Name: Micronización mecánica de Lipoaspirates para la terapia regenerativa (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 2 s
Description: Aprenda a obtener la fracción vascular estromal de tejido adiposo mediante un proceso mecánico sin colagenasa. Este método preserva la matriz extracelular nativa para aplicaciones en medicina regenerativa y terapia celular.

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Este trabajo fue financiado por la Fundación Nacional de ciencia natural de China (81471881, 81601702, 81671931), la Fundación de Ciencias naturales de la provincia China de Guangdong (2014A030310155) y el administrador de la Fundación de Nanfang Hospital (2014B009, 2015Z002, 2016Z010, 2016B001).

Esta investigación fue aprobada por la Junta de revisión ética en Nanfang Hospital, Cantón, China. Tejido adiposo se obtuvo de donantes sanos que dieron consentimiento informado por escrito para participar en el estudio. Todos los experimentos en animales fueron aprobados por el Nanfang Hospital institucional Animal cuidado y uso y realizados según los lineamientos de la salud nacional y el Consejo de investigación médica (China).
1. ECM/SVF-gel de preparación
<ol><li>La cosecha de grasa.<ol>
<li>Realizar liposucción en un ser humano con una cánula selectora de 3 mm, que contiene varios agujeros del lado agudo de 1 mm de diámetro, en -0.75 atm de presión de aspiración.</li>
		<li>Recoger 200 mL de lipoaspirates en una bolsa estéril.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar grasa Coleman.<ol>
<li>Transferencia de la lipoaspirates en cuatro tubos de 50 mL y permite la cosecha todavía reposar 10 minutos.</li>
		<li>Recopilar la grasa en la capa superior en dos tubos de 50 mL con una pipeta de Punta ancha para transferir y desechar la porción de líquido en la capa inferior.</li>
		<li>Utilizando tubos de 50 mL, centrifugados la capa de grasa x 1.200 g a temperatura ambiente (RT) por 3 minutos.</li>
		<li>Definir la capa superior (aproximadamente 80 mL) como grasa Coleman.</li>
		<li>Transferencia el 2/3 superiores de la grasa Coleman a un tubo de 20 mL usando una pipeta de Punta ancha y definir esta parte como baja densidad grasa.</li>
		<li>Transferencia el 1/3 inferior de la grasa Coleman a otro tubo de 20 mL usando una pipeta de Punta ancha y definir esta parte como la grasa de alta densidad.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Productos ECM o SVF-gel de grasa de baja densidad.<ol>
<li>Utilizando dos jeringas de 20 mL, conectadas por un conector de Luer-Lock hembra a hembra (con un diámetro interno de 2,4 mm) para intershift de 20 mL de grasa de baja densidad.</li>
		<li>Mantener la velocidad de desplazamiento estable (a 20 mL/s) y repetición de 6 x a 8 x.</li>
		<li>Centrifugado la mezcla a 2.000 x g a temperatura ambiente durante 3 minutos.</li>
		<li>Recoger la porción de aceite en la parte superior en un tubo de 10 mL utilizando una pipeta de Punta ancha a temperatura ambiente para su uso posterior.</li>
		<li>Recoger la sustancia pegajosa en la capa media, que es SVF/ECM-gel (figura 1A), utilizando una pipeta de Punta ancha y deseche el líquido en la capa inferior.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Productos ECM o SVF-gel de grasa de alta densidad.<ol>
<li>Añadir 5 mL de aceite (tomado del paso 1.3.4) a 15 mL de grasa de alta densidad.</li>
		<li>Intershift la grasa mixta entre jeringas 6 x 8 x hasta un flocular se observa dentro de la emulsión.</li>
		<li>Centrifugado la mezcla a 2.000 x g a temperatura ambiente durante 3 minutos.</li>
		<li>Deseche la porción de aceite en la parte superior.</li>
		<li>Recoger la sustancia pegajosa en la capa media (ECM/SVF-gel) usando una pipeta de Punta ancha y deseche el líquido en la capa inferior.</li>
		<li>Mezclar el gel ECM/SVF de pasos 1.3.5 y 1.4.5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. nude modelo SVF/ECM-gel del injerto
<ol><li>Anestesiar los ratones nude (8 semanas viejo, mujer) con isoflurano (1-3%) Anestesia Inhalatoria en una sala de operación animal.</li>
	<li>Transferencia del ECM o SVF-gel en una jeringa de 1 mL.</li>
	<li>Conecte la jeringa de 1 mL con una cánula de infiltración embotado.</li>
	<li>Inserte la cánula por vía subcutánea cada flanco del ratón.</li>
	<li>Inyectar 0,3 mL del ECM o SVF-gel.</li>
</ol>3. tejido cosecha en 3, 15 y 90 días después de la inyección de la ECM o SVF-gel
<ol><li>Anestesiar los ratones con isoflurano (1-3%) anestesia inhalatoria.</li>
	<li>Sacrificar a los ratones por el método de la dislocación cervical.</li>
	<li>Hacer una incisión en la línea media de la piel dorsal del ratón con tijeras quirúrgicas.</li>
	<li>Disecar y los injertos de grasa en ambos lados del ratón de la cosecha. Incrustar los injertos de grasa en el paraformaldehído al 4% a temperatura ambiente durante la noche.</li>
	<li>Deshidratar el tejido en el aumento de las concentraciones de etanol: etanol al 70%, dos cambios, 1 h; un cambio en etanol al 80%, 1 h; un cambio en etanol al 95%, 1 h; etanol al 100%, tres cambios, 1,5 h cada uno; xileno, tres cambios, 1,5 h cada uno.</li>
	<li>Infiltrarse en el tejido con cera de parafina (58-60 ° C), dos cambios, 2 h.</li>
	<li>Incorporar el tejido en bloques de parafina. Cortar secciones en un espesor de aproximadamente 4 μm y ponerlos en las diapositivas.</li>
</ol>4. hematoxilina y eosina
<ol><li>Desparafinizar las diapositivas de bloque de parafina por sumergiéndolas en xileno I, II y III (10 min).</li>
	<li>Rehidratar las secciones de tejido al pasar a través de la disminución de las concentraciones (100%, 100%, 95%, 80%, 70%) de baños de etanol durante 3 minutos.</li>
	<li>Enjuague las secciones del tejido en agua destilada (5 min).</li>
	<li>Mancha de las secciones de tejido en hematoxilina durante 5 minutos.</li>
	<li>Enjuague las secciones de tejido en el chorro del grifo durante 20 min decolore en alcohol ácido al 1% (1% ácido clorhídrico en alcohol al 70%) para 5 s. enjuague en agua de grifo hasta que las secciones azul nuevo.</li>
	<li>Añadir dos o tres gotas de colorante de la eosina Y directamente sobre el portaobjetos con una pipeta y permiten el colorante durante 10 minutos.</li>
	<li>Lave los portaobjetos en agua 1-5 minutos.</li>
	<li>Deshidratar el portaobjetos en el aumento de las concentraciones (70%, 80%, 95%, 100%, 100%) de etanol durante 3 minutos.</li>
	<li>Limpiar el portaobjetos en xileno I y II durante 5 minutos.</li>
	<li>Montar las diapositivas en los medios de montaje.</li>
</ol>5. inmunofluorescente de tinción
<ol><li>Desparafinizar las secciones de tejido en xileno I, II y III (5 min).</li>
	<li>Rehidratar las secciones de tejido al pasar a través de diferentes concentraciones (100%, 100%, 95%, 95%, 70%) de baños de alcohol durante 3 minutos.</li>
	<li>Incubar las secciones en una solución de 3% H2O2 en metanol a temperatura ambiente durante 10 minutos.</li>
	<li>Enjuague los portaobjetos 2 x con agua destilada, 5 minutos cada uno.</li>
	<li>Las diapositivas de la gota en una cesta portaobjetos. Añadir 300 mL de tampón citrato 10 mM (pH 6.0) e incubar los portaobjetos a 95-100 ° C durante 10 minutos.</li>
	<li>Enfriar el portaobjetos en RT por 20 min.</li>
	<li>Enjuague los portaobjetos 2 x con tampón fosfato salino (PBS), 5 minutos cada uno.</li>
	<li>Añada 100 μl de suero bovino fetal 10% en las diapositivas e incubar en cámara humidificada a temperatura ambiente durante 1 hora.</li>
	<li>Incubar las secciones con la solución de anticuerpo primario (conejillo de Indias anti-ratón Perilipin, 1: 400) a 4 ° C durante la noche.</li>
	<li>Enjuague los portaobjetos con PBS 3 x, 5 minutos cada uno.</li>
	<li>Incubar las secciones con la solución de anticuerpo secundario (IgG de cabra anti-guinea pig-488) por 2 h a TA.</li>
	<li>Enjuague los portaobjetos con PBS 3 x, 5 minutos cada uno.</li>
	<li>Limpie el agua alrededor de la sección con papel limpio.</li>
	<li>4′, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) y Alexa Fluor 488 conjugado proteína la gota en el círculo para cubrir la sección de la diapositiva.</li>
	<li>Monte el cubreobjetos y deje secar en la oscuridad.</li>
	<li>Observe las diapositivas con un microscopio de fluorescencia.</li>
</ol>

<ol><li>Bateman, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Fat+to+Fight+Disease%3A+A+Systematic+Review+of+Non-Homologous+Adipose-Derived+Stromal%2FStem+Cell+Therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Using Fat to Fight Disease: A Systematic Review of Non-Homologous Adipose-Derived Stromal/Stem Cell Therapies.</a> Stem Cells. 36 (9), 1311-1328 (2018).</li>
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<li>Yao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+Extracellular+Matrix%2FStromal+Vascular+Fraction+Gel%3A+A+Novel+Adipose+Tissue-Derived+Injectable+for+Stem+Cell+Therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Adipose Extracellular Matrix/Stromal Vascular Fraction Gel: A Novel Adipose Tissue-Derived Injectable for Stem Cell Therapy.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (4), 867-879 (2017).</li>
<li>Yao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+Stromal+Vascular+Fraction+Gel+Grafting%3A+A+New+Method+for+Tissue+Volumization+and+Rejuvenation%5BTitle%5D)+AND+%22Dermatologic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Adipose Stromal Vascular Fraction Gel Grafting: A New Method for Tissue Volumization and Rejuvenation.</a> Dermatologic Surgery. 44 (10), 1278-1286 (2018).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Long-Term+Volume+Retention+of+Stromal+Vascular+Fraction+Gel+Grafting+with+Enhanced+Angiogenesis+and+Adipogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved Long-Term Volume Retention of Stromal Vascular Fraction Gel Grafting with Enhanced Angiogenesis and Adipogenesis.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (5), 676-686 (2018).</li>
<li>Sun, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+stem+cell-derived+exosomes+in+tissue+engineering+and+neurological+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+the+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Applications of stem cell-derived exosomes in tissue engineering and neurological diseases.</a> Reviews in the Neurosciences. 29 (5), 531-546 (2018).</li>
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<li>Qiu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+Centrifuged+Lipoaspirate+Fractions+Suitable+for+Postgrafting+Survival%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Identification of the Centrifuged Lipoaspirate Fractions Suitable for Postgrafting Survival.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 137 (1), 67-76 (2016).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Terapia Regenerativa de células madre ha mostrado un gran beneficio potencial en diferentes enfermedades. ASCs son candidatos terapéuticos porque son fáciles de obtener y tienen la capacidad de reparación de los tejidos y la regeneración de nuevos tejidos15. Sin embargo, existen limitaciones a la expansión de su uso clínico, ya que requiere procedimientos complicados para aislar células y colagenasa para el procesamiento de6. Por lo tanto, es esencial desarrollar una técnic...

Terapias con células madre ofrecen un cambio de paradigma para la regeneración y reparación de los tejidos por lo que pueden ofrecer un régimen terapéutico alternativo para varias enfermedades1. Las células madre (p. ej., células madre pluripotentes inducidas y las células madre embrionarias) tienen un gran potencial terapéutico pero son limitadas debido a la regulación de la célula y consideraciones éticas. Derivados del adiposo mesenquimales estromales/células madre (ASCs) son fáciles de obtener de lipoaspirates y no está sujeto a las mismas restricciones; así, se ha convertido en un tipo de célula ideal para medicina regenerativa práctica2. Además, son nonimmunogenic y tienen recursos abundantes de grasa autóloga3.
En la actualidad, ASCs se obtienen principalmente por digestión con colagenasa-mediada del tejido adiposo. La fracción vascular estromal (SVF) de tejido adiposo contiene ASCs, células progenitoras endoteliales, pericitos y células inmunes. Aunque obtener una alta densidad de SVF/ASC enzimático fue demostrado para tener efectos beneficiosos, la legislación en varios países regula estrictamente el uso clínico de productos basados en células con colagenasa4. Digerir el tejido adiposo con colagenasa durante 30 min a 1 h para obtener células SVF aumenta el riesgo de material exógeno en la preparación y la contaminación biológica. La cultura adherente y la purificación de la ASC, que dura días a semanas, requieren equipo de laboratorio específico. Por otra parte, en la mayoría de los estudios, las células SVF y ASC se utiliza en suspensión. Sin la protección de matriz extracelular (ECM) o de otro transportista, células libres son vulnerables, causar una retención celular pobre después de la inyección y comprometer el resultado terapéutico5. Todas estas razones limitan el uso adicional de la terapia de células madre.
Para obtener ASCs de tejido adiposo sin digestión mediada por la colagenasa, varios procedimientos de tratamiento mecánico, como centrifugación, mecánico para picar, triturar, triturar y picar, han sido desarrollados6,7 , 8 , 9. estos métodos se piensan para condensar tejido y ASCs interrumpiendo mecánicamente adipocytes maduros y sus vesículas que contienen el aceite. Por otra parte, estos preparados, que contienen altas concentraciones de ASCs, demostraron un potencial terapéutico considerable como medicina regenerativa en animales modelos8,9,10.
En 2013, Tonnard et al. introdujo la nanofat injerto técnica, que consiste en producir emulsionado lipoaspirates intersyringe procesamiento11. La fuerza de corte por intersyringe cambio selectivamente puede romper adipocitos maduros. De acuerdo con sus resultados, se desarrolló un método de proceso puramente mecánico que quita la mayor parte de los lípidos y el líquido en el lipoaspirates, dejando solamente las células SVF y ECM fraccionada, que es el SVF/ECM-gel12. Adjunto, describimos los detalles del proceso mecánico de derivados humanos el tejido adiposo para producir el gel o SVF-ECM.

<table><tbody><tr><td>Alexa Fluor 488-isolectina conjugada GS-IB4</td><td>Sondas moleculares</td><td>I21411</td><td></td></tr><tr><td>conejillo de indias anti-ratón perilipina</td><td>Progen</td><td>GP29</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermofisher</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>pipeta de punta ancha</td><td>Celltreat</td><td>229211B</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio confocal&nbsp;</td><td>Leica&nbsp;</td><td>TCS SP2</td><td></td></tr><tr><td>desnudo agradable&nbsp;</td><td>Universidad Mdical del Sur</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>microscopio óptico&nbsp;</td><td>Olympus</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>tubo de 50 mL</td><td>Cornig</td><td>430828</td><td></td></tr><tr><td>bolsa estéril</td><td>Laishi</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>micrótomo</td><td>Leica&nbsp;</td><td>centrífuga CM1900</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Heraus</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

micronización mecánica de lipoaspirates para la terapia regenerativa

Mechanical Micronization of Lipoaspirates for Regenerative Therapy

Fracción vascular estromal (SVF) se ha convertido en una herramienta regenerativa para varias enfermedades; sin embargo, la legislación regula estrictamente la aplicación clínica de células usando colagenasa. Aquí, presentamos un protocolo para generar una mezcla inyectable de SVF células y matriz extracelular nativa del tejido adiposo mediante un proceso puramente mecánico. Lipoaspirates se pone en una centrífuga y rota a 1.200 x g durante 3 minutos. La capa media se recoge y se separa en dos capas (alta densidad grasa en la parte inferior) y baja densidad grasa en la parte superior. La capa superior se emulsiona directamente cambiando de intersyringe, a un ritmo de 20 mL/s de 6 x a 8 x. La grasa emulsionada se centrifuga a 2.000 x g durante 3 min, y la sustancia pegajosa en la capa de aceite se recoge y se define como la matriz extracelular (ECM) / gel de SVF. Se recoge el aceite en la capa superior. Aproximadamente 5 mL de aceite se añade a 15 mL de grasa de alta densidad y emulsionado cambiando de intersyringe, a un ritmo de 20 mL/s de 6 x a 8 x. La grasa emulsionada se centrifuga a 2.000 x g durante 3 min, y la sustancia pegajosa es SVF/ECM-gel. Después del trasplante del ECM o SVF-gel en ratones desnudos, el injerto es cosechado y evaluado por la examinación histologic. El resultado demuestra que este producto tiene el potencial para la regeneración en el tejido adiposo normal. Este procedimiento es un procedimiento de disociación mecánica simple y efectiva para condensar las células SVF incrustadas en su natural apoyo ECM con fines regenerativos.

Después de procesar la grasa Coleman a gel o SVF-ECM, el volumen de petróleo desechado ocupa 80% del volumen final, y sólo el 20% de tejido adiposo conservado bajo la capa de aceite se considera como ECM o SVF-gel (figura 1A). ECM/SVF-gel tiene una textura suave de tipo líquido que le permite ir a través de una aguja fina 27 G; sin embargo, Coleman grasa se compone de una estructura grasa integral con fibras grandes y sólo puede ir a través d...

Aquí, presentamos un protocolo para obtener la fracción vascular estromal de tejido adiposo a través de una serie de procesos mecánicos, que incluyen múltiples centrifugados y emulsificación.

Micronización mecánica de Lipoaspirates para la terapia regenerativa

Stromal vascular fraction (SVF) has become a regenerative tool for various diseases; however, legislation strictly regulates the clinical application of ...

La obtención de fracciones vasculares estromales, o SVF, a partir de lipoaspiratos requiere digestión con colagenasa, lo que aumenta el riesgo de contaminación biológica. Se debe desarrollar una mejor manera de obtener SVF sin colagenasa. Estas técnicas nos permiten obtener el SVF en su matriz extracelular nativa a través de un sencillo proceso mecánico.Demostrando el procedimiento estará Xihang Chen, un estudiante de posgrado de nuestro laboratorio. Después de obtener las muestras de grasa, transfiera los lipoaspiratos a un tubo de 50 mililitros, y permita que la grasa cosechada se equilibre durante 10 minutos. A continuación, utilice una pipeta de punta ancha para tirar de la grasa de la capa superior del tubo en un nuevo tubo de 50 mililitros y girar hacia abajo la grasa por centrifugación.La capa superior en el tubo es la fracción de grasa Coleman. Transfiera la parte superior 2/3 de la grasa Coleman en un nuevo tubo de 15 mililitros. Esta porción se considera la grasa de baja densidad.Transfiera el tercio inferior de la grasa de Coleman en un segundo tubo de 15 mililitros. Esta porción se considera la grasa de alta densidad. Para producir una matriz extracelular de gel de fracción vascular estromal a partir de la grasa de baja densidad, utilice dos jeringas de 20 mililitros conectadas por un conector de bloqueo luer hembra a hembra para intershiftar 10 mililitros de la grasa de baja densidad.Este es el paso clave para destruir los adipocitos. La velocidad y el tiempo que se realiza el cambio de intersyringe contribuye a la calidad del producto final. Después de la última sesión de intershift, recoger la grasa por centrifugación y transferir la capa de aceite superior a un tubo de 15 mililitros.A continuación, transfiera la capa de gel de fracción vascular estromal de matriz extracelular media pegajosa a un nuevo tubo cónico de 15 mililitros. Para producir una matriz extracelular de gel de fracción vascularstromal estromal a partir de la grasa de alta densidad, agregue dos mililitros de la fracción de aceite de baja densidad a cinco mililitros de la muestra de grasa de alta densidad. Intercienda la grasa mixta como se ha demostrado hasta que se observe un floculado dentro de la emulsión.Recoger el floculado por centrifugación y desechar la capa de aceite superior. A continuación, recoja la capa media pegajosa y mezcle esta fracción con la muestra de gel de fracción vascular estromal de matriz extracelular de baja densidad. Después de procesar la grasa de Coleman a la matriz extracelular de gel de fracción vascular estromal, el volumen de aceite desechado ocupa el 80% del volumen final, y sólo el 20% del tejido adiposo conservado debajo de la capa de aceite se considera como gel de fracción vascular estromal de matriz extracelular.El gel de fracción vascular estromal de matriz extracelular tiene una textura suave similar al líquido que le permite pasar a través de una aguja fina de calibre 27. Sin embargo, la grasa de Coleman se compone de una estructura adiposa integral con fibras grandes que sólo puede pasar a través de una cánula de calibre 18. En el tercer día después del trasplante, aparecen grandes cantidades de pequeños pre-adipocitos con múltiples gotas lipídicas intracelulares, tejido conectivo bien vascularizado extenso y células inflamatorias infiltradas.A partir del día 15, el número de células inflamatorias comienza a reducirse gradualmente, y los adipocitos comienzan a madurar. Para el día 90, la mayor parte del tejido conectivo vascularizado en los injertos ha sido reemplazado por adipocitos maduros. Los injertos de gel de fracción vascular estromal de matriz extracelular también contienen algunos adipocitos positivos de perilipina tres días después del trasplante, con pre-adipocitos de tamaño pequeño, con múltiples gotas de lípidos intracelulares que comienzan a aparecer en el día 15.Cada campo del día 90 matriz extracelular fracción vascular estromal secciones de injerto de gel exhiben numerosos adipocitos positivos de perilipina y vasos sanguíneos recién formados. La citometría de flujo se puede realizar para determinar la población celular en el producto. Y la microscopía electrónica de barrido se puede realizar para visualizar la microestructura del producto.Esta técnica proporciona un método simple para que los cirujanos e investigadores obtengan un producto con alta concentración de células SVF con fibras de matriz extracelular nativas a partir del tejido adiposo.

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Investigación

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Medicine

Medicina

Este protocolo describe el aislamiento de tejido adiposo derivado de células estromales de lipoaspirado y la creación de un 4 mm de tamaño crítico defecto craneal para evaluar la regeneración esquelética.

La reparación de un modelo de defecto crítico del tamaño de calota Uso adiposo derivados de las células del estroma cosechadas desde lipoaspirado

En 2001, investigadores de la UCLA describen el aislamiento de una población de células madre adultas, denominada células madre o las ASC derivadas de tejido adiposo, a partir de tejido adiposo. En este artículo se describe el aislamiento de las ASC de lipoaspirates utilizando un protocolo de digestión manual, enzimática utilizando colagenasa.

Aislamiento Manual de células madre derivadas de tejido adiposo de Lipoaspirates Humanos

Los ganglios linfáticos son los tejidos inmunológicos que orquestan la respuesta inmunitaria y son un objetivo crítico para las vacunas. Los biomateriales se han empleado para dirigirse mejor a los ganglios linfáticos y para controlar la administración de antígenos o adyuvantes. Este papel describe una técnica que combina estas ideas para inyectar partículas biocompatibles del polímero en nodos de linfa.

Inyección de ganglios intra-linfáticos de partículas de polímero biodegradables

Aquí, presentamos un protocolo para producir una fracción vascular estromal derivadas de tejido adiposo y su aplicación para mejorar las funciones de la rodilla mediante la regeneración de tejido similar al cartílago en pacientes humanos con osteoartritis.

Protocolo clínico de producir fracción Vascular estromal derivadas de tejido adiposo para potencial regeneración del cartílago

La divulgación precisa de métodos y protocolos es crucial para la adopción a gran escala de terapias con células madre. Aquí, presentamos un protocolo para aislar células regenerativas derivadas de tejido adiposo, utilizado para una sola inyección intracavernosa como tratamiento de la disfunción eréctil (DE) después de la prostatectomía radical (RP).

Aislamiento de células regenerativas derivadas de tejido adiposo para el tratamiento de la disfunción eréctil después de la prostatectomía radical

Aquí, presentamos microfragmentación libre de enzimas del tejido adiposo humano utilizando un dispositivo de sistema cerrado. Este nuevo método permite la obtención de racimos submilimétricos de tejido adiposo adecuado para el trasplante in vivo, el cultivo in vitro y el aislamiento y caracterización celular adicional.

Microfragmentación de tejido adiposo humano para fenotipado celular y caracterización de secretos

El presente protocolo describe una metodología mejorada para el aislamiento de ADSC que resulta en un tremendo rendimiento celular con ganancia de tiempo en comparación con la literatura. Este estudio también proporciona un método sencillo para obtener un número relativamente grande de células viables después de la criopreservación a largo plazo.

Técnica para la obtención de células madre mesenquimales a partir de tejido adiposo y caracterización de fracciones vasculares estromales en criopreservación a largo plazo

La fracción vascular estromal (FSV) aislada mecánicamente en combinación con un hidrogel de fibrina ofrece un portador fácil y eficiente de células estromales viables derivadas del tejido adiposo para diversas indicaciones, incluida la ingeniería de tejidos o la cicatrización de heridas. Aquí, presentamos la preparación de una construcción mecánica de hidrogel de fibrina SVF (mSVF) para investigación traslacional y aplicación clínica.

La combinación de fracción vascular estromal aislada mecánicamente e hidrogel de fibrina: un protocolo de procesamiento

Aquí, presentamos un protocolo que puede transformar el tejido adiposo autólogo en varias sustancias componentes adiposas con diferentes propiedades y funciones fisicoquímicas.

Innovador fraccionamiento de tejido adiposo para transformar la grasa en componentes especializados

Este protocolo describe la fabricación de parches de microaguja disolubles que incorporan nanomicelas de α-lactalbúmina cargadas con capsaicina. El método ofrece un enfoque reproducible y mínimamente invasivo para la administración transdérmica dirigida de bioactivos hidrofóbicos al tejido adiposo, facilitando una reducción eficiente de la grasa local y potencialmente ampliando aplicaciones en el manejo de la obesidad.

Fabricación de parches microagujas disolubles cargados con nanomonimilas de α-lactalbúmina para la administración transdérmica de capsaicina y la reducción del tejido adiposo

Aprenda a obtener la fracción vascular estromal de tejido adiposo mediante un proceso mecánico sin colagenasa. Este método preserva la matriz extracelular nativa para aplicaciones en medicina regenerativa y terapia celular.

Micronización mecánica de Lipoaspirates para la terapia regenerativa

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