tejidos musculares adultos lesionados.Tanto los tejidos musculares juveniles como los embrionarios muestran células satélite más activadas o precursores miogénicos Pax7 con núcleos relativamente más grandes. Por lo tanto, se hace más fácil visualizar las células satélite de ratones más jóvenes que de ratones adultos. En el tejido muscular lesionado, se ven más células positivas para Pax7 activadas.Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en cinco horas si se realiza correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar que el ruido procedente de la autofluorescencia y la inmunounión inespecífica de ratón a ratón no se puede eliminar por completo, pero con este protocolo se puede reducir en gran medida el ruido. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo identificar células satélite en criosecciones musculares.

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Investigación

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