Name: Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Aprende a inducir choque hemorrágico estandarizado en cerdos utilizando oximetría cerebral NIRS y monitoreo hemodinámico PiCCO. Este modelo flexible permite evaluar terapias de reanimación y manejo de coagulación en escenarios clínicos realistas.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores quieren agradecer a Dagmar Dirvonskis por su excelente apoyo técnico.

Los experimentos de este protocolo fueron aprobados por el Comité Estatal e Institucional de Cuidado de Animales (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblenza, Alemania; Presidenta: Dra. Silvia Eisch-Wolf; número de referencia: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices de Informes de Investigación Animal de Experimentos In Vivo (ARRIVE). El estudio se planeó y realizó entre noviembre de 2015 y marzo de 2016. Después de una extensa investigación de la literatura, el modelo de cerdo fue elegido como un modelo bien establecido para el shock hemorrágico. Siete cerdos macho anestesiados (Sus scrofa domestica) con un peso medio de 28 x 2 kg y una edad de 2-3 meses fueron incluidos en el protocolo. Los animales fueron atendidos por un criador local que fue recomendado por el Comité Estatal e Institucional de Cuidado de Animales. Los animales fueron mantenidos en su entorno conocido el mayor tiempo posible para minimizar el estrés. A los alimentos, pero no al agua se le negaron 6 horas antes de que se programara el experimento, para reducir el riesgo de aspiración. El curso de tiempo representativo se muestra en la Figura1.
1. Anestesia, intubación y ventilación mecánica
<ol><li>Cerdos sedados con una inyección combinada de ketamina (4 mg-kg-1) y azaperona (8 mg-kg-1) en el cuello o el músculo glúteo con una aguja para inyección intramuscular (1,2 mm). Asegúrese de que los animales permanezcan estables hasta que la sedación se ponga en. PRECAUCION: Los guantes son absolutamente necesarios al manipular animales.</li>
	<li>Transportar a los animales sedados al laboratorio. NOTA: Los animales se duermen profundamente y no despiertan durante el manejo normal, como cuando son levantados en la jaula de transporte. En este entorno, el tiempo de transporte era de unos 20 minutos con una furgoneta especial para el transporte de animales.</li>
	<li>Supervise la saturación periférica de oxígeno (SpO2) con un sensor recortado a la cola o la oreja del cerdo directamente después de la llegada.</li>
	<li>Desinfectar la piel con una tintura de desinfección incolora y esperar 3 minutos antes de insertar un catéter de vena periférica (1,2 mm) en una vena del oído. A continuación, inducir la anestesia mediante una inyección intravenosa de fentanilo (4 kg-1) y propofol (3 mg-kg-1).</li>
	<li>Cuando todos los reflejos estén ausentes y la respiración espontánea expire, coloque a los cerdos en posición supina en una camilla y arréglalos con vendas. NOTA: Los niveles adecuados de anestesia deben ser confirmados por un investigador experimentado por la ausencia de un reflejo del párpado y otras reacciones a los estímulos externos.</li>
	<li>Inicie inmediatamente la ventilación no invasiva con una máscara de ventilación para perros (tamaño 2). Utilice los siguientes parámetros de ventilación: fracción inspiratoria de oxígeno (FiO2) a 1,0; frecuencia respiratoria á 14-16 min-1; Presión inspiratoria máxima <20 cm H2O, presión positiva de expiración final (PEEP) a 5 cm H2O.</li>
	<li>Mantener la anestesia a través de una perfusión continua de fentanilo(0,1-0,2 kg-1o 1 ) y propofol (8-12 mg-kg-1-h-1) e iniciar una perfusión de solución de electrolito equilibrada (5 mL-kg-1o 1 -1 ).</li>
	<li>Facilitar la intubación endotraqueal mediante la aplicación de un relajante muscular (atracurium 0,5 mg-kg-1).</li>
	<li>Asegure las vías respiratorias a través de la intubación con un tubo endotraqueal común (ID 6-7) y un introductor. Utilice un laringoscopio común con una hoja Macintosh (tamaño 4). Dos personas facilitan el procedimiento.
	<ol>
<li>Persona 1: Fije la lengua afuera con un pedazo de tejido y abra el hocico con la otra mano.</li>
		<li>Persona 2: Realizar una laringoscopia.</li>
		<li>Persona 2: Cuando la epiglotis entre en la vista, mueva el laringoscopio ventralmente. Levante la epiglotis y asegúrese de que las cuerdas vocales estén visibles. NOTA: Si la epiglotis no se mueve dorsalmente, se adhiere a la palatina suave y se puede movilizar por la punta del tubo. Alternativamente, se puede utilizar una cuchilla con otro tamaño (3 o 5) o tipo (hoja de Miller).</li>
	</ol></li>
	<li>Mueva el tubo con cuidado a través de las cuerdas vocales. NOTA: El punto más estrecho de la tráquea no está en el nivel de las cuerdas vocales, sino subglottípico. Si la inserción del tubo no es posible, intente girar el tubo o utilice un tubo más pequeño.</li>
	<li>Tire del introductor del tubo, utilice una jeringa de 10 ml para bloquear el manguito con 10 ml de aire y controle la presión del manguito con un administrador del manguito (30 cm H2O).</li>
	<li>Inicie la ventilación mecánica después de que el tubo esté conectado a un respirador (PEEP a 5 cm H2O; volumen de marea a 8 ml-kg-1; FiO2 a 0,4; relación entre la inspiración y la expiración: 1:2; frecuencia respiratoria: variable para lograr un CO2 de marea final de <6 kPa). NOTA: Evite la fluctuación delCO2 para minimizar los efectos respiratorios en la perfusión cerebral.</li>
	<li>Asegúrese de que la posición del tubo sea correcta mediante la exhalación regular y periódica de CO2 a través de la capnografía, y compruebe la ventilación de doble cara a través de la auscultación. NOTA: Si el tubo se coloca incorrectamente, la inflación del aire en el estómago forma rápidamente una protuberancia visible en la pared abdominal, incluso antes de que se instale la capnografía. En este caso, la sustitución del tubo y la inserción de un tubo gástrico son absolutamente necesarias.</li>
	<li>Con dos personas, coloque una sonda gástrica en el estómago para evitar el reflujo y los vómitos.
	<ol>
<li>Persona 1: Fije la lengua afuera con un pedazo de tejido y abra el hocico con la otra mano.</li>
		<li>Persona 2: Realizar una laringoscopia de la laringe porcina.</li>
		<li>Persona 2: Visualice el esófago.</li>
		<li>Persona 2: Empuje el tubo gástrico dentro del esófago con un par de fórceps de Magill hasta que se drene el líquido gástrico. NOTA: A veces, la visualización no es fácil. En este caso, mueva el laringoscopio dorsalmente al tubo y empújelo ventralmente para abrir el esófago. Durante el procedimiento, el cuerpo animal está cubierto con mantas para evitar la hipotermia. Si la temperatura corporal del animal disminuye, utilice un sistema de calentamiento para estabilizar la temperatura a nivel fisiológico (ver la Tabla de Materiales). La temperatura corporal se muestra en la pantalla del PiCCO.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Instrumentación
<ol><li>Utilice vendas para tirar hacia atrás de las patas traseras para suavizar los pliegues en el área femoral para el cateterismo de los vasos.</li>
	<li>Prepare los siguientes materiales: una jeringa de 5 ml, una jeringa de 10 ml, una jeringa de 50 ml, una aguja Seldinger, vainas de introducción (2 mm, 2,7 mm, 2,7 mm), cables guía para las vainas, un catéter venoso central con tres puertos (2,3 mm, 30 cm) con alambre guía y un PiCCO catéter (1,67 mm, 20 cm).</li>
	<li>Desinfectar el área inguinal con desinfección de color, esperar 2 minutos, y limpiar la desinfección con un tejido estéril. Repita este procedimiento 3x. Después de la tercera vez, no retire la desinfección.</li>
	<li>Llene todos los catéteres con soluciones salinas.</li>
	<li>Aplique gel de ultrasonido a la sonda de ultrasonido. Cubra el área inguinal con una cortina fenestrada estéril y escanee los vasos femorales derecho con ultrasonido. Utilice la técnica Doppler para distinguir entre la arteria y la vena18.</li>
	<li>La sangre brillante y roja que palpita confirma la posición de la aguja aspirada. Desconecte la jeringa e inserte el alambre guía en la arteria femoral derecha.</li>
	<li>Visualice el eje longitudinal de la vena femoral derecha e inserte la aguja Seldinger bajo aspiración permanente con la jeringa de 5 ml.</li>
	<li>Aspirar sangre venosa no pulsante de color rojo oscuro.</li>
	<li>Visualice la arteria femoral derecha axialmente y cambie a una vista longitudinal de la arteria girando la sonda 90o.</li>
	<li>
Perfore la arteria femoral derecha bajo visualización por ultrasonido con la aguja Seldinger bajo aspiración permanente con la jeringa de 5 ml. NOTA: La técnica Seldinger guiada por ultrasonido se asocia con una pérdida de sangre significativamente menor, traumatismos tisulares y consumo de tiempo que otros métodos de acceso vascular19,20.<ol>
<li>Si no se puede establecer la posición correcta de la aguja en los diferentes vasos, tome las sondas de sangre y analice el contenido de gas sanguíneo con un analizador de gas sanguíneo (ver la Tabla de Materiales). Un nivel alto de oxígeno es un buen signo de sangre arterial, y un nivel bajo de oxígeno es un signo de sangre venosa.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inserte el cable guía para el catéter venoso central en la vena femoral derecha después de desconectar la jeringa y retraer la aguja Seldinger.</li>
	<li>Visualice ambos vasos derecho con ultrasonido para controlar la posición correcta del cable.</li>
	<li>Empuje la vaina del introductor arterial (2 mm) sobre el alambre guía en la arteria derecha y asegure la posición con la aspiración de sangre.</li>
	<li>Utilice la técnica Seldinger para colocar la línea venosa central en la vena femoral derecha. Aspirar todos los puertos y lavarlos con solución salina.</li>
	<li>Realice el mismo procedimiento en el lado inguinal izquierdo para insertar las otras vainas del introductor en la técnica Seldinger en la arteria femoral izquierda (2,7 mm) y la vena femoral (2,7 mm).</li>
	<li>Conecte la vaina del introductor arterial derecha y el catéter venoso central con dos sistemas de transductores para la medición de la hemodinámica invasiva, y coloque ambos transductores en el nivel del corazón para obtener valores adecuados.</li>
	<li>Cambie los tres topes de ambos transductores abiertos a la atmósfera para calibrar los sistemas a 0 según lo prescrito en las instrucciones de operación. NOTA: Es absolutamente necesario evitar cualquier burbuja de aire y manchas de sangre en los sistemas para generar valores plausibles.</li>
	<li>Cambie todas las perfusiones para mantener la anestesia desde la vena periférica hasta la línea venosa central.</li>
	<li>Tome los valores basales (hemodinámica, espirometría, NIRS (ver sección 4) y PiCCO (ver sección 3) después de 15 minutos de recuperación.</li>
	<li>Iniciar shock hemorrágico (ver sección 5).</li>
</ol>3. Medición PiCCO
NOTA: Para el equipo PiCCO, véase la Tabla de Materiales.
<ol><li>Inserte el catéter PiCCO en la funda del introductor arterial derecho. NOTA: En la medicina clínica, los catéteres PiCCO se colocan directamente mediante la técnica Seldinger. Sin embargo, la colocación a través de una funda de introducción también es factible.</li>
	<li>Conecte el catéter con el cable arterial del sistema PiCCO y el transductor arterial directamente con el puerto PiCCO. A continuación, vuelva a calibrar como se describe en el paso 2.17.</li>
	<li>Conecte la unidad de medición venosa del sistema PiCCO con la funda del introductor de venosa izquierda. NOTA: Es necesario conectar las sondas venosas y arteriales a cierta distancia entre sí. De lo contrario, la medición se verá perturbada, ya que la aplicación de solución salina fría en el sistema venoso influirá en la medición arterial. Para más detalles sobre PiCCO, véase Mayer y Suttner21.</li>
	<li>Encienda el sistema PiCCO y confirme que se mide un nuevo paciente.</li>
	<li>Introduzca el tamaño y el peso del animal y cambie la categoría a adultos.</li>
	<li>Introduzca el nombre y el ID del protocolo y escriba Exit.</li>
	<li>Ajuste el volumen de inyección a 10 ml. NOTA: El volumen de la solución de inyección elegida puede variar. Un volumen más alto hace que los valores medidos sean más válidos. Elija un pequeño volumen para evitar cualquier efecto de hemodilución a través de la aplicación repetitiva.</li>
	<li>Introduzca la presión venosa central.</li>
	<li>Abra la llave de tres vías a la atmósfera, haga clic en Cero para la calibración del sistema y haga clic en Salir.</li>
	<li>Calibre la medición de la salida cardíaca continua como se describe a continuación y haga clic en TD (Thermodilution). Preparar la solución salina fisiológica con una temperatura de 4 oC en una jeringa de 10 ml y hacer clic en Iniciar.</li>
	<li>Inyectar 10 ml de la solución salina fría rápida y constantemente en la unidad de medición venosa y esperar hasta que se complete la medición y el sistema solicite una repetición.</li>
	<li>Repita este procedimiento hasta que se completen tres mediciones.</li>
	<li>Deje que el sistema calcule la media de todos los parámetros y haga clic en Salir.</li>
	<li>Después de la calibración completa, inicie inmediatamente la medición. Para controlar la inducción de choque, concéntrese en el índice cardíaco del parámetro derivado de PiCCO.</li>
</ol>4. Saturación de Oxigenación Regional Cerebral
NOTA: Para el equipo para monitorear la oxigenación regional cerebral, véase la Tabla de Materiales.
<ol><li>Afeitar la frente del cerdo con una maquinilla de afeitar desechable y agua y pegar dos sensores autoadherentes (ver la Tabla de Materiales)para NIRS a la frente del cerdo.</li>
	<li>Conecte el preamplificador al monitor y conecte los conectores del cable del sensor codificados por colores al preamplificador.</li>
	<li>Cierre el mecanismo de bloqueo del preamplificador y conecte los sensores a los cables del sensor. NOTA: Para grabar datos en tiempo real, una unidad flash USB tiene que estar conectada al monitor NIRS.</li>
	<li>Encienda el monitor, haga clic en Nuevopaciente, introduzca el nombre del estudio y haga clic en Hecho.</li>
	<li>Compruebe la señal entrante. Cuando la señal sea estable, haga clic en Menú de línea base y haga clic en Establecer líneas base. Si la línea base ya se ha introducido, confirme la nueva línea base haciendo clic en Sí y haga clic en Marca de evento.</li>
	<li>Elija el evento con los botones de flecha en el teclado y con Next Event; seleccione el evento 3 Inducción y pulse Seleccionar evento. NOTA: Si es necesario obtener más información, consulte el manual de instrucciones del sistema NIRS22.</li>
</ol>5. Inducción de shock hemorrágico
<ol><li>Conecte la funda del introductor izquierdo con un tope de parada de camino en el árbol. Conecte un puerto de la caja de tres vías con una jeringa de 50 ml y otro con un frasco de perfusión vacío. NOTA: Alternativamente, la sangre retirada puede ser recogida en bolsas de bolsa para autotransfusión posterior. Esta es una ventaja importante de la abstinencia de sangre controlada.</li>
	<li>Mida y documente los parámetros hemodinámicos exactos y calcule el 40% del índice cardíaco y la presión arterial media como dianas hemodinámicas. Establezca el evento 93 Blood Loss en el sistema NIRS como se describe en el paso 4.6. NOTA: El shock hemorrágico se logra si el índice cardíaco y la presión arterial media caen por debajo del 40% del valor basal. Es preferible una considerable saturación de oxigenación regional cerebral (crSO2) del 20% para representar el deterioro microcirculatorio. La pérdida media de sangre para lograr esto se encuentra dentro de un rango de 25-35 mL-kg-1.</li>
	<li>Aspira 50 ml de sangre en la jeringa y cambia el tapón de tres vías. Empuje la sangre en la botella vacía.</li>
	<li>Tenga en cuenta el volumen sanguíneo eliminado.</li>
	<li>Controle de cerca la presión arterial, el índice cardíaco y el crSO 2. Repita la abstinencia sanguínea hasta que se alcance la presión arterial objetivo y el índice cardíaco (después de 20-30 min).</li>
	<li>Establezca el evento 97 Hipotensión en el dispositivo NIRS como se describe en el paso 4.6. NOTA: No retire la sangre demasiado rápido, porque esto conlleva el riesgo de insuficiencia cardiocirculatoria inmediata. Después de terminar el procedimiento de inducción de choque, los animales se pueden utilizar para diversas intervenciones terapéuticas.</li>
</ol>6. Fin del experimento y la eutanasia
<ol><li>Inyectar 0,5 mg de fentanilo en la línea venosa central y esperar 5 min.</li>
	<li>Inyectar 200 mg de propofol en la línea venosa central y eutanasia al animal con 40 mmol de cloruro de potasio.</li>
</ol>

El dispositivo NIRS fue proporcionado incondicionalmente por Medtronic PLC, EE. UU., con fines de investigación experimental. Alexander Ziebart, Andreas Garcia-Bardon y Erik K. Hartmann recibieron honoraria instructor para cursos de formación médica de Medtronic PLC. Ninguno de los autores reporta conflictos financieros u otros conflictos de intereses.

El protocolo describe un método de inducir el shock hemorrágico a través de sangrado arterial controlado en cerdos que se guía por la hemodinámica sistémica, así como por deterioro microcirculatorio cerebral. Las condiciones de choque se lograron mediante una extracción sanguínea calculada de 25-35 ml kg-1 y confirmadas por el compuesto mencionado de parámetros sustitutivos que indican una insuficiencia cardiocirculatoria considerable. Si no se trata, este procedimiento fue letal dentro de 2 h en el 66% de los...

La pérdida masiva de sangre es una de las principales causas de muertes relacionadas con lesiones1,2,3. La pérdida de líquido circulatorio y portadores de oxígeno conduce a insuficiencia hemodinámica y suboferta grave de oxígeno y puede causar insuficiencia orgánica irreversible y la muerte. El nivel de gravedad del shock está influenciado por factores adicionales como la hipotermia, la coagulopatía y la acidosis4. Particularmente el cerebro, pero también los riñones carecen de capacidad de compensación debido a la alta demanda de oxígeno y la incapacidad de la generación de energía anaeróbica adecuada5,6. Con fines terapéuticos, la acción rápida e inmediata es fundamental. En la práctica clínica, la reanimación de líquidos con una solución electrolito equilibrada es la primera opción para el tratamiento, seguida de la administración de concentrados de glóbulos rojos y plasma fresco congelado. Los concentrados de trombocitos, las catecolaminas y la optimización de la coagulación y el estado ácido-base apoyan la terapia para recuperar las condiciones fisiológicas normales después de un trauma sostenido. Este concepto se centra en la restauración de la hemodinámica y la macrocirculación. Varios estudios, sin embargo, muestran que la perfusión microcirculatoria no se recupera simultáneamente con la macrocirculación. Especialmente, la perfusión cerebral sigue deteriorada y el suministro de oxígeno adicional puede ocurrir7,8.
El uso de modelos animales permite a los científicos establecer estrategias novedosas o experimentales. La anatomía, la homología y la fisiología comparables de los cerdos y los seres humanos permiten conclusiones sobre factores patológicos específicos. Ambas especies tienen un sistema metabólico similar y respuesta a los tratamientos farmacológicos. Esta es una gran ventaja en comparación con los modelos animales pequeños donde las diferencias enel volumen sanguíneo, la hemodinámica y la fisiología general hacen que sea casi imposible imitar un escenario clínico 9. Además, los equipos médicos y consumibles autorizados se pueden utilizar fácilmente en modelos porcinos. Además, es fácilmente posible obtener cerdos de proveedores comerciales, lo que permite una alta diversidad de genéticas y fenotipos y es un coste reduciendo10. El modelo de extracción de sangre a través de la cannulación de los vasos es bastante común11,12,13,14,15.
En este estudio, ampliamos el concepto de inducción de choque hemorrágico a través de la abstinencia arterial de sangre con una valoración exacta de la insuficiencia hemodinámica y deterioro de la oxigenación cerebral. El shock hemorrágico se logra si el índice cardíaco y la presión arterial media caen por debajo del 40% del valor basal, lo que ha demostrado causar un deterioro considerable de la saturación de oxigenación regional cerebral8. La medición de la salida cardíaca de contorno de pulso (PiCCO) se utiliza para la monitorización hemodinámica continua. En primer lugar, el sistema debe calibrarse mediante termodilución transpulmonar, lo que permite calcular el índice cardíaco del contenido de agua pulmonar extravascular y el volumen diastólico final global. Posteriormente, el índice cardíaco continuo se calcula mediante el análisis del contorno del pulso y también proporciona parámetros dinámicos de precarga como la presión del pulso y la variación del volumen de la carrera.
Esta técnica está bien establecida en entornos clínicos y experimentales. La espectroscopia de infrarrojo cercano (NIRS) es un método establecido clínica y experimentalmente para monitorear los cambios en el suministro de oxígeno cerebral en tiempo real. Los sensores autoadherentes están unidos a la frente izquierda y derecha y calculan la oxigenación cerebral de forma no invasiva en la corteza frontal cerebral. Dos longitudes de onda de luz infrarroja (700 y 900 nm) son emitidas y detectadas por los sensores después de ser reflejadas desde el tejido de la corteza. Para evaluar el contenido de oxígeno cerebral, las contribuciones de la sangre arterial y venosa se calculan en relaciones 1:3 y se actualizan en intervalos de 5 s. La sensibilidad en profundidad de 1-4 cm es exponencial decreciente e influenciada por el tejido penetrado (por ejemplo, piel y hueso), aunque el cráneo es translúcido a luz infrarroja. La técnica facilita acciones terapéuticas rápidas para evitar que los pacientes desenlaces adversos como delirio o lesión cerebral hipoxica y sirve como parámetro objetivo en caso de deterioro de la salida cardíaca16,17. La combinación de ambas técnicas durante el choque experimental permite una valoración exacta de la macrocirculación, así como deterioro microcirculatorio cerebral, para estudiar este evento potencialmente mortal.

<table><tbody><tr><td>Llave de paso de 3 vías azul</td><td>Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Suecia</td><td>394602</td><td>Administración</td></tr><tr><td>de medicamentos llave de paso de 3 vías</td><td>roja Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Suecia</td><td>394605</td><td>Administración de medicamentos/Inducción de choque</td></tr><tr><td>Atracurio Hikma</td><td>Pharma GmbH , Martinsried</td><td>AM03AC04*</td><td>Anestesia</td></tr><tr><td>Cánula 20 G</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td>301300</td><td>Acceso vascular</td></tr><tr><td>Datex Ohmeda S5</td><td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki,</td> <td>Finlandia-Monitor</td> <td>hemodinámico</td></tr><tr><td>Desinfección&nbsp;</td><td>Sch&uuml; LKE & Mayr GmbH, Alemania</td><td>104802</td><td>Desinfección&nbsp;</td></tr><tr><td>Heidelberger Verl&auml; ngerung 75CM</td><td>Fresenius Kabi Deutschland GmbH</td><td>2873112 &nbsp;</td><td>Administración de fármacos/Inducción de choque</td></tr><tr><td>INVOS 5100C Cerebral</td><td>Medtronic PLC, USA-Monitore</td><td></td> <td>para la oxigenación regional cerebral&nbsp;</td></tr><tr><td>INVOS Sensores de Oximetría Cerebral/Somática para Adultos Medtronic</td><td>PLC, EE. UU</td><td>. 20884521211152</td><td>Monitorización de la oxigenación regional cerebral&nbsp;</td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malasia</td><td>112482</td><td>Intubación</td></tr><tr><td>Introductor de tubo endotraqueal</td><td>&nbsp; Wirutec GmbH, Sulzbach, Alemania</td><td>5033062</td><td>Intubation</td></tr><tr><td>Engstr&ouml; m Carestation</td><td>GE Heathcare, Madison USA-Ventilador</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Fentanilo</td><td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td><td>AA0014*</td>Guantes <td>de anestesia</td></tr><tr><td></td><td>Paul Hartmann, Heidenheim, Alemania</td><td>9422131</td><td>Autoprotección</td></tr><tr><td>Incetomat-line 150 cm</td><td>Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Alemania</td><td>9004112</td><td>Administración de medicamentos</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Hameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, Schweiz</td><td>AN01AX03*</td><td></td></tr><tr><td>Laringoscopio</td> de sedación <td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malasia</td><td>671067-000020</td><td>Intubación</td></tr><tr><td>Sistema lógico de control de presión</td><td>Smith- Medical GmbH,&nbsp; Minneapolis, EE.UU.</td><td>MX9606</td><td>Monitor hemodinámico</td></tr><tr><td>Logicath 7 Fr 3 lúmenes 30 cm</td><td>Smith- Medical GmbH,&nbsp; Minneapolis, EE. UU.</td><td>MXA233x30x70-E</td><td>Acceso vascular/Administración de medicamentos</td></tr><tr><td>Masimo Radical 7</td><td>Masimo Corporation, Irvine, EE. UU.-</td><td>Monitor hemodinámico</td><td></td></tr> <tr><td>Mascarilla para perros con ventilación</td><td>Henry Schein, Melville, EE. UU.</td><td>730-246</td><td>Ventilación</td></tr><tr><td>Jeringa perfusora original 50 mL Luer Lock</td><td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Alemania</td><td>8728810F</td><td>Administración de medicamentos</td></tr><tr><td>Termodilución PICCO. F5/20CM EW&nbsp;</td><td>MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, Alemania</td><td>PV2015L20-A &nbsp;</td><td>Monitor hemodinámico</td></tr><tr><td>Juego de introductores de vaina percutánea 8,5 y 9 Fr, 10 cm con válvula de hemostasia integrada/puerto lateral</td><td>Arrow international inc., Reading, EE. UU</td>. <td>AK-07903</td><td>Acceso vascular/Inducción de choque</td></tr><tr><td>Perfusor FM Braun</td><td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Alemania</td><td>8713820</td><td>Administración</td></tr><tr><td>de medicamentos Cloruro de potasio Fresenius</td><td>, Kabi GmbH, Bad Homburg, Alemania</td><td>6178549</td><td>Eutanasia</td></tr><tr><td>Propofol 2%</td><td>Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Alemania</td><td>&nbsp; AN01AX10*</td><td>Anestesia</td></tr><tr><td>&nbsp; Gasto cardíaco en el contorno del pulso (PiCCO2)&nbsp;</td><td>Pulsion Medical Systems, Feldkirchen,</td> <td>Alemania-Monitor</td> <td>hemodinámico</td></tr><tr><td>Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem</td><td>Fujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, EE. UU.&nbsp;</td><td>-</td><td>Acceso vascular</td></tr><tr><td>Inoxidable Macintosh Tamaño 4</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,&nbsp; Malasia</td><td>670000</td><td>Intubación</td></tr><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Alemania</td><td>AB05BB01*</td><td>infusión de electrolitos balanceada</td></tr><tr><td>Stresnil 40 mg/mL&nbsp; &nbsp;</td><td>Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, Alemania</td><td>QN05AD90</td><td>Jeringa de sedación</td></tr><tr><td>10 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td>309110</td><td>Administración de medicamentos</td></tr><tr><td>Jeringa 2 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td>300928</td><td>Administración de medicamentos</td></tr><tr><td>Jeringa 20 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td>300296</td><td>Medicamento administración</td></tr><tr><td>Jeringa 5 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td>309050</td><td>Administración de medicamentos</td></tr><tr><td>Catéter venoso 22 G</td><td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Alemania</td><td>4269110S-01</td><td>Acceso vascular</td></tr><tr><td>*ATC:&nbsp; Químico Terapéutico Anatómico / Clasificación de Dosis Diaria Definida&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

El shock hemorrágico se encuentra entre las principales razones de la muerte grave relacionada con lesiones. La pérdida de volumen circulatorio y portadores de oxígeno puede conducir a un suministro insuficiente de oxígeno y una falla irreversible de los órganos. El cerebro ejerce sólo capacidades de compensación limitadas y está particularmente en alto riesgo de daño hipoxico grave. Este artículo demuestra la inducción reproducible de shock hemorrágico potencialmente mortal en un modelo porcino por medio de la abstinencia de sangre calculada. Valoramos la inducción de choque guiados por espectroscopia de infrarrojo cercano y monitoreo hemodinámico extendido para mostrar falla scirculatoria sistémica, así como agotamiento cerebral de oxígeno microcirculatorio. En comparación con modelos similares que se centran principalmente en volúmenes de eliminación predefinidos para la inducción por choque, este enfoque destaca una valoración por medio de la falla resultante de la macro y la microcirculación.

Después de iniciar la inducción del choque, se puede registrar un corto período de compensación. Con la extracción de sangre en curso, la mencionada descompensación cardiocirculatoria, monitoreada por una disminución significativa de crSO2,el índice cardíaco, el índice de volumen sanguíneo intratorácico y el índice global de volumen diastólico final (Figura2 , se produce la Figura 3y la Figura 4</s...

El shock hemorrágico es una complicación grave en pacientes gravemente heridos, lo que conduce a un suboferta de oxígeno potencialmente mortal. Presentamos un método estandarizado para inducir shock hemorrágico a través de la extracción de sangre en cerdos que se guía por la hemodinámica y la oxigenación cerebral microcirculatoria.

Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Este modelo estandarizado de inducción hemorrágica de choque guiado por oximetría cerebral y monitorización hemodinámica externa se puede utilizar para simular un escenario clínico realista. La principal ventaja de este modelo es su diseño simple y altamente flexible, que permite seleccionar fácilmente varios niveles de deterioro cardio cellulatory. Esta técnica permite la evaluación de diferentes conceptos terapéuticos de shock hemorrágico como reanimación de líquidos, coagulación y terapia con catecolaminas.Esta técnica proporciona una visión de los diferentes aspectos fisiopatológicos del shock hemorrágico y los efectos hemodinámicos sobre la oxigenación regional cerebral, evaluados por la espectroscopia infrarroja cercana. La visualización del shock hemorrágico puede ser crítica porque los mecanismos de compensación de los animales pueden disimular la inestabilidad hemodinámica durante un largo período de tiempo. Antes de comenzar a cubrir el área inguinal, aplique gel de ultrasonido en la sonda de ultrasonido y cubra el inguinal de un cerdo anestesiado de aproximadamente 28 kilogramos de dos a tres meses de edad con una cortina estéril fenestrada.Escanee los vasos femorales correctos con ultrasonido utilizando la técnica doppler para distinguir entre la arteria y la vena. Visualice el eje longitudinal de la arteria femoral derecha y perfore la arteria femoral derecha bajo visualización por ultrasonido con una aguja Seldinger bajo aspiración permanente con una jeringa de cinco mililitros. La sangre brillante y pulsante confirma el posicionamiento correcto de la posición de la aguja aspirada.Después de desconectar el sistema, inserte el cable guía y retraiga la aguja Seldinger. Visualice la vena femoral derecha antes de girar la sonda 90 grados para cambiar a una vista longitudinal de la vena. A continuación, perfore la vena femoral derecha bajo visualización por ultrasonido con la aguja Seldinger bajo aspiración permanente con la jeringa de cinco mililitros.Un nivel alto de oxígeno es indicativo de sangre arterial y un nivel bajo de oxígeno es un signo de sangre venosa. Después de desconectar la jeringa, inserte el cable guía y retraiga la aguja Seldinger. Visualice ambos vasos derecho bajo ultrasonido para controlar la posición correcta del cable y empuje una vaina de introductora arterial de dos milímetros sobre el alambre guía hacia la arteria derecha y la línea venosa central en la vena femoral derecha.A continuación, aspirar todos los puertos y vaciar los puertos con solución salina. Para una salida cardíaca de contorno de pulso, o medición PiCCO, inserte el catéter PiCCO en la vaina del introductor arterial derecho y conecte el catéter con el cable arterial del sistema PiCCO y el transductor arterial directamente al puerto PiCCO. A continuación, conecte la unidad de medición venosa del sistema PiCCO con la vaina del introductor venoso derecho.Cambie los llaveros de tres vías de ambos transductores abiertos a la atmósfera para calibrar los sistemas a cero, de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Encienda el sistema PiCCO y confirme que se está midiendo un nuevo paciente. Para calibrar la medición continua de la salida cardíaca, haga clic en TD para la dilución del termo y cargue una solución salina fisiológica de cuatro grados Celsius en una jeringa de 10 mililitros.Haga clic en start e inyecte rápida y constantemente 10 mililitros de la solución salina fría en la unidad de medición venosa. A continuación, espere hasta que se complete la medición y el sistema solicite una repetición antes de repetir el procedimiento dos veces más. Para el monitoreo de oxigenación regional cerebral, primero pegue dos sensores de espectroscopia infrarroja proximidad autoadhesivos cercanos a la frente del cerdo y conecte el preamplificador al monitor y los conectores de cable del sensor codificados por color al preamplificador.Cierre el mecanismo de bloqueo del prea amperios y conecte los sensores a los cables del sensor. Después de encender el monitor, haga clic en nuevo paciente, introduzca el nombre del estudio y haga clic en Listo. Compruebe la señal entrante.Cuando la señal sea estable, haga clic en el menú de línea base y establezca líneas base. Si ya se ha introducido la línea base, haga clic en Sí y marca de evento para confirmar la nueva línea base. A continuación, utilice los botones de flecha del teclado en el siguiente evento para seleccionar los tres eventos de inducción seguidos de un evento select.Para la inducción de choque hemorrágico, conecte la vaina del introductor arterial izquierdo con un tapón de tres vías y equipe un puerto de la llave de tres vías con un siring de 50 mililitros y otro con una botella de infusión vacía. Mida y documente los parámetros hemodinámicos exactos y calcule el 40% del índice cardíaco y la presión arterial media como dianas hemodinámicas. Seleccione el evento de pérdida de sangre 93 en el sistema de espectroscopia infrarroja cercana y aspire 50 mililitros de sangre en la jeringa.Cambia el carro del árbol y empuja la sangre en la botella vacía. Observe el volumen sanguíneo eliminado y controle de cerca la presión arterial, el índice cardíaco y la saturación de oxigenación regional cerebral. A continuación, seleccione el evento de hipotensión 97.El uso de shock hemorrágico tiene aspectos críticos desafiantes y debe realizarse con precaución, ya que la inestabilidad hemodinámica puede conducir a la muerte súbita. Con la extracción continua de sangre, se produce una descompensación circulatoria cardioposal como monitoreada por una disminución significativa en la saturación de oxígeno regional cerebral, índice cardíaco, índice de volumen sanguíneo intratorácico e índice global de volumen diastólico final. Además, la taquicardia significativa y una disminución de la presión arterial son manifestaciones comunes de shock hemorrágico.La variación del volumen de aviva aumenta significativamente, mientras que el contenido de agua pulmonar extravascular y la resistencia vascular sistémica generalmente no se ven afectadas. Después de poner fin a la abstinencia de sangre, los valores hemodinámicos y la saturación de oxigenación regional cerebral suelen permanecer en un nivel críticamente bajo. El contenido de hemoglobina y el hematocrito no disminuyen directamente durante la inducción del shock hemorrágico, pero los niveles de lactato aumentan y la saturación de oxígeno venoso central disminuye.El shock hemorrágico es una complicación grave en pacientes gravemente heridos que puede conducir a oxígeno potencialmente mortal bajo suministro. Se requiere una terapia rápida y eficaz para evitar daños graves en los órganos. Este procedimiento se puede ampliar el concepto de terapia hemodinámica como la reanimación de fluidos o la administración de catecolaminas.Investigar diferentes métodos para optimizar el tratamiento. Este nuevo modelo allana el camino para la evaluación de nuevos conceptos terapéuticos de shock hemorrágico porque simula un escenario realista similar a las situaciones de emergencia clínica. Trabajar con sangre humana y animal puede ser peligroso.Use siempre guantes, una mascarilla facial y gafas de seguridad para evitar la contaminación por enfermedades infecciosas.

standardized-hemorrhagic-shock-induction-guided-cerebral-oximetry

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

La encefalopatía hipóxico-isquémica después de la asfixia perinatal se puede estudiar utilizando modelos animales. Demostramos los procedimientos necesarios para establecer un modelo de lechón de encefalopatía hipóxico-isquémica neonatal.

Un modelo del cochinillo de Neonatología encefalopatía hipóxico-isquémica

Presentamos un protocolo de crear disfunción ventricular derecha en un modelo de cerdo mediante la inducción de SDRA. Demostramos la monitorización invasiva del gasto cardíaco ventricular mediante flujo sondas alrededor de la aorta y la arteria pulmonar, así como mediciones de presión arterial en la aorta y la arteria pulmonar derecha e izquierda.

Monitorización hemodinámica invasiva de la hemodinámica de la arteria aorta y pulmonar en un modelo Animal grande del SDRA

Aquí, presentamos un protocolo de demostración de un modelo de shock hemorrágico en el cerdo que utiliza Oclusión aórtica como puente a la atención definitiva en trauma. Este modelo tiene aplicación en las pruebas de una amplia gama de estrategias terapéuticas quirúrgicas y farmacológicas.

Completa y parcial obstrucción aórtica para el tratamiento del choque hemorrágico en cerdos

La microcirculación de la médula espinal juega un papel fundamental en la lesión de la médula espinal. La mayoría de los métodos no permiten la evaluación en tiempo real de la microcirculación de la médula espinal, que es esencial para el desarrollo de terapias dirigidas a la microcirculación. Aquí, proponemos un protocolo utilizando sondas Laser-Doppler-Flow Needle en un modelo animal grande de isquemia / reperfusión.

Evaluación en tiempo real de la microperfusión de la médula espinal en un modelo porcino de isquemia/reperfusión

Aquí se presenta un protocolo para medir la oxigenación renal en la médula y la presión parcial de oxígeno en orina no invasiva en un modelo porcino de shock hemorrágico para establecer la presión parcial de oxígeno en orina como un indicador temprano de lesión renal aguda (LRA) y un nuevo criterio de valoración de reanimación.

Monitorización no invasiva e invasiva de la hipoxia renal en un modelo porcino de shock hemorrágico

Este artículo tiene como objetivo proporcionar a los investigadores una guía detallada y accesible para establecer un modelo porcino infantil de shock hemorrágico.

Descripción de un modelo de lactante porcino de shock hemorrágico controlado por volumen

Proporcionamos un protocolo para un modelo experimental de shock endotoxémico en cerdos mediante infusión de lipopolisacáridos.

Infusión de lipopolisacáridos como modelo de choque endotoxémico porcino

El shock hemorrágico mata a 1,9 millones de personas en todo el mundo cada año. Los animales pequeños se utilizan con frecuencia como modelos de choque hemorrágico, pero se asocian con problemas de estandarización, reproducibilidad e importancia clínica, lo que limita su relevancia. Este artículo describe el desarrollo de un nuevo modelo de shock hemorrágico clínicamente relevante en ratas.

Desarrollo de un modelo de shock hemorrágico clínicamente relevante en ratas

El modelo de shock hemorrágico ha sido un recurso confiable y reproducible para facilitar la identificación y comprensión de las cascadas de señalización asociados con la inflamación y daño de órganos diana tras un traumatismo. Este artículo proporciona una descripción paso a paso de los aspectos quirúrgicos y mecánicos asociados con el procedimiento experimental de choque hemorrágico en ratones.

Volumen fijo o fijado a presión: un modelo murino de shock hemorrágico

Monitorización de la perfusión cerebral se ha demostrado para mejorar la precisión en modelos de ictus isquémicos. Las dificultades técnicas a menudo limitan el uso de esta herramienta esencial para la investigación cerebrovascular. En este vídeo, un sistema optimizado se muestra para obtener una monitorización hemodinámica única o multi-sitio durante la oclusión intraluminal de la arteria cerebral en ratas.

Sistema optimizado para la monitorización de la perfusión cerebral en el modelo de rata de Carrera intraluminal oclusión arteria cerebral media

Aprende a inducir choque hemorrágico estandarizado en cerdos utilizando oximetría cerebral NIRS y monitoreo hemodinámico PiCCO. Este modelo flexible permite evaluar terapias de reanimación y manejo de coagulación en escenarios clínicos realistas.

Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Explorar más videos