Name: Un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 10 s
Description: Aprenda a realizar constricción aórtica transversal en ratones mediante un modelo de tórax cerrado para inducir hipertrofia ventricular izquierda con mínimo trauma quirúrgico.

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Agradecemos a Stilla Frede y Susanne Schulz por su asistencia técnica. Este estudio no recibió financiación de ninguna.

Este protocolo fue aprobado por el Comité de ética de animales experimentación LANUV Recklinghausen (#84-02.04.2016.A374). Generalmente, este procedimiento se realiza en ratones adultos > 10 semanas de edad. Sin embargo, es posible realizar esta cirugía en animales más jóvenes así. Herramientas quirúrgicas deben ser esterilizados antes de su uso y todas las medidas deben realizarse bajo condiciones asépticas.
1. inducción de la anestesia y la intubación
<ol><li>Inyectar la buprenorfina 0.1 μg/g de peso corporal por vía intraperitoneal para aliviar el dolor. Repetir las inyecciones intraperitoneales de 0.1 mg/kg de buprenorfina cada 8 h para los próximos tres días después de la cirugía.</li>
	<li>Para la inducción, coloque el ratón en una caja de inducción de la anestesia que está conectada con el vaporizador a 3,0% de Vol de isoflurano con un flujo de oxígeno de 1 L/min.</li>
	<li>Asegúrese de narcosis profunda induciendo un estímulo táctil. Nota: Aumento de Vol % de isoflurano hasta un 5%, si no de la inducción de la anestesia o narcosis no es lo suficientemente profundo.</li>
	<li>Pellizcar la cola del ratón para asegurar la ausencia de reflejo. En caso de ausencia total de reflejos, pesan el ratón para la configuración óptima del ventilador (ver 1.12).</li>
	<li>Mueva el ratón a una mesa de operaciones de control de temperatura para mantener una temperatura corporal de 37 ° C durante todo el procedimiento.</li>
	<li>Coloque la punta del ratón en un cono de plástico que está conectado a la caja de inducción de la anestesia para mantener narcosis.</li>
	<li>Fijar los incisivos superiores del ratón con una sutura de nylon. Para fijar las extremidades con una cinta adhesiva.</li>
	<li>Aplique presión en la pata trasera con la punta de las pinzas para asegurar una narcosis adecuada otra vez. En la ausencia de un reflejo de retirada continúe con los pasos siguientes. Nota: Aumentar volumen % de isoflurano si falla de la inducción de la anestesia o narcosis no es lo suficientemente profundo y esperar a que la ausencia del reflejo de retirada.</li>
	<li>Coloque lubricante oftálmico estéril sobre la córnea para evitar la desecación bajo anestesia.</li>
	<li>Lubrique la sonda rectal para evitar trauma rectal. Inserte una sonda de temperatura rectal para asegurar una temperatura de 37 ° C.</li>
	<li>Depilarse la garganta y el pecho superior con crema depilatoria según las instrucciones del fabricante. Limpie la crema después de 1 minuto. Si es necesario, repita este paso hasta el éxito. Nota: Utilice torundas con punta de algodón en caso de sangrado.</li>
	<li>Limpiar la zona depilada con etanol al 70%. Luego aplique povidona-yodo para la desinfección de la piel 3 veces y al menos 3 minutos.</li>
	<li>Ajuste el ventilador a parámetros fisiológicos. Establecer la frecuencia respiratoria a 150/min y volúmenes de marea a 8-10 μl/g de peso corporal (BW).</li>
	<li>Poner en un nuevo par de guantes estériles. Coloque el ratón debajo de un microscopio quirúrgico y colocar un paño estéril fenestrado sobre el ratón.</li>
	<li>Haga una incisión en la piel en la línea media unos 3 mm debajo de la mandíbula hasta la costilla 2nd . Identificar la línea media y los tejidos conectivos de la glándula submaxilar. Luego use fórceps intracapsular ángulo suavemente dividen la glándula en la línea media sin rodeos con dos pinzas y explorar el músculo traqueal.</li>
	<li>Preparar la tráquea suavemente tirando de los músculos para traqueal aparte sin rodeos con fórceps intracapsular.</li>
	<li>Tire de la lengua con unas pinzas para alisar la garganta para las condiciones de intubación fácil y suavemente inserte una cánula de intubación (1.2mm OD) dentro de la tráquea. Confirmar la intubación por la visualización directa del tubo dentro de la tráquea y comprobando el movimiento adecuado del pecho.</li>
	<li>Ajustar la concentración de isoflurano tras la intubación para isoflurano 2% con un flujo de 1.0 L/min y 100% O2. Nota: Si no deje de movimientos respiratorios o ratones de inicio móviles, primero aumenta la frecuencia respiratoria hasta 180/min. Si es necesario, aumentar la concentración de isoflurano hasta 3,5% secundario hasta que el ratón deja de respirar por cuenta propia. Evaluar pérdidas o inadecuado llenado del vaporizador como los problemas más comunes.</li>
	<li>Como alternativa, realizar intubación como se sugiere en los siguientes pasos de la sub.<ol>
<li>Coloque el ratón sobre una mesa en un ángulo de 60°.</li>
		<li>Para fijar las extremidades del ratón con cinta adhesiva y reclinar la cabeza.</li>
		<li>Coloque una fuente de luz fría directamente sobre la piel por encima de la laringe.</li>
		<li>Tire suavemente la lengua con unas pinzas para visualizar las cuerdas vocales.</li>
		<li>Inserte un tubo de plástico de una cánula IV (24 G) a través de las cuerdas vocales y conecte el tubo de plástico a los ajustes del ventilador.</li>
		<li>Conecte el ventilador a la cánula para confirmar la intubación por movimientos de pecho synchrone. Nota: Si no deje de movimientos respiratorios o ratones de inicio móviles, primero aumenta la frecuencia respiratoria hasta 180 por minuto. Si es necesario, incrementar secundariamente la concentración de isoflurano hasta un 3,5% hasta que el ratón deja de respirar por cuenta propia. Evaluar fugas ó inadecuado llenado del vaporizador como los problemas más probables.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. medición Doppler preoperatorio
<ol><li>Preparar ambas arterias carótidas que endecha adjunto a la tráquea tirando suavemente el tejido fino conectivo aparte con el fórceps.</li>
	<li>Coloque la punta de la sonda MHz Doppler 20 con algún gel de ultrasonido estéril a la derecha y la arteria carótida izquierda en un ángulo inferior a 45°.</li>
	<li>Gire lentamente la sonda se mueve lateral y medial para encontrar una señal Doppler e inclinar la punta de prueba para optimizar la señal.</li>
	<li>Utiliza un software de Doppler para visualizar y almacenar velocidades de flujo en las arterias carótidas comunes derecha e izquierdas en un ordenador.</li>
</ol>3. toracotomía
<ol><li>Utilizar un conjunto de guantes estériles para cada ratón individual para prevenir infecciones del sitio quirúrgico.</li>
	<li>Ampliar la incisión de piel hasta el espacio intercostal 2nd con una tijera.</li>
	<li>Identificar visualmente el espacio intercostal 2nd contando las costillas y luego penetrar sin rodeos este espacio con el fórceps intracapsular. Nota: La 1 costillast se encuentra debajo de la clavícula y por lo tanto no es visible porque el espacio intercostal 2nd se encuentra entre la primera costilla visible (es decir, 2nd costilla) y la costilla 3rd .</li>
	<li>Abra el espacio intercostal 2nd con la ayuda de puntas de pinzas y coloque los retractores.</li>
	<li>Ajustar los retractores con una banda de goma atada a la mesa de operaciones para tener una visión clara del timo.</li>
	<li>En caso de sangrado una punta de algodón y presiona sobre los vasos superficiales por 2 min.</li>
</ol>4. las bandas de la Aorta transversa
<ol><li>Ajuste la ampliación a 200% para identificar la línea media y los tejidos conectivos. Luego uso acodada pinzas para dividir suavemente el timo. Eliminar tejido graso hasta el arco aórtico se puede ver claramente.</li>
	<li>Preparar un túnel con ángulo atar fórceps bajo la aorta transversal entre la arteria braquiocéfala y de la arteria carótida común izquierda (ver figura 1). Sujete el extremo de una sutura 6.0 con la ayuda de Pinzas finas y pase el hilo debajo del arco aórtico.</li>
	<li>Tomar el hilo con la segunda pinza desde el otro lado del arco.</li>
	<li>Corte un pedazo largo de 3 mm el largo de una 27 G para utilizar la aguja como un el espaciador para ligadura de TAC para los ratones un peso comprendido entre 19-25 g peso y una aguja de 26 G como un espaciador para los ratones > 25 g BW.</li>
	<li>Con cuidado coloque al separador paralelo a la aorta transversa.</li>
	<li>Preparar un nudo doble suelto en el espaciador y garantizar la óptima colocación del espaciador en paralelo a la aorta. Entonces el primer tiro de lazo y realizar rápidamente un segundo tiro contrario. Retire al espaciador con prontitud.</li>
	<li>Para realizar simulacro ratones de control, seguir el mismo protocolo omitiendo la ligadura de la aorta.</li>
	<li>Cerrar el espacio intercostal 2nd con una sutura de polipropileno 6.0. Preste especial atención a los vasos subclavios cuando la ligadura.</li>
	<li>Sutura de la piel mediante una sutura de polipropileno 6.0 en un patrón de sutura continua.</li>
</ol>5. confirmación de ligadura acertada de la Aorta transversa
<ol><li>Colocar una sonda de MHz Doppler 20 en ambos lados del cuello en un ángulo de 45° en la sección 2.</li>
	<li>Las velocidades de flujo en cada lado del documento. Nota: Un TAC exitoso puede ser validado por la velocidad de flujo Doppler como se muestra en la figura 2. Un cociente de la velocidad de flujo de 4-10 entre la arteria carótida derecha e izquierda generalmente garantiza adecuada TAC (ver figura 2).</li>
</ol>6. cosecha de corazón
<ol><li>Inducen narcosis según pasos 1.2. y 1.3.</li>
	<li>Coloque el ratón en una cámara de eutanasia y ajustar el flujo de dióxido de carbono para desplazar 10-30% del volumen/minuto.</li>
	<li>Para fijar el ratón sobre una mesa de cirugía. Abrir el abdomen con tijeras y cosecha de sangre de la vena cava inferior con una cánula para su posterior análisis.</li>
	<li>Cortar el diafragma y el hueso esternal con tijeras fuertes y quitar el corazón.</li>
	<li>Remueva todo arterial y tejido conectivo antes de pesar el corazón.</li>
	<li>Separa el ventrículo derecho y el septo del ventrículo izquierdo y pesan ambas muestras.</li>
	<li>Congelación de ambas muestras de tejido en nitrógeno líquido.</li>
</ol>

<ol><li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol+Clifton+NJ%22%5BJournal%5D)">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).</li>
<li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cardiac+surgery%3A+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (38), (2010).</li>
<li>Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wall+stress+and+patterns+of+hypertrophy+in+the+human+left+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle.</a> J Clin Invest. 56 (1), 56-64 (1975).</li>
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<li>Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cardiac+function+with+the+pressure-volume+conductance+system+following+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+-+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice.</a> Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293 (5), H2870-H2877 (2007).</li>
<li>Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Catheterization+in+Mice+to+Measure+the+Pressure+Volume+Relationship%3A+Investigating+the+Bowditch+Effect%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect.</a> JoVE J Vis Exp. (100), e52618(2015).</li>
<li>Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+response+to+pressure+overload+in+129S1%2FSvImJ+and+C57BL%2F6J+mice%3A+temporal-+and+background-dependent+development+of+concentric+left+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (5), H2119-H2130 (2007).</li>
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<li>Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K. W., Chow, B. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (121), (2017).</li>
<li>Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice+for+Induction+of+Left+Ventricular+Hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy.</a> J Vis Exp. (127), (2017).</li>
<li>Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., Baumgarten, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Murine+Closed-chest+Model+of+Myocardial+Ischemia+and+Reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion.</a> J Vis Exp JoVE. (65), (2012).</li>
<li>Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+ventilation+of+isolated+mouse+lungs+on+surfactant+and+inflammatory+cytokines%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines.</a> Eur Respir J. 17 (3), 488-494 (2001).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El inicio rápido de la hipertensión arterial debido a la TAC diferencia de hipertrofia clínicamente relevante causada por estenosis aórtica o hipertensión. Sin embargo, el uso de modelos animales pequeños para inducir insuficiencia cardíaca tiene muchas ventajas y es, por tanto, elegido por muchos investigadores11. Este modelo de pecho cerrado mejora los modelos ya existentes de la técnica quirúrgica para inducir constricción aórtica transversal en ratones4.
<p class="j...

Modelos de ratón se utilizan a menudo para mímico enfermedades humanas1. Constricción aórtica transversal (TAC) se utiliza para inducir sobrecarga de presión y ventricular izquierdo hipertrofia2. El modelo de TAC de tórax abierto en ratones fue validado por Rockman et al. 3 y el procedimiento quirúrgico es descrito en detalle por DeAlmeida et al. 4. anillamiento de la aorta transversa es más favorable en comparación con constricción aórtica abdominal debido a una porción más grande de la circulación puede compensar los efectos negativos de este último procedimiento2.
Las bandas de la aorta transversa conduce a un aumento de la presión arterial en la aorta ascendente y la arteria braquiocéfala pero deja suficiente perfusión de los órganos a través de los vasos distales (es decir, la arteria carótida común izquierda, subclavia izquierda arteria y aorta descendente). Esto conduce a una mayor poscarga cardiaca y una tensión de la pared cardiaca elevada. La tensión de la pared disminuye posteriormente debido al engrosamiento de la fibra5. El cambio crónico en la hemodinámica cardiaca produce dilatación del ventrículo izquierdo y la adaptación. De esta manera la TAC crea un modelo reproducible de la hipertrofia cardiaca, llevando eventualmente a insuficiencia cardíaca.
El procedimiento estándar para TAC según lo descrito por DeAlmeide et al. 4 acerca del arco aórtico mediante una toracotomía superior parcial mediante disección de las costillas o el esternón y entrar en el mediastino y la cavidad pleural. Esto permite una buena visión de arco aórtico y sus ramas laterales. Por desgracia, no pueden ser reatadas las costillas disecadas, que deja flotar libremente y alterando la dinámica de la respiración.
Por lo tanto, establecimos un acercamiento como mínimo invasor del cerrado-pecho al arco aórtico mediante un abordaje lateral a través del espacio intercostal 2nd . La mayor ventaja de este modelo es la capacidad de realizar TAC sin cortar incluso a través de las costillas. El trauma quirúrgico se limita a la incisión de la piel y la disección de los músculos intercostales. Este procedimiento minimiza el trauma en sí mismo y ayuda a mantener la estabilidad adecuada del pecho.
Aquí describimos un procedimiento paso a paso detallado para realizar la cirugía de la TAC en ratones sin realizar el total o la toracotomía superior. Doppler de alta frecuencia fue utilizado para asegurar el éxito de TAC como describió anteriormente 6,7.

<table><tbody><tr><td>Catéter de presión-volumen</td><td>Millar Instruments, EE. UU.</td><td>SPR-839</td><td></td></tr><tr><td>Ventilador de ratón</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Alemania</td><td>Minivent - TYPE 845</td><td></td></tr><tr><td>Ventilador de ratón</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Alemania</td><td>Conexión en Y con cánula de intubación OD 1,2 mm 73-2844</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador</td><td>Dr&auml; ger Medical AG&CO. KG, Alemania</td><td>19.3 Isofluran-Vaporizer (una versión más reciente está disponible bajo el número de catálogo&nbsp; D-877-2010)</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio&nbsp;</td><td>Leica Microsystems, Alemania</td><td>MZ 7.5</td><td></td></tr><tr><td>Fuente de luz&nbsp;</td><td>Schott AG, Alemania</td><td>KL 1500 LCD</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Prolene</td><td>Ethicon, EE. UU</td>. <td>Sutura de polipropileno BV-1 9,3 mm Sutura 3/8c</td><td>para cirugía</td></tr><tr><td>Seraflex</td><td>Serag Wiessner, Alemania</td><td>USP 5/0 schwarz; &nbsp; IC108000&nbsp;</td><td>Sutura para constricción</td></tr><tr><td>Mesas de operaciones controladas por homeotermia</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Alemania</td><td>Typ 872/3 HT con soporte de trípode y controlador homeotérmico Tipo 874; 73-4233</td><td></td></tr><tr><td>Sonda rectal flexible</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Alemania</td><td>1,6 mm de diámetro exterior; 55-7021</td><td></td></tr><tr><td>Instrumento de visualización de señales Doppler Indus</td><td>Instruments, EE. UU.</td><td>Estación de trabajo de procesamiento de señales Doppler (DSWP) con módulo</td><td></td> Doppler pulsado de 20 MHz</tr><tr><td>Pinza intracapsular Arruga Altomed</td><td>, Reino Unido</td><td>A5400</td><td></td></tr><tr><td>Sonda Doppler</td><td>Indus Instruments, EE. UU</td>. <td>20MHz Sonda</td><td></td>montada en tubo</tr><tr><td>Jaffe Retractor de tapa</td><td>Altomed, Reino Unido</td><td>A3513</td><td></td></tr></tbody></table>

un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Investigación en hipertrofia cardíaca e insuficiencia cardíaca con frecuencia se basa en modelos de ratón de sobrecarga de presión inducidos por la TAC. El procedimiento estándar consiste en realizar una toracotomía parcial para visualizar el arco aórtico transversal. Sin embargo, el trauma quirúrgico causado por la toracotomía en pecho abierto modelos cambia la fisiología respiratoria como las costillas están disecadas y salió sueltas tras cierre de pecho. Para evitar esto, hemos establecido un acercamiento como mínimo invasor, cerrado pecho vía toracotomía lateral. Aquí nos acercamos a arco aórtico mediante el espacio intercostal 2nd sin entrar en las cavidades del pecho, dejando el ratón con una lesión menos traumática para recuperarse. Realizamos esta operación usando configuración de laboratorio estándar para procedimientos de pecho abierto TAC con tasas de supervivencia igual. Aparte de mantener patrones de respiración fisiológica debido a lo cerrado del pecho, los ratones parecen beneficiarse, mostrando una recuperación rápida, como la técnica menos invasiva para facilitar un proceso curativo rápido y para reducir la respuesta inmune después de un traumatismo.

Un TAC éxito garantiza la inducción de sobrecarga de presión y la hipertrofia ventricular izquierda. Una validación especial de sobrecarga de presión se logra mediante la medición de la velocidad de flujo Doppler como se muestra en la figura 2. Mientras que la velocidad de flujo arterial preoperatoria es igual en ambas arterias carótidas, TAC provoca una velocidad aumentada de sangre en la arteria carótida derecha debido a la presión elevada en el ventrículo ...

Aquí, presentamos un protocolo de constricción aórtica transversal (TAC) a través de una toracotomía lateral. Esta técnica es un procedimiento quirúrgico mínimamente invasivo, cerrado pecho con el objetivo de simular la sobrecarga de presión y la insuficiencia cardíaca en ratones utilizando la configuración estándar de laboratorio de TAC.

Un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

El objetivo general de este procedimiento es realizar la constricción aórtica transversa, en un modelo murino de tórax cerrado, induciendo hipertrofia miocárdica ventricular izquierda. Esta técnica mínimamente invasiva, ayuda a reducir los problemas respiratorios, y minimizar la respuesta inflamatoria. Este método puede ayudarnos a responder preguntas clave, en el campo de la inmunología, por ejemplo, la respuesta de la macrofagia cardíaca en el desarrollo de hipertrofia ventricular izquierda.La principal ventaja de esta técnica es que la caja torácica permanece intacta y, por lo tanto, se minimiza el traumatismo. Dado que los espacios y los volúmenes de marea se adaptan al peso corporal, este protocolo se puede utilizar en ratones de diferentes tamaños. También reduce el trauma quirúrgico y disminuye la desviación en los valores de medición.Después de anestesiar un ratón, de acuerdo con el protocolo de texto, mueva el mouse a una mesa de operaciones con temperatura controlada y separe la nariz que está conectada a la caja de inducción de anestesia para mantener la narcosis. Con una sutura de nylon, fije los incisivos superiores del ratón. Pellizca la cola para asegurar la ausencia

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Medicine

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Constricción de la aorta transversal (TAC) en el ratón es un modelo de uso experimental para estudiar mecanismos que subyacen a la hipertrofia cardíaca y el desarrollo de insuficiencia cardíaca. Aquí se describen los procedimientos para contraer la aorta para crear un grado de reproducibilidad de la hipertrofia cardiaca en ratones.

Constricción de la aorta transversa en ratones

El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

En este video, demostramos un protocolo experimental para la constricción aórtica transversa mínimamente invasiva en ratones para examinar la insuficiencia cardíaca inducida por sobrecarga de presión.

Bandas del arco aórtico transversal en modelo de ratón: una técnica mínimamente invasiva en ratones para la inducción de alta presión en el ventrículo izquierdo

Se describe un procedimiento paso a paso para la creación de la sobrecarga de presión e hipertrofia del ventrículo izquierdo en ratas Wistar por la constricción de la aorta ascendente mediante un pequeño clip metálico. Este modelo se utiliza ampliamente para el estudio de los cambios de remodelación durante la hipertrofia cardíaca y para la identificación y evaluación de las estrategias para la regresión de dichos cambios.

Ascendente aórtica Constricción en ratas para la Creación de la sobrecarga de presión hipertrofia cardíaca Modelo

El objetivo de este protocolo es evaluar de forma no invasiva los cambios estructurales y funcionales cardiacas en un modelo de ratón de la enfermedad cardíaca creado por constricción de la aorta transversal, utilizando B y en modo M ecocardiografía y color / de pulso Doppler de onda.

Evaluación de la cardíaco morfológica y funcional Los cambios en el modelo de ratón de la constricción de la aorta transversa por ecocardiográfico Imaging

Mínimamente invasiva constricción de la aorta transversal (MTC) conserva los elementos esenciales de la constricción de la aorta transversal regular (TAC) al tiempo que elimina el uso de un ventilador con intubación traqueal. Demuestra ser un método altamente deseable para los estudios de alto rendimiento de sobrecarga ventricular izquierda, sobre todo en estudios de traducción.

La constricción aórtica mínimamente invasiva transversal en ratones

El objetivo de este protocolo es describir paso a paso la técnica de invasión mínima constricción aórtica transversal (TAC) en ratones. Por la eliminación de la intubación y la ventilación que son obligatorios para el procedimiento estándar utilizado, mínimamente invasiva TAC simplifica el procedimiento operativo y reduce el esfuerzo puesto en el animal.

Técnica mínimamente invasiva constricción aórtica transversal en ratones para la inducción de la hipertrofia Ventricular izquierda

Este protocolo presenta un método mejorado para obtener hipertrofia miocárdica transitoria con sutura absorbible, simulando la disminución de la hipertrofia ventricular izquierda después de eliminar la sobrecarga de presión. Podría ser valioso para los estudios sobre el preaccondicionamiento hipertrófico miocárdico.

Operación de constricción aórtica transversal con sutura absorbible para obtener hipertrofia miocárdica transitoria

El presente protocolo describe una técnica modificada y simplificada con un procedimiento de constricción aórtica transversa (TAC) mínimamente invasivo utilizando un retractor de fabricación propia. Este procedimiento se puede realizar sin un ventilador o microscopio e introduce sobrecarga de presión, lo que eventualmente conduce a hipertrofia cardíaca o insuficiencia cardíaca.

Una técnica modificada para la constricción aórtica transversa en ratones

La infección de ratones con un adenovirus que expresan el autoantígeno humano importante del citocromo P450 2D6 (hCYP2D6) reconocidos por los sueros de los pacientes con tipo 2, los resultados de hepatitis autoinmune en una forma persistente de la enfermedad hepática autoinmune mediada por la hepatitis se caracteriza por una amplia fibrosis, y la generación de un CYP2D6 la respuesta inmune específica.

El CYP2D6 Animal Modelo: cómo inducir a la hepatitis autoinmune en ratones

Aprenda a realizar constricción aórtica transversal en ratones mediante un modelo de tórax cerrado para inducir hipertrofia ventricular izquierda con mínimo trauma quirúrgico.

Un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones

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