Name: Porcina como un módulo de capacitación para la reconstrucción Microvascular de cabeza y cuello (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Aprenda a utilizar el colgajo perforante de la arteria epigástrica superior en cerdo como módulo de entrenamiento para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello. Este método estructurado mejora las habilidades quirúrgicas de principiantes.

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Este trabajo fue financiado y apoyado por el programa de investigación de ciencia básica a través de la nacional investigación Fundación de Corea (NRF) financiado por el Ministerio de ciencia, TIC y planeación de futuro (2015R1C1A1A01051907). Este trabajo también fue apoyado por el programa de investigación de ciencia básica a través de la nacional investigación Fundación de Corea (NRF) financiado por el Ministerio de ciencia, TIC y planeación de futuro (NRF-2016M3A9E9941746).

Este estudio fue dirigido y aprobado por el Departamento de laboratorio Animal recursos, Yonsei Instituto de investigaciones biomédicas, Universidad de Yonsei University College of Medicine, acreditado por la Asociación para la evaluación y acreditación de laboratorio Animal Care Internacional. Este estudio siguió las directrices para el cuidado y uso de animales de laboratorio del Instituto de laboratorio Animal recursos Comisión en Consejo Nacional de investigaciones de Ciencias de la vida. Todos los cerdos se aclimataron durante una semana antes de la operación.
1. preparación
<ol><li>Mantenga los cerdos sin alimento por más de 12 h antes de anestesia general con acceso gratuito al agua. Nota: Seis cerdos Yorkshire hembra se utilizaron 25 – 30 kg de peso.</li>
	<li>Use una aguja de calibre 16 de 1 cm de longitud para inyectar por vía intramuscular alfaxan (1 mg/kg) y xilacina (2 mg/kg) azaperone (2 mg/kg) detrás y debajo de la oreja para iniciar la anestesia.</li>
	<li>Afeitado la línea media anterior del cuello y la pared abdominal del cerdo con una afeitadora de eliminación de cabello quirúrgica.</li>
	<li>Asegurar una vía intravenosa (IV) a través de la vena central o marginal de la oreja en el lado posterior de la aurícula con una aguja de 22 G. Inyectan ketorolaco (1 mg/kg) a través de una línea IV.</li>
	<li>Entonces inyectar atropina (0,04 mg/kg) por vía intramuscular como se describe en 1.2. Inyectar por vía intramuscular como se describe en 1.2 cefazolina (30 mg/kg).</li>
	<li>Poner el cerdo acostado en posición supina sobre la mesa de quirófano.</li>
	<li>Permitir que el cerdo a la respiración 2 L de oxígeno con el 5% de isoflurano mediante anestesia porcina máscara espontáneamente.</li>
	<li>Exponer las cuerdas vocales por la boca mediante el uso de un laringoscopio y rociar con dos soplos de la solución tópica de lidocaína 2% para prevenir el Laringoespasmo inducido por intubación.</li>
	<li>Intubar con un tubo de 6.5 mm, inflar el manguito del tubo con 3-5 mL de aire con una jeringa sin aguja que se le atribuye. Nota: Realice capnometría para asegurar que el tubo traqueal, que es una parte de la máquina de anestesia, es en la posición correcta y hay CO2 a la máquina como una indicación de oxigenación adecuada.</li>
	<li>Mantener la anestesia después de la intubación con 2% de isoflurano.</li>
	<li>Use el ungüento veterinario en ojos de cerdo y cerrar con un remiendo del ojo cubierta.</li>
</ol>2. procedimiento: Sitio de recepción
<ol><li>Desinfectar el cuello y la pared abdominal con el scrub base de yodo solución 1%.</li>
	<li>Iniciar una incisión vertical línea media del cuello anterior utilizando lámina Nº 23 hasta el esternón.</li>
	<li>Diseccionar los músculos de la correa y se retraen lateralmente con Kelly tejido scissor y retractor de Lahey.</li>
	<li>Exponer la tráquea desde el primer anillo a la entrada torácica.</li>
	<li>Luego, exponer la arteria carótida común y la vena yugular interna para la anastomosis.</li>
	<li>Crear una ventana en el segundo o tercer cartílago traqueal, ~ 1 cm de ancho con hoja nº 11.</li>
	<li>Busca el tubo endotraqueal a través del defecto traqueal creado y asegúrese de que la aireación a través del tubo se continúa utilizando el ventilador sin fugas.</li>
</ol>3. procedimiento: Aleta sitio
Nota: La arteria epigástrica superior perforador (SEAP) aleta la cosecha puede realizarse, según el método descrito por Frederic Bodin7.
<ol><li>Diseño de un colgajo en la parte superior del abdomen por un rotulador quirúrgico (figura 1A).</li>
	<li>Crear una incisión cutánea elíptica 4 x 3 cm con un bisturí Nº 23 a la vaina anterior de la pared abdominal en el lado medial del colgajo dibujado (figura 1B).</li>
	<li>Elevar la vaina (cáscara) de la aleta del músculo de los Abdominis del músculo recto en busca de los perforadores que la aleta de la piel manteniendo la fascia por el allis.</li>
	<li>Realizar la disección intramuscular y seguir los perforadores a los vasos epigástricos superiores (figura 1B)</li>
	<li>Ahora realizar la incisión en la piel lateral en la solapa diseño (figura 1A) con un bisturí Nº 23 (figura 1)</li>
	<li>Abrazadera superior de los vasos epigástricos superiores y venas comitantes con la pinza hemostática y Kelly tejido tijeras para cortar por debajo de la pinza hemostática y ligar el vaso encima de la pinza de sutura 3-0. Luego retire la pinza.</li>
</ol>4. anastomosis y cierre
<ol><li>Poner en una lupa quirúrgica.</li>
	<li>Abrazadera de la arteria carótida con dos pinzas hemostáticas de 1-2 cm de distancia entre ellos.</li>
	<li>Uso micro-tijeras para cortar entre la arteria carótida y atar la parte superior de doble sutura aseguran de que no hay supuración.</li>
	<li>Utilice la abrazadera doble sin marco entre la arteria carótida y la arteria del colgajo.</li>
	<li>Iniciar anastomosis mediante 10-0 sutura simple espesor total interpretado.</li>
	<li>La primera estancia dos suturas separadas en la circunferencia de la nave y luego entre lugar 2-3 puntadas aproximadamente 120 grados.</li>
	<li>Suelte la abrazadera. Si hay sangre rezuma hace la sutura similar en el sitio supurando.</li>
	<li>Buscar el reflujo venoso de venas comitantes.</li>
	<li>Realizar anastomosis como se describe en el paso 4.1 a 4.7 para la vena yugular interna y venas comitantes (figura 1).</li>
	<li>Use un tamaño de aguja de jeringa 18 para pinchar la piel para asegurar la viabilidad de la aleta al ver una gota de sangre.</li>
	<li>Cierre la ventana traqueal y la sutura con fascia del músculo de la SEAP colgajo con sutura 3-0.</li>
	<li>Exteriorizar y sutura de una pala de piel de la aleta de la SEAP para la incisión en la piel de la línea media cervical (figura 2A).</li>
	<li>Cerrar la incisión de la piel del abdomen (figura 2B).</li>
</ol>5. postoperatorio cuidado
<ol><li>Regresar el cerdo en la posición propensa.</li>
	<li>Deje el isoflurano y retirar el cerdo del ventilador.</li>
	<li>Permitir que el cerdo recuperar en la jaula del animal y vigilar de cerca para asegurar su recuperación suave del procedimiento.</li>
	<li>Busque la aleta en el sitio de la reconstrucción después de la cura (figura 2).</li>
	<li>Buscar en el sitio donante en el animal después de la cura (Figura 2D).</li>
	<li>Iniciar lactato de Ringer a razón de 150 mL/h hasta recuperación completa y administrar 0.3 mg buprenorfina para la analgesia.</li>
	<li>Después de la extubación, monitorear el cerdo estrechamente hasta que recuperó la conciencia suficiente para mantener la posición y la respiración y es capaz de beber espontáneamente.</li>
	<li>Mantenga los cerdos después de la cirugía en lugar separado de animales no operados.</li>
	<li>Inicio amoxicilina – clavulanato intramuscular (14 mg/kg) durante 1 semana.</li>
	<li>Inicio Meloxicam intramuscular (0,2 mg/kg) durante 1 semana.</li>
</ol>6. eutanasia
<ol><li>Inicio anestesia del cerdo mediante la inyección de propofol por i.v. (5-10 mL) y mantener con isoflurano 5%.</li>
	<li>Intubación del cerdo tal como se describe en el paso (1.1, 1.2, 1.6-1.10).</li>
	<li>Inducir el paro cardíaco por la inyección intravenosa de 40 mmol de KCl.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Defectos y morbilidad significativa pueden ocurrir en cabeza y cuello a pacientes malignidad durante el tratamiento quirúrgico. Transferencia de tejido libre microvascular se ha convertido en esencial para la reconstrucción en la mayoría de los casos. La viabilidad de la aleta es una cuestión fundamental, que requiere estabilidad, precisa manipulación del pedículo, sensación táctil, habilidad visuoespacial y excelente flujo operativo del cirujano8. Para desarrollar estas habilidades, se necesita e...

Reconstrucción después de la cirugía para las enfermedades malignas de cabeza y cuello es un procedimiento difícil, asociado con una morbilidad significativa. Reconstrucción microvascular de la libre-aleta se ha establecido así como el acercamiento estándar a la reconstrucción de más de 20 años1,2,3. Transferencia de la aleta libre juega un papel importante en la mejora de la gestión de cabeza y cuello en pacientes con cáncer y lesiones poste-traumáticas tal modo empujando los límites de la supresión quirúrgica de la enfermedad más allá de las técnicas anteriores, resultando en mayor paciente calidad de vida y supervivencia más precios1,2,3. El varios colgajos para la reconstrucción incluyen rotación, injerto y libre de las aletas.
Se ha ampliado el papel de los colgajos libres en la reconstrucción de cabeza y cuello. Es la aleta más difícil para trabajar, que requieren manejo especializado y delicado. Fallo del colgajo es un evento catastrófico, con una morbilidad significativa4,5. Por lo tanto, tiempo de entrenamiento considerable es necesaria para desarrollar la precisión necesaria para el éxito de los resultados quirúrgicos3,4,5,6,7,8, 9. La curva de aprendizaje asociada a dicha cirugía puede influir en el resultado para los pacientes y afectan tratamiento gestión3,4,5,6,7, 8,9. Para reducir el tiempo de entrenamiento y aprendizaje para los cirujanos nuevo, un modelo de formación es necesario que imita la biología humana y brinda campo quirúrgico similar condiciones8.
El objetivo de este estudio es mostrar la visibilidad de porcino como un módulo de buen entrenamiento para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello que se asemeja el caso humano con habilidades mejoradas de manera activa.
Este estudio investigó el uso de un modelo porcino para suplen de nuevos compañeros de entrenamiento en la cabeza y el cuello reconstrucción microvascular para la transferencia de la libre-aleta proporcionar un rentable y menos estresante para el entrenamiento de campo clínico con confiablemente similares características para los procedimientos de la libre-aleta. Cerdos se han utilizado para muchos estudios y como modelos para varias reconstrucciones quirúrgicas, por ejemplo, reconstrucción de la mama; 5 sin embargo, los cerdos nunca han sido utilizados para reconstrucción de cabeza y cuello excepto en nuestro estudio para la reconstrucción traqueal debido a estenosis traqueal10.
La idea nació después de Frederic Bodin7, que describen la aleta similar para la reconstrucción de la mama. La ventaja principal para el estudio sobre el otro módulo de formación microvascular es el módulo livening activo con un resultado real inmediato del procedimiento.

<table><tbody><tr><td>Cerdos XP Bio, Seúl, Corea</td><td></td><td></td><td></td>del Sur</tr><tr><td>Depilación Quirúrgica afeitadora</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Catéter de calibre 22</td><td>B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>jeringa con aguja tamaño 18</td><td>Jung Rim Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alfaxan Intramuscular</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml/VAL</td></tr><tr><td>Intramuscularxylazine</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Azaperona intramuscular</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>Atropina intramuscular</td><td>Daewon</td><td></td><td>0,5 mg/A</td></tr><tr><td>Cefazolina intramuscular</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1 g</td></tr><tr><td>Ketorolaco intravenoso</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30 mg</td></tr><tr><td>Mascarilla de anestesia porcina</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>tubo de manguito endotraqueal 6,5 mm</td><td>SMITH medical</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>Máquina de anestesia</td><td>Drä ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2% lidocaína solución tópica</td><td>Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pomada veterinaria</td><td>Pfizer</td><td></td><td>terramicina <img alt="Misc" src="/files/ftp_upload/58104/58104misc1.jpg"></td></tr><tr><td>parche cubreojos</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>betadine solution 1%.</td><td>Corea Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>gasa 4 * 4</td><td>Primera hoja médica</td><td></td><td>22 * 30CM 320S</td></tr><tr><td>No. 23</td><td>Paragon</td><td></td><td>23</td></tr><tr><td>retractor lahey</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>tijeras de tejido Kelly</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>hoja No. 11</td><td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr><tr><td>rotulador quirúrgico</td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>Regular #2750</td></tr><tr><td>allis</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>sutura de amarre</td><td>Covidein</td><td></td><td>sin aguja</td></tr><tr><td>3.5× lupa quirúrgica</td><td>zeiss</td><td></td><td>eyemag smart</td></tr><tr><td>doble abrazadera sin marco</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td>microtijeras</td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>Ringer's lactato</td><td>Daehan</td><td></td><td>500 ml / 1 bolsa</td></tr><tr><td>de amoxicilina – clavulanato</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0,6 g/V</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Samil</td><td></td><td>7,5 mg</td></tr><tr><td>propofol</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120 mg/V</td></tr><tr><td>solución intravenosa de KCl</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>mosquito curvo</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>mosquito recto</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>etilona 10-0 sutura</td><td>ethicone</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0.</td><td>eticona</td><td></td><td>3/0W9890</td></tr><tr><td>buprenorfina</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0.3mg</td></tr></tbody></table>

porcina como un módulo de capacitación para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Modelos vivos que se asemejan a las condiciones quirúrgicas de los seres humanos son necesarios para la formación libre-aleta cosecha y anastomosis. Modelos animales para propósitos de capacitación han estado disponibles por años en muchos campos quirúrgicos. Utilizamos la hembra (porque son fáciles de manejar para el procedimiento) Yorkshire cerdos para la reconstrucción de cabeza y cuello por la recolección de los colgajos de perforantes de la arteria epigástrica inferior profunda o la aleta del perforador de la arteria epigástrica superior. El sitio de anastomosis (defecto de la piel del cuello o defecto de la pared traqueal) fue preparado a través de la disección de la arteria carótida común y la vena yugular interna, en que 3,5 × aumento Lupa fue utilizada para la anastomosis como utilizamos en casos humanos en la vida real. Este procedimiento muestra un nuevo método de entrenamiento usando un modelo de aprendizaje confiable y proporciona una detallada anatomía en un escenario vivo. Nos centramos en el tiempo de isquemia, cosecha, anastomosis de vasos y el diseño de la aleta para caber el sitio del defecto. Este modelo mejora el manejo de tejido y con el uso de instrumentos apropiados puede repetirse muchas veces para que el cirujano es plena confianza antes de iniciar la cirugía en seres humanos.

Realizamos el procedimiento en seis cerdos: reconstrucción del defecto de piel cervical en dos cerdos, dos cerdos y libre de la aleta para probar dispositivos de anastomosis vascular en dos cerdos reconstrucción traqueal. Los cerdos fueron supervisados por 3 meses y no había ningún signo clínico de déficit neurológico.
El tiempo medio de isquemia fue de 50 minutos (rango, 35-80 min); el tiempo disminuido como el procedimiento se...

Aquí presentamos un protocolo para el uso de la aleta de perforador de la arteria epigástrica superior de cerdo como un módulo de aprendizaje para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello.

Porcina como un módulo de capacitación para la reconstrucción Microvascular de cabeza y cuello

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave sobre cómo configurar un módulo de entrenamiento de vida para la reconstrucción microvascular de la cabeza y el cuello. La principal ventaja de esta técnica es que facilita un desentrese de habilidades de cirugía reconstructiva microvascular para cirujanos principiantes. Comience usando un laringoscopio para exponer las cuerdas vocales a través de la boca de un cerdo de Yorkshire hembra de 25 a 30 gramos y rociando los cables con dos bocanillos de solución tópica de 2%lidocaína para prevenir el laringospasmo inducido por la intubación.Intubar con un tubo de 6,5 milímetros. Y usa una jeringa para inflar el manguito del tubo con tres a cinco mililitros de aire. Después de asegurarse de que el tubo traqueal está en la posición adecuada, aplique ung ón en los ojos del animal.Y protege los ojos con un parche de cubierta. A continuación, utilice una solución de exfoliación a base de 1% yodo para desinfectar el cuello y la pared abdominal. Y usa una hoja número 23 para hacer una incisión vertical del cuello anterior en el esternón.Disecciona los músculos de la correa. Y usa tijeras de tejido Kelly y un retractor de Lahey para retirar los músculos lateralmente para exponer la tráquea desde el primer anillo hasta la entrada torácica. Exponga la arteria carótida común en la vena yugular interna para la anastomosis y use una hoja número 11 para crear una ventana de un centímetro en el segundo o tercer cartílago.A continuación, busque el tubo endotraqueal a través del defecto traqueal y confirme la presencia de aireación continua a través del tubo. Para realizar una cosecha superior de la arteria epigástrica perforadora de la solapa, utilice una pluma de marcado quirúrgico para diseñar una solapa en la parte superior del abdomen y utilice un bisturí número 23 para crear una incisión elíptica de la piel de cuatro por tres centímetros a través de la vaina anterior de la pared abdominal en el lado medial de la solapa. Mientras sostiene la fascia por el Allis, eleve la solapa de la vaina muscular del recto abdominis para localizar los perforadores que van a la solapa de la piel.Blunt disecciona el tejido muscular expuesto. Y siga los perforadores a los vasos epigátricos superiores. Utilice un bisturí número 23 para hacer una incisión lateral de la piel en el colgajo.Y sujetan superiormente los vasos epigástricos superiores y venae comitantes con un haemostat. Luego usa las tijeras de tejido Kelly para cortar por encima del haemostat, y ligar el recipiente por debajo del haemostat con una sutura de tres oh para permitir la eliminación del haemostat. Para la anastomosis del vaso utilizar una lupa quirúrgica para sujetar la arteria carótida con dos haemostats de uno a dos centímetros de distancia.Utilice microscisores para cortar entre los haemostats. Y ate la parte superior del recipiente con una sutura doble para evitar fugas. Usando la abrazadera doble sin el marco entre las arterias carótidas y flap, utilice una sutura interpretada de espesor completo simple de 10 oh para colocar las dos primeras suturas de perduridad aproximadamente 120 grados de separación alrededor de la circunferencia del vaso y dos a tres puntos entre las suturas de perduras.Suelte la abrazadera y compruebe si hay fugas. Si no hay contraflujo de la venae comitantes, cree otra anastomosis para la vena yugular interna y la venae comitantes como acaba de demostrar. Usando una jeringa equipada con una aguja de calibre 18, pincha la piel para confirmar la viabilidad de la solapa.Si aparece una gota de sangre, usa una sutura de tres oh para cerrar la ventana traqueal con la fascia muscular del colgajo perforador de la arteria epigástrica superior. A continuación, exteriorizar y suturar un panel de la piel de la solapa a la incisión de la piel de la línea media cervical y cerrar la incisión de la piel abdominal. Al final del procedimiento, devolver el cerdo a la posición propensa y permitir que el animal se recupere sin otros animales.Entregar lactato de Ringer a una velocidad de 150 mililitros por hora hasta que el animal se haya recuperado por completo, y administrar 0,3 miligramos de buprenorfina para la analgesia. Cuando el animal es reclinado, comience el clavulanato de amoxicilina intramuscular y el meloxicam durante una semana, revisando diariamente el sitio del donante y el colgajo en el sitio de reconstrucción para la progresión de la curación. En estos estudios representativos el tiempo medio de isquemia fue de 50 minutos con el tiempo de procedimiento disminuyendo a medida que se repetía el modelo.El tiempo medio de cosecha de los seis cerdos fue de 55 minutos y no se observó morbilidad en el sitio del donante en este módulo. El tamaño medio del pediculo de las aletas era de 10 centímetros, similar al observado en la cabeza y el cuello humanos. El diámetro medio de la arteria era de 4,4 milímetros y el diámetro medio de vano era de 5,75 milímetros, ambos más grandes que el promedio humano de dos milímetros para ambos vasos, mientras que todavía es capaz de simular la anatomía humana.El tamaño de la paleta de la piel osciló entre 25 y 40 centímetros cuadrados sin un efecto significativo en el fallo de la solapa. Al intentar este procedimiento es importante recordar acercarse a los perforadores con cuidado y asegurar un buen flujo venosco. Después de su desarrollo esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la reconstrucción de la tráquea exploraran el uso de fascia para defectos de tráquea, y para determinar un tamaño de colgajo seguro adecuado sin colapsar las vías respiratorias.No olvide que realizar una reconstrucción de la tráquea puede ser extremadamente peligroso y que las precauciones tales como asegurarse de que las vías respiratorias son patentes e intactas siempre deben tomarse durante el curso de este procedimiento.

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Este protocolo describe la realización de una craniectomía utilizando un taladro neumático de alta velocidad en un cerdo Landrace danés de 3 meses de edad. El acceso se realiza a través del hueso frontal y revela la duramadre ventral y los hemisferios cerebrales subyacentes. Este procedimiento permite acceder a una gran parte del cerebro del cerdo.

Acceso al cerebro porcino a través de una craneectomía con taladro neumático de alta velocidad

Este estudio presenta un modelo porcino para la evaluación de injertos de pequeño diámetro en arterias femorales. El modelo imita la dinámica vascular humana y evalúa de forma exhaustiva la permeabilidad del injerto, la hemodinámica y la remodelación vascular. Ofrece una valiosa plataforma para la prueba de injertos vasculares y su seguimiento con ecografía Doppler y angiografía.

Implante de injerto vascular femoral en un modelo porcino para probar injertos vasculares de pequeño diámetro

Presentamos un modelo reproducible de ratón de alotrasplante compuesto vascularizado de extremidades posteriores a cuello heterotópico. Este protocolo supermicroquirúrgico, que implica anastomosis de vasos de 0,3-0,5 mm, integra guía con filamento de nailon y esposas venosas. Proporciona una plataforma fiable para estudios traslacionales sobre tolerancia, lesiones por isquemia-reperfusión y mecanismos inmunológicos en alotrasplantes compuestos vascularizados.

Trasplante heterotópico de extremidad posterior a cuello en ratón: un modelo supermicroquirúrgico de alotrasplante compuesto vascularizado

Existen varios métodos para introducir agentes ototóxicos en las cócleas de modelos animales. Se presenta un protocolo quirúrgico para la administración de agentes ototóxicos en el nicho de ventana redonda. El procedimiento es fiable, crea lesiones intracocleares específicas y evita daños mecánicos en la microarquitectura. Es posible examinar la autorreparación/regeneración coclear.

El Enfoque del ratón Ronda-ventana para ototóxicos Agente de entrega: Una rápida y técnica fiable para la inducción de degeneración de las células cocleares

El objetivo de este artículo es describir la metodología de exclusivamente la disección endoscópica oído medio cadavérico. Por otra parte, nuestro objetivo es proporcionar a una guía completa a la anatomía endoscópica de oído medio.

Descubrir la anatomía del oído medio por cirugía endoscópica Transcanal: un Manual de disección

Aprenda a utilizar el colgajo perforante de la arteria epigástrica superior en cerdo como módulo de entrenamiento para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello. Este método estructurado mejora las habilidades quirúrgicas de principiantes.

Porcina como un módulo de capacitación para la reconstrucción Microvascular de cabeza y cuello

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