Name: Punción de la vena subclavia como método alternativo de recogida de muestras de sangre en las ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: Aprende la punción de la vena subclavia en ratas como método alternativo para la recogida de sangre con anestesia general. Esta técnica mejora el bienestar animal y ofrece alta tasa de éxito en estudios fisiológicos.

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Ninguno declarado.

Este estudio fue aprobado por el Comité de ética de la Universidad del Sur Central de investigación Animal del segundo Xiangya Hospital (Changsha, China). El manuscrito fue preparado según llegar (investigación Animal: informes de en Vivo los experimentos) directrices9.
1. material y Animal preparación
<ol><li>Preparar materiales: cinta adhesiva, agente depilador, etanol del 75%, tubo de la colección de sangre, jeringa de 2,5 mL, conectado con la aguja (24 G, 0,6 x 25 mm), pelo máquina de afeitar, balanza electrónica y calibre (véase Tabla de materiales).</li>
	<li>Utilice 20 ratas Sprague-Dawley (SD), de 8-10 semanas y pesa 153-200 g (véase Tabla de materiales). Mantener las ratas según la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio10.</li>
	<li>Ratas de la casa en condiciones estándar con libre acceso a alimentos y agua potable. Mantenerlos en jaulas de2 530 cm con ropa de cama de madera-afeitado (2 ratas por jaula). Mantener los animales en una temperatura ambiente de temperatura controlada en alrededor de 25 ° C.</li>
	<li>Inducir la anestesia (pentobarbital sódico 40 mg/kg) en todos los animales mediante la inyección intraperitoneal de antes de la punción de la vena subclavia.</li>
	<li>Colocar la rata en una posición supina. Fijar las extremidades traseras en una posición cómoda y fijar la extremidad superior paralela al eje del cuerpo justo al lado del tronco. Nota: No ventilación mecánica es necesaria para este procedimiento (figura 1).</li>
	<li>Limpiar ambos lados del espacio infraclavicular para quitar la piel (con pelo máquina de afeitar y agente depilador, véase Tabla de materiales) y cualquier suciedad visible. Limpie el cuello y la piel torácica con etanol al 75%. Mantenga el área de punción limpio y seco con una gasa.</li>
</ol>2. procedimiento de recogida de sangre
Nota: Ambos lados de la vena subclavia son convenientes para la punción, y aquí elegimos el lado derecho para punción. La ubicación y dirección de la clavícula derecha se identifican con el pulgar izquierdo del operador (figura 2). La fosa suprasternal se tocó suavemente con el dedo índice como la fosa suprasternal en la dirección de la aguja (figura 2).
<ol><li>Enjuague una jeringa estéril 2.5 mL con solución de heparina (10 IU/mL).</li>
	<li>Localizar el sitio de punción 0,5 mm de caudal a la región de 1/3 externa de la clavícula derecha (figura 3). Mueva la jeringa suavemente en la piel del sitio de punción. Una vez que la aguja penetra la piel infraclavicular, aplicar presión negativa con la mano del operador derecho (figura 4). Nota: El volumen de sangre promedio y máxima son 1,0 y 1,4 mL, respectivamente. La dirección de la aguja se coloca hacia la fosa suprasternal y debe ser casi paralela a la clavícula sólo posterior a él. Por lo general, la vena subclavia puede llegar mediante la inserción de la aguja unos 2 mm en esta dirección. Una vez que la aguja entra en la vena, la sangre entrará la jeringa bajo presión negativa.<ol>
<li>Mantener presión negativa hasta que se extrae suficiente volumen de sangre (figura 5).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Si la colección de sangre de la vena subclavia no tiene éxito, retire la aguja a la zona subcutánea y ajustar la dirección de la aguja un poco interior a esternón.<ol>
<li>Si tres de los intentos fallan, evitar la vena subclavia del mismo lado y el lado contralateral para tomar muestras de sangre.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Después de la recolección de sangre, retire la aguja de punción y aplique presión en el sitio de punción durante 1-2 minutos detener el sangrado. Nota: La presión debe ser muy suave para evitar la asfixia.</li>
</ol>3. procesamiento de la muestra de sangre
<ol><li>Transferir la muestra de sangre a un anticoagulante-revestida del tubo de vacío (con EDTA) y centrifugar durante 10 minutos a 1600 g x para recoger el plasma.</li>
	<li>Aspirar el sobrenadante a un tubo limpio y conservar a-80 ° C (figura 6).</li>
</ol>

<ol><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology%2C+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies%3A+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li>
<li>Feng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheterization+of+the+carotid+artery+and+jugular+vein+to+perform+hemodynamic+measures%2C+infusions+and+blood+sampling+in+a+conscious+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).</li>
<li>Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Repeated+Tail+Clip+and+Saphenous+Vein+Phlebotomy+on+Rats+Used+in+Toxicology+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies.</a> Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).</li>
<li>Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+rat+serum+suitable+for+mammalian+whole+embryo+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture.</a> Journal of Visualized Experiments. (90), e51969(2014).</li>
<li>Cochran, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determining+Glucose+Metabolism+Kinetics+Using+18F-FDG+Micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).</li>
<li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266(2007).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>National Institute of Health. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).</li>
<li>Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axillary+vein+puncture+without+contrast+venography+for+pacemaker+and+defibrillator+leads+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Pacing+and+Clinical+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation.</a> Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).</li>
<li>Luis, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+magnetic+resonance+imaging+of+the+thoracic+venous+system+in+rats+with+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia.</a> Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
</ol>

Este trabajo fue apoyado por la beca del nacional Fundación Ciencia Natural de China Nº 81670269, Nº 81500355 y Nº 81500226.

Aquí, presentamos un método alternativo para la extracción de sangre de la vena subclavia y mostramos que este método es factible, seguro y aplicable para el muestreo de la sangre en ratas. Este método se deriva de la punción de la vena subclavia en implantación marcapasos para pacientes11. La vena subclavia se encuentra sólo posterior y caudal a la clavícula y es una continuación de la vena axilar. Va desde el borde externo de la primera costilla hasta el borde medial del músculo escaleno anterio...

Colección de la sangre es esencial en la investigación animal. Las venas de blanco para la colección de la sangre incluyen el plexo retro orbital, la vena yugular, la vena safena, vasos de cola y la arteria carótida1,2,3,4. A veces, se podía obtener sangre de la aorta abdominal, vena cava o incluso el corazón5,6,7. En tales ocasiones, los animales deben ser sacrificados y no se puede utilizar para observación posterior; así, estos métodos se utilizan menos en trabajo experimental. Colección de la sangre de la vena de la cola de las ratas es popular y menos estresante en comparación con lo anterior mencionado métodos8.
Sin embargo, muestras de sangre de la vena de la cola a veces está limitada por una tasa de éxito insatisfactoria. En ocasiones, también es difícil obtener suficiente volumen de sangre por este método. Como la vena subclavia es bastante grande y está situada justo debajo del hueso de la clavícula, punción de la vena subclavia puede ser un método alternativo para el muestreo de sangre si son exitosos métodos de recolección de sangre de rutina. Aquí, presentamos un método de colección de sangre mediante punción de la vena subclavia en ratas.

<table><tbody><tr><td>ratas</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, provincia de Hunan, China) &nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>software estadístico</td><td>SPSS Statistics 17</td><td></td><td></td></tr><tr><td>agente depilador</td><td>Francia Yi Sha Cosmetics Co., Ltd (Guangzhou, provincia de Guangdong, China)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Jeringa de 2,5 mL</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, provincia de Shandong, China)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>afeitadora de cabello</td><td>Shanghai FLYCO Electric Co., Ltd (Shanghai, China)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cinta adhesiva</td><td>3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Alemania)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodio</td><td>Merck</td><td></td><td></td></tr><tr><td>75% etanol</td><td>Departamento de Farmacia,El Segundo Hospital Xiangya de la Universidad</td><td></td><td></td>Central del Sur tubo de</tr><tr><td>recolección de sangre</td><td>Hubei Jinxing Technology& Desarrollo Co., Ltd (Wuhan Provincia de Hubei, China) (2ml)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>báscula electrónica</td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co., Ltd (Dongguan, provincia de Guangdng, China)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>guantes de lona</td> para el dolor de <td>la anestesia</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical&nbsp; Co., Limited (Nanjing, provincia de Jiangsu, China) (2mL, 12500 UI)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>solución salina física</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd (Yueyang, provincia de Hunan, China) (100 ml)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

punción de la vena subclavia como método alternativo de recogida de muestras de sangre en las ratas

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Colección de la sangre con suficiente volumen de sangre es esencial en los experimentos con animales. Colección de la sangre de la vena de la cola de las ratas es popular y menos estresante en comparación con otros métodos más agresivos como el plexo retro orbitario muestra colección. Sin embargo, este método de colección de sangre a veces está limitada por una tasa de éxito insatisfactoria. Aquí, presentamos un método para la recolección de la sangre mediante la punción de la vena subclavia. La vena subclavia se encuentra justo debajo de la clavícula y esta vena es lo suficientemente grande como para cumplir con los requisitos de volumen de colección de la sangre. Nuestros resultados demuestran que este método es seguro y aplicable para el muestreo de colección de sangre con el volumen necesario de sangre. Colección de la sangre mediante la punción de la vena subclavia podría servir como un método de colección de sangre alternativa en caso de tomar muestras de sangre de vena cola fallidas en ratas.

Un total de 20 ratas SD (Varon n = 10, femenino n = 10) fueron utilizados aquí. Collectionwas de sangre realizados por operadores calificados, que han realizado más de 20 muestras de sangre de la vena subclavia en ratas y por los operadores del principiante, que no tienen punción de la vena subclavia experiencia en ratas u otros animales. Antes de operaciones, principiantes visto por lo menos 3 procedimientos realizados por operadores cualificados.
<p class="jove_content" fo:keep-toge...

Aquí, presentamos un protocolo para recolectar muestras de sangre de la vena subclavia de rata.

Punción de la vena subclavia como método alternativo de recogida de muestras de sangre en las ratas

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Punción de vena subclavia como método alternativo de recolección de muestras de sangre en ratas. Después de la anestesia general, coloque las ratas en posición supina y esterilizar el espacio infraclavicular con 75%etanol. Identifique la fosa esternal superior antes de la punción.Localice el sitio de punción, caudal a la región externa de un tercio de la clavícula en el mismo lado. La dirección de la aguja se posicionó hacia la fosa esternal superior y debe casi paralela a la clavícula, sólo posterior a ella. Después de la recolección de sangre, presione el lugar de la punción durante uno o dos minutos, para detener el sangrado.Siempre se necesita una recolección de sangre con suficiente volumen en experimentos con animales. La recolección de sangre de la vena de cola de ratas es popular y menos estresante que algunos métodos agresivos como la recolección de muestras de plexo orbital retro. Sin embargo, este método está limitado por la tasa de éxito.Aquí, presentamos nuestro método para la recolección de sangre con el volumen de sangre deseado de la vena subclavia. Nuestros resultados muestran que este método es seguro y práctico, y podría considerarse en caso de que el muestreo de sangre de la vena de cola falle. Para empezar, prepare cinta adhesiva, agente depilador, 75%etanol, tubo de extracción de sangre, jeringa de dos mililitros de cinco puntos, afeitadora para el cabello, escala electrónica, heparina y solución salina fisiológica.Ratas de casa en condiciones estándar, con acceso gratuito a alimentos y agua potable, mantenido en jaulas de 530 centímetros cuadrados con ropa de cama de afeitar de madera. Inducir anestesia general en todos los animales a través de la inyección intraperitoneal antes de la punción. Colocar la rata en posición supina, fijar las extremidades posteriores en una posición cómoda, y fijar las extremidades superiores paralelas al cuerpo, justo al lado del tronco.Limpie ambos lados del espacio infraclavicular para eliminar el pelaje y cualquier suciedad visible. Limpie el cuello y la piel torácica con 75%etanol, y mantenga el área limpia y seca con gasa. Ambos lados de la vena subclavia son adecuados para la punción, y aquí, elegimos el lado derecho para la punción.Identifique la ubicación y la dirección de la clavícula derecha con el pulgar izquierdo del operador, y localice suavemente la fosa esternal superior con el dedo índice. Enjuague nuestra jeringa con una solución de heparina de 10 unidades por mililitro. Localice el sitio de punción, apunte cinco milímetros caudal a la región externa de un tercio de la clavícula derecha.Mueva la jeringa suavemente a la piel del sitio de la punción. Una vez que la aguja entre en la piel infraclavicular, aplique una presión activa a través de la mano derecha del operador. La dirección de la aguja se coloca hacia la fosa esternal superior, y debe casi paralela a la clavícula, sólo posterior a ella.Por lo general, se podía alcanzar la vena subclavia insertando la aguja durante unos dos milímetros en esta dirección. Una vez que la aguja entra en la vena, la sangre entrará en la jeringa bajo una presión activa. A continuación, se debe mantener la presión activa hasta que se extraiga el volumen adecuado de sangre.Después de la recolección de sangre, retire la aguja punzante y presione el lugar de la punción durante uno o dos minutos para detener el sangrado. Preste atención: la presión debe ser muy suave para evitar el estrangulamiento. Transfiera la muestra de sangre a un tubo de vacío anticoagulante con EDTA y centrífuga a 1600G durante 10 minutos para recoger plasma.Aspirar el sobreniente para re-limpiar el tubo y almacenar en menos 18 grados Celsius. Para comparar la tasa de éxito entre los operadores expertos y los principiantes, 20 ratas SD se dividieron en dos grupos al azar. Los resultados muestran que a través de la vena subclavia derecha, nueve ratas en el grupo experto y ocho ratas en el grupo de principiantes tuvieron éxito, respectivamente.Luego la recolección de sangre de las tres ratas restantes tuvo éxito a través del lado izquierdo. La tasa de éxito no tuvo ninguna diferencia significativa entre estos dos grupos. El curso del tiempo fue ligeramente diferente en estos dos grupos.No se produjeron complicaciones graves, como neumotórax, hemoneumotórax y hemorragia durante o después de la operación. Todos los animales sobrevivieron después del muestreo de sangre. Para demostrar las dificultades de aprender el procedimiento de punción, comparamos aún más el número de retiros entre los grupos expertos y los grupos principiantes.Como se muestra en la Tabla Dos, el número promedio de retiros en grupos calificados es ligeramente menor que los principiantes, pero no hay significación estadística. En conclusión, nuestros resultados muestran que la estrategia de punción de vena subclavia para la recolección de sangre es segura y factible en ratas. Este método es valioso, especialmente en ocasiones en las que se necesita una gran cantidad de sangre.Este método podría ser una alternativa óptima si el muestreo de sangre convencional falla.

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La extracción de sangre son necesarias en un gran número de estudios, por ejemplo para estudiar el perfil farmacocinética de un compuesto. En este sentido, se muestra cómo extraer la sangre de las ratas mediante dos técnicas: extracción de sangre de la vena safena o por punción cardiaca.

La extracción de sangre de las ratas a través de la vena safena y por punción cardiaca

Las muestras de sangre son útiles para evaluar biomarcadores de estados fisiológicos o enfermedades in vivo. Aquí describimos la metodología para muestrear sangre de la vena lateral de la cola en la rata. Este método proporciona muestras rápidas con un mínimo de dolor e invasión.

Toma de muestras de sangre de la vena lateral de la cola de la rata

Aquí, describimos un método de tomar muestras de sangre de la vena de cola simple en ratas no anestesiados mediante un sistema de tubo de aspiración. Este método reduce el riesgo de exposición directa a sangre y simplifica la toma de muestras múltiples de una sola venopunción.

Repetidos de muestras de sangre de vena de la cola de las ratas no anestesiados con un sistema de colección de sangre vacío

Aquí, presentamos un protocolo para tomar muestras de sangre de la vena subclaviana de los ratones.

Recolección de sangre a través de punción venosa Subclaviana en ratones

El presente protocolo describe un método simple y eficiente para recolectar sangre de la vena subclavia en ratas. Permite un muestreo rápido, oportuno y fácilmente identificable sin anestesia y obtiene sangre de alta calidad a través de la recolección repetitiva de muestras.

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Aquí, presentamos un protocolo para ofrecer alternativas de recolección de sangre rápidas, fáciles y confiables para el modelo de rata. Describimos tres métodos diferentes de muestreo de sangre según el contexto: punción de la vena de la cola bajo anestesia o en un animal consciente, y punción de la vena dorsal del pene bajo anestesia.

Punción modificada de la vena de la cola y la vena del pene para el muestreo de sangre en el modelo de rata

Aquí presentamos una combinación de métodos efectivos de restricción en ratas y punción de la vena subclavia que permiten la recolección de sangre rápida, segura y repetida en ratas sin anestesia.

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Los biomarcadores son indicadores biológicos medidos directamente-de la enfermedad o la salud. En la población y de las ciencias sociales, los biomarcadores deben ser fáciles de obtener, transportar y analizar. Secado de gotas de sangre (DBS) colección responde a esta necesidad, se puede recoger en el campo con altas tasas de respuesta y analizada por una variedad de biomarcadores.

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