Name: Novedoso método de plásmido ADN entrega al urotelio de la vejiga de ratón por electroporación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-03T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 38 s
Description: Aprende a entregar plásmidos de ADN al urotelio vesical de ratón mediante cateterismo uretral y electroporación in vivo. Esta técnica rápida genera modelos murinos autóctonos para investigar el cáncer de vejiga y terapia génica.

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Agradecemos profesor Bin Chen, Dr. Yue Zhang y Kendy Hoang ayuda con la configuración del sistema de electroporación. Este trabajo fue financiado por becas del NIH y beneficio grupo de cáncer de Santa Cruz a Z.A.W.

Todos los procedimientos aquí descritos se realizaron conforme a las directrices y reglamentos de la institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC) de la Universidad de California Santa Cruz.
1. plásmido y preparación de herramientas
<ol><li>Para cada vejiga transfectar, preparar al menos 20 μl del plásmido de ADN (1 μg/μl).</li>
	<li>Añadir 1 μl de azul de tripano a 20 μl de solución de plásmido en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL. Pipeta para mezclar bien.</li>
	<li>Autoclave de todo quirúrgico instrumentos y esterilizar el área de trabajo con etanol al 70%. Rocíe los instrumentos quirúrgicos y guantes con etanol al 70% con frecuencia o utilizar un esterilizador de bolas de cristal cuando realice los pasos siguientes para mantener condiciones estériles.</li>
</ol>2. anestesia Animal
<ol><li>Utilice un sistema de anestesia superior tabla para anestesiar el animal con isoflurano. Encienda el tanque de O2 y ajustar el flujómetro de oxígeno de 1 L/min.</li>
	<li>Colocar un ratón C57BL/6J femenino adulto en la cámara de inducción. Encender y ajustar el vaporizador de isoflurano al 3% para la inducción. El ratón debe estar en anestesia en 2 minutos administrar analgésico de la buprenorfina (0.1 mg/kg) por vía subcutánea al quitar el ratón de la cámara de inducción para la analgesia preventiva. Nota: En el presente Protocolo, ratones femeninos se utilizan, como son más fáciles de trabajar con durante la cateterización de la uretra. El protocolo también funciona para ratones machos, pero se necesita mucho cuidado al realizar el paso 3.</li>
	<li>Aplicar pomada oftálmica en los ojos del animal para evitar la sequedad. Coloque el ratón anestesiado hacia arriba sobre una almohada con la nariz en el cono de nariz. Gire el interruptor de circuito de aire para dejar isoflurano a través del cono de nariz.</li>
	<li>Sujetar la cabeza y el cono de la nariz con cinta adhesiva. Ajustar el vaporizador de isoflurano al 2% para mantenimiento.</li>
	<li>Sujetar las extremidades con cinta adhesiva. Realizar pruebas del pellizco del dedo del pie para asegurarse de que el animal está en anestesia profunda y luego afeitarse la zona abdominal.</li>
</ol>3. orina agotamiento y lavado de vejiga
<ol><li>Aplique lubricante a la sonda (24G, longitud de 2,11 cm, diámetro externo de 0,045 cm) y asegúrese de que su superficie externa está cubierta totalmente.</li>
	<li>Inserte el catéter en la abertura de la uretra y empuje lentamente hasta llegar a la vejiga, momento en el que la orina debe salir a través del catéter. Presione suavemente el abdomen para ayudar a la disminución de la orina.<ol>
<li>Comprobar si el catéter se inserta correctamente en la vejiga observando automático orina salida. Evite puncionar la pared de la uretra y la vejiga y aplique lubricante varias veces si es necesario.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Descartar la orina con una pipeta en un vaso de residuos.</li>
	<li>Pipetear 80 μl de tampón fosfato salino (PBS) en el extremo externo del catéter, con el otro extremo en la vejiga. Cuidadosamente coloque una jeringa de 1 mL a la sonda. Empuje suavemente la jeringa para inyectar el PBS de la vejiga. Deje algunos PBS en el catéter para evitar la creación de burbujas de aire en la vejiga.</li>
	<li>Quite la jeringa. Esperar para que PBS drenar fuera de la vejiga. Presione suavemente el abdomen para evacuar a PBS.</li>
	<li>Descartar el PBS en el catéter con una pipeta en el vaso de residuos.</li>
	<li>Repita dos veces más PBS lavado (pasos 3.4-3.6). Nota: Es fundamental trabajar suavemente durante estos pasos de lavado. Sangre en el catéter o el fracaso de automático hacia fuera-flujo de líquido indica generalmente la uretra se perfora a través. También es importante evitar la introducción de burbujas de aire, ya que reducirá la eficacia de la electroporación.</li>
</ol>4. plásmido entrega
<ol><li>Etanol al 70% se aplica al abdomen de ratón y utilizar un bisturí para hacer una incisión vertical de 1 cm para abrir la piel abdominal sobre la vejiga.</li>
	<li>Pipeta de al menos 20 μl del plásmido más solución de azul de tripano en el extremo externo del catéter y conecte la jeringa.</li>
	<li>Inyecte la solución de plásmido en la vejiga. Si la vejiga se vuelve azul, la inyección es exitosa. Deje un poco de líquido en el catéter para evitar la creación de burbujas de aire en la vejiga.</li>
	<li>Agarrar el orificio uretral externo con unas pinzas y retire el catéter y la jeringa. Utilice una cuerda para apretar el orificio uretral externo. Hacer dos lazos con la cadena y luego atar con dos nudos. Nota: Estrechamiento de la uretra es importante para la prevención de retroflujo de líquido de plásmido.</li>
	<li>Encienda el generador de electroporación con los siguientes parámetros: 33V, 50 ms tiempo de trabajo y 950 ms tiempo.</li>
	<li>Mantenga la vejiga con las pinzas y pellizcar la vejiga con dos electrodos. Empuje el pedal de pie para llevar a cabo la electroporación. Nota: Los impulsos eléctricos se establecen se produzca 5 veces con intervalos cortos después de cada pulsación del pedal. El ratón puede twitch en este proceso. Empujar el pedal más de una vez puede aumentar la eficiencia de la entrega, pero demasiados impulsos eléctricos pueden dañar la integridad del tejido del urothelium.<ol>
<li>Evite cualquier contacto entre las pinzas y los electrodos, ya que esto va a generar una chispa.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. recuperación
<ol><li>La sutura la abertura abdominal y piel con sutura quirúrgica estéril y clips. Aplicar yodo en la herida.</li>
	<li>Eliminar el animal en el sistema de isoflurano. Administrar el analgésico de la buprenorfina (0.1 mg/kg) por vía subcutánea para aliviar el dolor post-surgical.</li>
	<li>Mantener el animal en la almohada y volver a la jaula casera después de la recuperación completa. Compruebe el animal al menos una vez al día para la movilidad normal, beber y la alimentación comportamientos y no hay signos de infección hasta que la incisión haya sanado y luego retire los clips. Administrar las inyecciones subsecuentes de buprenorfina analgésico si el animal muestra síntomas de dolor tales como reducir la preparación, mayor agresividad y vocalización.</li>
</ol>

<ol><li>Sharpless, N. E., Depinho, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mighty+mouse%3A+genetically+engineered+mouse+models+in+cancer+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The mighty mouse: genetically engineered mouse models in cancer drug development.</a> Nat Rev Drug Discov. 5 (9), 741-754 (2006).</li>
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<li>Yin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+editing+with+Cas9+in+adult+mice+corrects+a+disease+mutation+and+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Genome editing with Cas9 in adult mice corrects a disease mutation and phenotype.</a> Nat Biotechnol. 32 (6), 551-553 (2014).</li>
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<li>Boutin, C., Diestel, S., Desoeuvre, A., Tiveron, M. C., Cremer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+in+vivo+electroporation+of+the+postnatal+rodent+forebrain%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Efficient in vivo electroporation of the postnatal rodent forebrain.</a> PLoS One. 3 (4), e1883(2008).</li>
<li>Saito, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electroporation+in+the+embryonic+mouse+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">In vivo electroporation in the embryonic mouse central nervous system.</a> Nat Protoc. 1 (3), 1552-1558 (2006).</li>
<li>Molotkov, D. A., Yukin, A. Y., Afzalov, R. A., Khiroug, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+delivery+to+postnatal+rat+brain+by+non-ventricular+plasmid+injection+and+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Gene delivery to postnatal rat brain by non-ventricular plasmid injection and electroporation.</a> J Vis Exp. (43), (2010).</li>
<li>Walantus, W., Castaneda, D., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E15+mouse+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In utero intraventricular injection and electroporation of E15 mouse embryos.</a> J Vis Exp. (6), e239(2007).</li>
<li>Follenzi, A., Santambrogio, L., Annoni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immune+responses+to+lentiviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Immune responses to lentiviral vectors.</a> Curr Gene Ther. 7 (5), 306-315 (2007).</li>
</ol>

Los autores no declaran intereses que compiten.

La electroporación aumenta la permeabilidad de la membrana de la célula y es una poderosa tecnología para gene i16. Entrega del gene en roedores vivos por la electroporación se ha utilizado con frecuencia en Neurobiología campos17,18,19,20,21. Sus posibles aplicaciones en muchos otros órganos no se han explorado extensivamente. A nuestr...

Modelos de ratón modificados genéticamente (GEMMs) han estado jugando un papel esencial en la expansión de nuestro conocimiento sobre el desarrollo animal, gene funciones en vivoy los mecanismos de progresión de la enfermedad1,2. Del germline GEMMs tradicionalmente se desarrollan de dos formas. La primera es la creación de ratones transgénicos mediante inyección pronuclear del plásmido de ADN seguida por el trasplante de cigotos en las hembras seudopreñadas. El otro es la generación de ratones knock-out/knock-in por la recombinación homóloga en células madre embrionarias y el desarrollo de quimeras. Condicional knockout de genes en un tipo específico de tejido o células de interés consiste en la cría de alelos genéticamente con Cre y flox para varias generaciones. Todo el proceso puede ser costoso y desperdiciador de tiempo, especialmente si el objetivo es atacar múltiples genes tejido específica. Recientemente, se han aplicado tecnologías de edición de gene como clusters regularmente otro corto palindrómico repeticiones (CRISPR) a varios órganos de los ratones para inducir alteraciones genéticas específicas de tejido para el cáncer autóctono modelado3, 4,5,6,7 o mutaciones de la enfermedad correcta en situ8,9. En estos estudios, la entrega de los vectores de gRNA generalmente se logra a través de infección adenoviral o lentivirales del órgano o hidrodinámica inyección en la vena de la cola. La relativa facilidad de la entrega de los componentes CRISPR para el pulmón y el hígado ha mejorado la comodidad y eficiencia de cáncer en estos órganos en comparación con los modelos tradicionales de ratón basado en Cre-Lox.
El urotelio de la vejiga es donde se originan la mayoría los tumores de vejiga. La entrega de vectores de DNA en el urotelio de la vejiga para terapia de modelado o gen del cáncer se ve entorpecida por una capa de glicosaminoglicanos de la superficie urotelial apical, que actúa como una barrera para la adherencia del virus infeccioso10,11. Varios agentes pretratamiento Syn3 como dodecil-β-d-maltoside se han utilizado para interrumpir esta barrera y mejorar adenovirus Infección eficiencia12,13,14. No se ha divulgado si virus adeno-asociados (AAVs) efectivamente pueden infectar la vejiga. En general, un método basado no sería deseable. Aquí, describimos un nuevo método desarrollado en el laboratorio para la eficiente entrega de plásmido de ADN en el urotelio de ratón a través de la cateterización de la uretra y electroporación. Porque nuestro enfoque no implica pretratamiento químico de la capa de glicosaminoglicanos o producción del virus, significativamente simplifica la entrega de plásmidos de ADN en el urotelio de la vejiga de ratón y debe facilitar varios estudios en vivo de enfermedades de la vejiga.

<table><tbody><tr><td>BD 1mL TB Jeringa</td><td>Fisher</td><td>148232E</td> Buprenorfina <td></td></tr><tr><td></td><td>Sigma</td><td>B9275-50MG</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Dumont</td><td>Roboz Surgical Instr</td><td>RS-5005</td><td>Tratar con etanol al 70% antes del uso quirúrgico</td></tr><tr><td>ECM830 SQ Electroporador</td><td>de onda Harvard Apparatus 450052</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Exel International Safelet Safelet Catéteres intravenosos</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-841-21</td><td>24G, 2,11 cm de longitud, 0,045 cm de diámetro exterior</td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección extrafinas</td><td>Roboz Surgical Instr</td><td>RS-5135</td><td>Tratar con etanol al 70% antes del uso quirúrgico</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Vet one</td><td>501017</td><td></td></tr><tr><td>K& H Alfombra de descanso calentada para animales pequeños, 9 por 12 pulgadas</td><td>Amazon</td><td>n/a</td><td>Cubra la alfombra térmica con toallas de papel</td></tr><tr><td>Pomada oftálmica</td><td>Fisher</td><td>NC0849514</td><td></td></tr><tr><td>PBS, pH7.4</td><td>Life Technologies</td><td>10010049</td><td></td></tr><tr><td>Puntas de pipeta 200 &micro; L</td><td>USA Scientific</td><td>1111-0206</td><td></td></tr><tr><td>Puntas de pipeta, ajuste universal; 0,1 a 10 y micro; L Fisher</td><td></td><td>02707438(CS)</td><td></td></tr><tr><td>PIPETMAN NEO P2</td><td>Gilson</td><td>F144561</td><td></td></tr><tr><td>PIPETMAN NEO P200N</td><td>Gilson</td><td>F144565</td><td></td></tr><tr><td>plásmido CAG-GFP</td><td>Addgene</td><td>16664</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de platino 5 mm</td><td>Aparato Harvard</td><td>450489</td> 5 <td>mm de diámetro</td></tr><tr><td>Tijeras</td><td>Roboz Surgical Instr</td><td>RS-5880</td><td>Tratar con Etanol al 70% antes del uso quirúrgico</td></tr><tr><td>Cordón de cuerda</td><td>Amazon</td><td>n/a</td><td>Artesanía Mandala 150D 210D 0,8 mm Costura de cuero de 1 mm Cordón de hilo encerado plano</td></tr><tr><td>Cinta, Scotch</td><td>Fisher</td><td>19047257</td><td></td></tr><tr><td>Therio-gel Lubricante veterinario</td><td>PBS salud animal</td><td>353-736</td><td></td></tr><tr><td>Tinte azul de tripán</td><td>Life Technologies</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>V-1 Tablero de mesa sistema de anestesia</td><td>VetEquip</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl violeta sutura 18" FS-2 corte 5-0</td><td>Fisher</td><td>NC0578475</td><td></td></tr><tr><td>Walgreens Povidona Yodada 10%</td><td>Walgreens</td><td>953982</td><td></td></tr><tr><td>Pinza para heridas</td><td>Fisher</td><td>018045</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de pinzas para heridas</td><td>Fisher</td><td>01804</td><td></td></tr></tbody></table>

novedoso método de plásmido adn entrega al urotelio de la vejiga de ratón por electroporación

Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation

Modelos de ratón modificados genéticamente (GEMMs) son extremadamente valiosos en revelar nuevos biológicos penetraciones en los mecanismos de iniciación y progresión de enfermedades como el cáncer. Ratones transgénicos y condicional knockout se han utilizado con frecuencia para la sobreexpresión del gen o la ablación de tejidos específicos o tipos en vivo. Sin embargo, generación de modelos de línea germinal del ratón puede ser lentas y costosas. Los avances recientes en gene de la edición de tecnologías y la factibilidad de entrega de plásmidos de ADN por infección viral han permitido la rápida generación de germline no autóctonas ratón cáncer modelos para varios órganos. La vejiga es un órgano que ha sido difícil para vectores virales acceder, debido a la presencia de una capa de glicosaminoglicanos cubriendo el urotelio. Aquí, describimos un nuevo método desarrollado en el laboratorio para la eficiente entrega de plásmidos de ADN en el ratón vesical urotelio en vivo. A través de la instilación intravesical de plásmido de DNA pCAG-GFP y electroporación de vejiga quirúrgico expuesta, mostramos que el plásmido de ADN puede ser entregado específicamente en las células uroteliales de vejiga de expresión transitoria. Nuestro método proporciona una manera rápida y conveniente para la sobreexpresión y knockdown de genes en la vejiga de ratón y puede aplicarse a la construcción de GEMMs de cáncer de vejiga y otras enfermedades urológicas.

Para demostrar el éxito de la entrega del gene en el urotelio de la vejiga, se utilizó el plásmido de15 pCAG-GFP para la electroporación. 20 μl de solución de azul de tripano y plásmido fue inyectado a través de la uretra y se administraron 5 pulsos eléctricos. Después de 48 h, diseca la vejiga de ratón y observaron manchas de fluorescencia de GFP bajo el microscopio de fluorescencia de la disección, mientras que un negativo control de vejiga que no se someten a el...

Se describe un método novedoso para la entrega de plásmido de DNA en las células uroteliales del ratón vejiga en vivo a través de la cateterización de la uretra y electroporación. Ofrece una manera rápida y conveniente para la generación de modelos de ratón autóctonas de enfermedades de la vejiga.

Novedoso método de plásmido ADN entrega al urotelio de la vejiga de ratón por electroporación

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms ...

El objetivo general de este método es introducir plásmidos de ADN en el urotelio de la vejiga de ratones vivos in vivo para la sobreexpresión de genes o la edición del genoma. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del cáncer de vejiga, como ¿cómo las diferentes mutaciones genéticas promueven la progresión del cáncer de vejiga? La principal ventaja de esta técnica es que proporciona una forma rápida y conveniente de administrar genes a la vejiga sin los problemas de seguridad y las barreras técnicas asociadas con los vectores virales.Primero tuve la idea de este método de tratar de usar cualquier virus asociado modificado para la entrega de ADN, lo que no funcionó bien en la vejiga. La implicación de esta técnica también puede extenderse hacia la terapia génica porque la electroporación puede lograr una entrega eficiente de plásmidos de ADN en las células uroteliales. La demostración del procedimiento correrá a cargo de Ofir Stefanson y Yueli Liu, de mi laboratorio.Para comenzar este procedimiento, autoclave todos los instrumentos quirúrgicos y esterilice el espacio de trabajo con etanol al 70%. Rocíe los instrumentos quirúrgicos y los guantes con etanol a

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Un método de transferencia de genes en el cerebro del ratón en desarrollo se describe mediante el uso de un método único quirúrgica y la forma especial de los electrodos. Esta técnica única permite la transfección de ADN de plásmido temporal y espacialmente, lo que ayudará a muchos neurocientíficos en el estudio de desarrollo del cerebro.

Del ratón en el útero de electroporación: Transefection controlada Gene espacio-temporal

En este video, describimos un procedimiento basado en catéter para vaciar y enjuagar la vejiga urinaria de un modelo de ratón. A continuación, el ratón preparado se puede utilizar para otros procedimientos experimentales.

Depleción de orina y enjuague de la vejiga en un modelo de ratón: un procedimiento basado en catéter para vaciar y lavar la vejiga urinaria murina

Este video demuestra la entrega de plásmido de ADN en el urotelio de la vejiga de ratón utilizando una combinación de técnicas de cateterismo uretral y electroporación. El procedimiento descrito permite la generación de modelos de cáncer de vejiga en ratones.

Entrega de plásmidos de ADN en urotelio de vejiga de ratón: un procedimiento basado en electroporación para administrar de manera eficiente plásmidos de ADN en células uroteliales de vejiga murina para generar modelos de ingeniería genética

En este video, presentamos el protocolo para la inyección hidrodinámica de plásmidos en la pelvis renal del riñón de ratón para la transfección de ácidos nucleicos. Esta técnica permite la administración de plásmidos específicos de órganos mediante la utilización del principio de alta presión hidrostática, que impulsa con fuerza los plásmidos al sitio específico sin causar lesiones tisulares.

Inyección hidrodinámica de pelvis renal: una técnica para administrar directamente el ADN a las células renales de un modelo murino

Este video demuestra la entrega de ADN plasmídico en células neuronales cerebelosas de embriones murinos utilizando electroporación en el útero. Este método es útil para comprender la función in vivo de los genes en el desarrollo normal del cerebro y los cambios en la expresión génica de las células neuronales durante la progresión tumoral.

Entrega de genes basada en electroporación en el útero: una técnica para inyectar ADN plasmídico en células cerebelosas embrionarias de embriones murinos

Este video demuestra la técnica de electroporación que introduce ADN plásmido codificante de proteínas fluorescentes en precursores de células granulosas cerebelosas primarias de ratón.

Entrega de genes in vitro mediada por electroporación: una técnica de pulso eléctrico para introducir plásmidos fluorescentes que codifican proteínas reporteras en células cultivadas

Implantación de células de cáncer en el órgano de origen puede servir como un modelo preclínico útil para evaluar nuevas terapias. Células de carcinoma de vejiga MB49 se pueden cultivar dentro de la vejiga después de la instilación intravesical. Este protocolo demuestra la cateterización de la vejiga de ratón para el propósito de la implantación del tumor y la entrega adenoviral.

Un modelo ortotópico de cáncer de vejiga de Estudios de liberación de genes

La superficie pial es una zona de progenitor único en el sistema nervioso central que está recibiendo cada vez más atención. En esto, detallamos un método para la manipulación genética rápida de esta zona progenitor utilizando un método de electroporación modificado. Este procedimiento se puede utilizar para investigaciones celulares y moleculares de los linajes de células y vías de señalización implicadas en la diferenciación celular y para dilucidar el destino y las propiedades de las...

Neonatal electroporación superficie pial

Este artículo describe la microinyección y electroporación de testículo de ratón in vivo como una técnica de transfección de células de ratón testiculares para estudiar procesos únicos de la espermatogénesis. El protocolo presentado implica etapas de preparación capilar de vidrio, microinyección a través del conducto eferente, y transfección por electroporación.

En Vivo microinyección y electroporación del mouse Testis

La electroporación del ADN plásmido en el músculo esquelético es un método viable para modular la expresión génica sin comprometer la contractilidad muscular en ratones.

Electroporación del ADN plásmido en el músculo esquelético del ratón

Se describen métodos para la generación de grandes cantidades de adenovirus recombinantes, que luego se pueden utilizar para transducir el urotelio nativo de roedores permitiendo la expresión de transgenes o la regulación a la baja de productos génicos endógenos.

Expresión de transgenes en urotelio de vejiga nativa mediante transducción mediada por adenovirus

Aprende a entregar plásmidos de ADN al urotelio vesical de ratón mediante cateterismo uretral y electroporación in vivo. Esta técnica rápida genera modelos murinos autóctonos para investigar el cáncer de vejiga y terapia génica.

Novedoso método de plásmido ADN entrega al urotelio de la vejiga de ratón por electroporación

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