Name: Modelo de colgajo Osteomiocucutáneo de extremidades posteriores modificados en la rata para investigación de compuestos alotransplante de compuesto translacional vascularizado (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Aprenda a crear un modelo quirúrgico de colgajo osteomiocutáneo en rata para estudiar el rechazo de injertos y vasculopatía en trasplantes vasculares compuestos. Esta técnica permite evaluar estrategias terapéuticas.

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Este trabajo fue apoyado por la oficina del Secretario auxiliar de defensa para asuntos de salud a través del programa de investigación médica dirigida por el Congreso bajo el premio no. W81XWH-13-2-0057. Las opiniones, interpretaciones, conclusiones y recomendaciones son las de los autores y no están necesariamente respaldadas por el Departamento de defensa.

Todas las cirugías de animales se realizaron de acuerdo con los protocolos aprobados por el Comité institucional de cuidado y uso de animales de la Universidad de Louisville (Protocolo aprobado por la IACUC 18198) y la guía de institutos nacionales de salud (NIH) para el cuidado y uso de Animales de laboratorio10. Macho de cuatro meses de edad, Brown-Norway (RT1. An) y varón de 4 meses de edad Lewis (RT1. Al) las ratas se utilizaron como donante VCA y receptores, respectivamente.
1. cosecha de aloinjertos de donantes
<ol><li>Sedate al animal donante usando isoflurano vaporizado aplicado a través de una cámara.</li>
	<li>Afeita el área donante del injerto (extremidad posterior), así como las áreas de la ingle y el abdomen. Después de eso, tratar con crema depilatoria con el fin de reducir la cantidad de pelusa dejados por los Clippers.</li>
	<li>Anestesiar profundamente a los animales donantes que utilicen ketamina intraperitoneal (IP) (60 mg/kg)/xilazina (15 mg/kg)/acepromazina (2 mg/kg). Administrar una dosis inicial de 0,2 mL/100 g de peso corporal y dosis adicionales de 0,2 mL cada h. Para mayor comodidad, es opcional realizar este paso antes del paso 2.</li>
	<li>Vigile continuamente a los animales mientras está bajo anestesia para la respiración, la temperatura corporal y la profundidad de la anestesia, usando la prueba de reflejo de abstinencia del dedo del pie.</li>
	<li>Administrar 30 U de solución de heparina subcutáneamente (SC) en el área de exfoliante antes de la cirugía para prevenir la coagulación.</li>
	<li>Use una máscara, una cubierta para la cabeza, una bata de aislamiento desechable y guantes desechables.</li>
	<li>Coloque el animal del donante supino en una almohadilla térmica. Producir un campo quirúrgico estéril preparando, fregando y drapeando el área quirúrgica incluyendo los aspectos ventrales y dorsales de la pierna. Don guantes estériles.</li>
	<li>Haga una incisión en la piel de 3 cm en la concavidad de la ingle usando la cuchilla del bisturí #15 y refleje la almohadilla de grasa inguinal lateralmente usando tijeras de iris.</li>
	<li>Exponga los vasos femorales comunes y coloque un gancho de alambre con una banda elástica para retraer los músculos abdominales.</li>
	<li>Utilizando un microscopio de disección (40x), diseccionar el pedículo proximalmente de la aparición de los vasos femorales comunes bajo el ligamento inguinal y distalmente a la confluencia de los vasos popliteales en el injerto.</li>
	<li>El uso de microclips y de las pinzas bipolares de joyeros, ligar y divide las grandes ramas arteriales y venosas, como los vasos femoral circunflecos laterales, los vasos epigástricas caudales superficiales, la arteria saphenosa y los vasos femoral caudales proximales, para movilizar los principales vasos femorales. Cauterizar cualquier rama pequeña usando fórceps bipolares finos.</li>
	<li>Haz una incisión en la piel desde el centro de la piel anterior cortada a lo largo del lado ventral de la extremidad posterior, hasta la zona del tobillo, usando tijeras de iris.</li>
	<li>Cortar el músculo gracilis, así como los otros músculos aductores por debajo de ella, de una manera vertical para exponer y ligar los vasos de genicular proximal medial, vasos pequeños de ramificación profunda, y el nervio ciático. Nota: En este punto, en una mesa quirúrgica separada, el otro cirujano debe intubar y anestesiar (2,5% – 3% isoflurano) el animal receptor; Esto permite a los cirujanos preparar el sitio quirúrgico del receptor a tiempo para la colocación del injerto y minimizar el tiempo isquémico del injerto.</li>
	<li>En el animal donante, hacer incisiones circunferenciales de la piel en el nivel de la rodilla y el tobillo. Desarticular la rodilla y el tobillo, eliminar el músculo y el tejido extraños, y hacer una incisión vertical de la piel en el lado dorsal de la extremidad posterior para liberar el injerto. En este punto, el injerto (compuesto de peroné y tibia, cubierto con músculos relacionados y la piel de la isla nutrida por sus perforadores) está conectado sólo por el pedicelo.</li>
	<li>Colocar las pinzas pequeñas tan proximalmente como sea posible en la arteria femoral y la vena, y cortar el pedicelo tan proximalmente como sea posible, cerca del ligamento inguinal.</li>
	<li>Para vaciar el injerto de sangre, inyectar una solución salina heparinizada (30 U/mL) en la arteria femoral con una cánula contundente de 27 G. Nota: La dilatación de la arteria antes de la descarga de heparina permite un fácil acceso para la inserción de la cánula. Durante el enjuague, supervise de cerca el flujo de salida de la vena femoral. Una vez que el fluido transparente sale de la vena femoral, detenga el vaciado.</li>
	<li>Envolver el injerto aislado en una gasa tibia empapada en solución salina y transportarla inmediatamente a la mesa del animal receptor. En este momento, el sitio quirúrgico receptor ya debe estar preparado para la anastomosis vascular.</li>
	<li>Después de la cosecha del injerto, inmediatamente eutanasia la rata donante a través de neumotórax.</li>
</ol>2. cirugía de trasplante de receptor
<ol><li>Después de la inducción de sedación utilizando isoflurano vaporizado aplicado a través de una cámara, anestesiar profundamente el animal receptor a través de un tubo endotraqueal controlado por el respirador y 2.5% – 3% isoflurano. Nota: En esta etapa, la rata donante todavía está anestesiada.</li>
	<li>Monitoree continuamente la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria, la temperatura corporal y la profundidad de la anestesia del animal receptor, utilizando la prueba de reflejo de retirada del dedo pulgar.</li>
	<li>Con el fin de prevenir la deshidratación y la hipoglucemia, inyectar 2 mL de la solución de Ringer lactato y 2,5% de dextrosa por vía subcutánea al principio y otros 2 mL al final de la cirugía.</li>
	<li>Afeite la zona de la ingle y luego tratar con crema depilatoria con el fin de reducir la cantidad de pelusa dejada por los Clippers.</li>
	<li>Use una máscara, una cubierta para la cabeza, una bata de aislamiento desechable y guantes estériles.</li>
	<li>Coloque el animal supino en una almohadilla térmica. Aplicar ungüento oftálmico para prevenir las abrasiones corneales durante la anestesia. Producir un campo quirúrgico estéril preparando, fregando y drapeando el área quirúrgica.</li>
	<li>Haga una incisión en la piel de 3 cm en la concavidad de la ingle usando la cuchilla del bisturí #15 y refleje la almohadilla de grasa inguinal lateralmente usando tijeras de iris.</li>
	<li>Exponga los vasos femorales comunes y coloque un gancho de alambre con una banda elástica para retraer los músculos abdominales.</li>
	<li>Ligate y divide las ramas de Murphy.</li>
	<li>Utilizando 10-0 suturas interrumpidas de nylon, los recipientes anastomose donantes a los recipientes receptores a través de la técnica venosa de extremo a lado y la técnica de extremo a extremo arterial. Libere gradualmente las abrazaderas de la arteria y luego de la vena. Monitoree los sitios anastomóticos para el sangrado y agregue suturas adicionales si es necesario.</li>
	<li>Evaluar visualmente la anastomosis vascular con el fin de garantizar una reperfusión efectiva del injerto.</li>
	<li>Inserte el injerto en el bolsillo inguinal y orientarlo al revés, con la articulación del tobillo superior y la articulación de la rodilla inferior.</li>
	<li>Usando suturas, asegure el injerto a los músculos adyacentes. Cerrar la piel a través de la piel de colchón horizontal interrumpida absorable 4-0 suturas.</li>
	<li>Retira el animal receptor de la anestesia y destella el respirador. Coloque el animal en una almohadilla térmica para soporte térmico. Nota: El tiempo de operación total es entre 3 a 4 h, dependiendo de la experiencia del cirujano y el conocimiento con el procedimiento quirúrgico.</li>
	<li>Administrar meloxicam (1 mg/kg) por vía subcutánea para la supresión del dolor y vigilar hasta que el animal esté completamente recuperado y móvil.</li>
</ol>3. receptor VCA monitoreo
<ol><li>Casa las ratas de los receptores individualmente y monitorearlas diariamente para detectar signos clínicos de dolor, deshidratación, pérdida de peso y disminución de la actividad, además de la insuficiencia quirúrgica (para las primeras 48 – 72 h) o el rechazo. Administrar meloxicam por vía subcutánea (1 mg/kg) diariamente durante los primeros 3 días para la supresión del dolor.</li>
	<li>Basado en el punto final de la investigación, elegir un fármaco inmunosupresor que se administrará.</li>
</ol>4. histología
<ol><li>Bajo la anestesia isoflurana inhalada (2.5% – 3%), obtener la piel serial y las biopsias musculares subyacentes del injerto del donante en los puntos de tiempo deseados. La piel debe ser lavada y cubierta antes de la obtención de una biopsia, y un campo estéril y la técnica debe realizarse.</li>
	<li>Cierre la herida con una o dos puntadas, utilizando suturas absorbables de 4-0. Devuelva el animal a su jaula y deje que se recupere de la anestesia.</li>
	<li>Fije los tejidos biopsiados en tubos separados en un 10% de formalina.</li>
	<li>En el punto de tiempo de la terminal y bajo la anestesia isoflurana inhalada (2.5% – 3%), tome una biopsia de piel más grande que abarque la frontera donante/receptor. Localice cuidadosamente el par de correa de la embarcación en el sitio de Anastomoses; el sitio adecuado será aparente debido a las suturas. Tome las muestras de recipiente deseadas de la arteria y/o vena. Fije todas las muestras por separado en un 10% de formalina. Después de la recolección de muestras de tejido, y mientras que el animal todavía está bajo anestesia isoflurano, inmediatamente eutanasia el animal a través de neumotórax.</li>
	<li>Usando un procesador de tejidos (u otra técnica de incrustación preferida), la parafina-incrustar cada biopsia en su propio bloque. Para muestras de piel, orientar el tejido de manera que todas las capas epidérmicas y dérmicas se pueden ver en una sola rebanada. Para muestras de recipientes, orientar los recipientes de manera que se puedan obtener secciones transversales.</li>
	<li>Con un microtomo, corte secciones de 6 μm de espesor y aplíquelo a las diapositivas para la tinción de hematoxilina y eosina (H & E).</li>
	<li>Mancha para H & E utilizando un protocolo estándar.</li>
	<li>Obtenga imágenes representativas de todas las muestras de tejido deseadas utilizando técnicas de microscopía de campo claro.</li>
</ol>

<ol><li>Gilbert Fernandez, J. J., Febres-Cordero, R. G., Simpson, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Untold+Story+of+the+First+Hand+Transplant%3A+Dedicated+to+the+Memory+of+one+of+the+Great+Minds+of+the+Ecuadorian+Medical+Community+and+the+World%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">The Untold Story of the First Hand Transplant: Dedicated to the Memory of one of the Great Minds of the Ecuadorian Medical Community and the World.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. , (2018).</li>
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<li>Devauchelle, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+human+face+allograft%3A+early+report%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">First human face allograft: early report.</a> Lancet. 368 (9531), 203-209 (2006).</li>
<li>Broyles, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abdominal+wall+reconstruction+using+an+innervated+abdominal+wall+vascularized+composite+tissue+allograft%3A+a+cadaveric+study+and+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Functional abdominal wall reconstruction using an innervated abdominal wall vascularized composite tissue allograft: a cadaveric study and review of the literature.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (1), 39-44 (2015).</li>
<li>Kollar, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovations+in+reconstructive+microsurgery%3A+Reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Innovations in reconstructive microsurgery: Reconstructive transplantation.</a> Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 800-806 (2018).</li>
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<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research+Part+C%3A+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).</li>
<li>Kaufman, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+in+VCA%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+International%22%5BJournal%5D)">Immunobiology in VCA.</a> Transplantation International. 29 (6), 644-654 (2016).</li>
<li>Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, Institute for Laboratory Animal Research, Division on Earth and Life Studies, National Research Council of the National Academies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%2C+8th+edition%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8th edition</a>. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+limb+allotransplantation+model+to+study+skin+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat.</a> Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).</li>
<li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats%3A+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En el desarrollo de este modelo de VCA, se consideraron varias cuestiones clave. En primer lugar, era importante incluir el hueso intacto (tibia y peroné), la médula ósea y la piel en el injerto. Mientras que los trasplantes de mano clínicos de donantes adultos no transfieren cantidades significativas de médula hematopoyética activa, los estudios del papel del nicho de la médula ósea se reflejan mejor utilizando un hueso vascularizado intacto en lugar de un hueso largo cortado, lo que resulta en fibrosis de la médula exp...

La cirugía reconstructiva para la pérdida de tejido catastrófico por amputación, lesiones por explosión, neoplasias malignas y defectos congénitos están limitadas por la disponibilidad de tejido del paciente y la morbilidad adicional causada en el sitio donante. En algunos casos, como las víctimas de quemaduras o los amputados cuadriláteros, el tejido viable para la reconstrucción no está disponible en el paciente. En 1964, el primer trasplante de mano moderno se realizó en Ecuador. Si bien esto fue un éxito técnico, la inmunosupresión disponible en el momento era insuficiente para prevenir el rechazo, y el injerto se perdió en menos de 3 semanas1. En 1998 y 1999, los trasplantes de primera mano en la era moderna de inmunosupresión se realizaron en Lyon, Francia2 y Louisville, Kentucky, usa3. Por primera vez, los cirujanos reconstructivos podrían reemplazar como con like. El trasplante facial se realizó por primera vez en 20054, y ahora se están realizando rutinariamente varios otros injertos de VCA, como la pared abdominal5, el útero y los trasplantes urogenitales6.
A diferencia del trasplante de órganos sólidos, la mayoría de las técnicas de VCA implican la presencia de la piel de donante altamente antigénico. La experiencia clínica ha determinado que el rechazo agudo de la piel es relativamente fácil de controlar, pero puede contribuir al rechazo crónico de los tejidos y vasos subyacentes, que no responden bien al tratamiento7. La disfunción vascular asociada a una respuesta aloinmune es un obstáculo más ominoso para el campo del VCA7. Las macrovaslopatías conducen a déficits de perfusión, retraso de la curación y condiciones proinflamatorias. En los receptores de trasplante de mano7se producen tanto vascutropatía agresiva de recipiente grande confluido como hiperplasia íntima focal. Además, las microvascupatías probablemente contribuyen a las complicaciones del VCA también y pueden incluso conducir a eventos de rechazo. Si bien tanto los factores inmunes como los no inmunes probablemente desempeñan un papel en la vascutropatía de los receptores de trasplante de manos, no se conocen los mecanismos específicos que promueven la disfunción del recipiente distal en el VCA, particularmente en el contexto de rechazo crónico de bajo grado. Estas preguntas sin respuesta requieren el desarrollo de un modelo de VCA animal que permitirá la evaluación serial del injerto durante el curso clínico de rechazo/mantenimiento de VCA y vascutropatía. Este modelo ofrecerá información sobre el rechazo y la vascutropatía frente a la inmunosupresión, el desafío infeccioso y/u otras lesiones traumáticas postoperatorias8,9.
Aquí se presenta un modelo de colgajo osteomiocucutáneo VCA heterotópica de rata alogénico. Basado en modelos de VCA previamente publicados, este procedimiento es técnicamente fácil de realizar, reproducible en un gran número, y exhibe una mínima morbilidad y molestias al animal receptor. Este modelo fue diseñado para permitir evaluaciones clínicas e histopatológicas de la aceptación del VCA frente al rechazo, y proporciona una oportunidad para evaluar los mecanismos inmunes y no inmunes subyacentes involucrados en el rechazo.

<table><tbody><tr><td>Acepromazine</td><td>Henry Schein</td><td>5700850</td><td></td></tr><tr><td>Adventitia Tijeras</td><td>ASSI&nbsp;</td><td></td><td></td>SAS15R8</tr><tr><td>Abrazadera de aproximador (doble)</td><td>ASSI</td><td>ABB2V, ABB22V</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de aproximador (simple)</td><td>FST</td><td>00398-02</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de aplicación de pinzas</td><td>ASSI&nbsp;</td><td>CAF4</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de disección</td><td>ASSI SDS18R8</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aguja roma de lavado 27 g</td><td>SAI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparina Sódica</td><td>Agente</td><td>25021-400-30</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Veterinario</td><td>14043-704-06</td><td></td></tr><tr><td>Joyeros Bipolar</td><td>ASSI</td><td>103000BPS03</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de joyero #3</td><td>FST</td><td>11231-30</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina HCl 100 mg/mL</td><td>Zoetis</td><td>043-304</td><td>DEA Se requiere licencia</td></tr><tr><td>Solución de Ringer Lactato</td><td>Hospira</td><td>0409-7953-03</td><td></td></tr><tr><td>Solución de Ringer Lactato + 5% Dextrosa</td><td>Hospira</td><td>0409-7953-09</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Henry Schein</td><td>11695-6925-2</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinzas</td><td>ASSI&nbsp;</td><td>JFAL3</td><td></td></tr><tr><td>Micro portaagujas</td><td>ASSI</td><td>B138</td><td></td></tr><tr><td>Prograf (Tacrolimus) 5 mg/mL</td><td>Astellas</td><td>0469-3016-01</td><td></td></tr><tr><td>Sutura, 10-0 Prolene</td><td>Ethicon</td><td>W2790</td><td>o 10-0 Ethilon (2830)</td></tr><tr><td>Sutura, 4-0 Recubierto Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J714D</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas dilatadoras de vasos</td><td>ASSI</td><td>D5AZ</td><td></td></tr><tr><td>Xilacina</td><td>VetOne</td><td>13985-612-50</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo de colgajo osteomiocucutáneo de extremidades posteriores modificados en la rata para investigación de compuestos alotransplante de compuesto translacional vascularizado

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

El alotrasplante compuesto vascularizado (VCA) es un campo relativamente nuevo en la cirugía reconstructiva. Los logros clínicos en el VCA humano incluyen trasplantes de mano y cara y, más recientemente, la pared abdominal, el útero y los trasplantes urogenitales. Los resultados funcionales han superado las expectativas iniciales, y la mayoría de los receptores disfrutan de una mejor calidad de vida. Sin embargo, a medida que la experiencia clínica se acumula, se debe abordar el rechazo crónico y las complicaciones de la inmunosupresión. En muchos casos en los que los injertos han fracasado, la patología causativa ha sido vascutropatía isquémica. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">Los mecanismos biológicos del rechazo agudo y crónico asociado con el VCA, especialmente la vascutropatía isquémica, son áreas importantes de investigación. Sin embargo, debido al número muy reducido de pacientes con VCA, la evaluación de los mecanismos propuestos se aborda mejor en un modelo experimental. Varios grupos han utilizado modelos animales para abordar algunas de las preguntas relevantes sin resolver en el rechazo del VCA y la vascutropatía. Varios diseños de modelos que implican una variedad de especies se describen en la literatura. Aquí presentamos un modelo reproducible de aleteo osteomiocucutáneo de extremidades posteriores VCA en la rata que puede ser utilizado para la investigación de VCA translacional. Este modelo permite la evaluación serial del injerto, incluyendo biopsias y diferentes modalidades de imagen, manteniendo un bajo nivel de morbilidad.

El modelo de colgajo osteomiocucutáneo de extremidad posterior de rata VCA permite la supervivencia a largo plazo de aloinjertos bajo inmunosupresión. El modelo es fiable, reproducible y fácil de realizar. El colgajo está bien escondido en la zona inguinal y constituye una mínima morbilidad y molestias para el animal. La presentación cutánea es una manifestación clínica de la supervivencia y el rechazo de los aloinjertos (figura 1). El diseño del colgajo permite un monitoreo clínico bruto y ...

El aloinjerto compuesto vascularizado ofrece beneficios que alteran la vida a los receptores de trasplante, pero las causas biológicas del rechazo del injerto y la vascutropatía permanecen poco comprendidas. El modelo quirúrgico de roedores presentado aquí ofrece un modelo reproducible, clínicamente relevante de trasplante, permitiendo a los investigadores evaluar eventos de rechazo y posibles estrategias terapéuticas para prevenir su ocurrencia.

Modelo de colgajo Osteomiocucutáneo de extremidades posteriores modificados en la rata para investigación de compuestos alotransplante de compuesto translacional vascularizado

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

El pequeño número de atransplantas compuestas vascularizadas realizadas clínicamente requieren un modelo animal confiable y reproducible para estudiar las causas subyacentes del rechazo del injerto. Los tejidos clínicamente relevantes, como la piel, el músculo y el hueso, están presentes en el modelo. Además, la naturaleza no funcional de nuestro modelo permite una cirugía más rápida, menos tiempo isquémico para la solapa y una morbilidad más baja en comparación con los modelos ortotópicos de VCA.En los receptores de trasplante de manos, la vasculopatía de los vasos donantes puede conducir a un cierre completo de los vasos y daños isquémicos a la mano injertada. Este modelo es una herramienta para estudiar el desarrollo de estos eventos vasculopáticos. Antes de intentar este modelo quirúrgico, el cirujano primario debe estar familiarizado y competente en técnicas quirúrgicas macrovasculares.Este es un procedimiento complicado y largo. La demostración visual ayudará a otros laboratorios a prepararse en consecuencia, y entender los pasos de la cirugía. Para comenzar, primero cosecha la extremidad posterior de una rata donante haciendo una incisión cutánea en la concence de la ingle, exponiendo los vasos femorales.Hacer una incisión ventral de la piel, que ayudará en la disección del pediculo. Después de la desarticulación de la rodilla y el tobillo, hacer cortes dorsales de la piel, transectar el pediculo para liberar el injerto, y transportar el injerto inmediatamente a la mesa quirúrgica receptora, donde el sitio quirúrgico del animal receptor se prepara con antelación para minimizar el tiempo isquémico del injerto. En el animal receptor, exponga y disecciona los vasos femorales como antes, y luego anastomose el injerto, vena de extremo a lado, arteria de extremo a extremo.Inserta el injerto en el bolsillo inguinal y orientarlo boca abajo. Finalmente, suturar la piel. Para comenzar el procedimiento, afeite una rata donante anestesiada y luego use crema depilatoria.Inyectar 30 unidades de heparina por vía subcutánea en la zona de scruff. Coloque el animal supino en una almohadilla de calentamiento y produzca un campo quirúrgico estéril preparando, frotando y cubriendo el área quirúrgica, incluyendo el aspecto dorsal de la pierna. Utilice la cuchilla de bisturí número 15 para hacer una incisión cutánea de 3 centímetros en la concidad de la ingle de la rata donante.Usa tijeras Iris para reflejar lateralmente la almohadilla de grasa inguinal. Usando una disección contundente con un hisopo de algodón, exponga los vasos femorales comunes, y luego coloque un gancho de alambre con una banda elástica para retraer los músculos abdominales. Bajo un microscopio diseccionador con aumento de hasta 40X, utilice micro-tijeras, fórceps joyeros rectos número tres y fórceps en ángulo de 45 grados para diseccionar el pedicle proximally de la aparición de los vasos femorales comunes bajo el ligamento inguinal, y distalmente hasta la confluencia de vasos popliteales en el injerto.Usando micro-clips y joyeros bipolares fórceps, ligar y dividir las grandes ramas arteriales y venosas para movilizar los principales vasos femorales. Utilice fórceps bipolares finos para cauterizar cualquier rama pequeña. Utilice tijeras de iris para hacer una incisión de la piel desde el centro de la piel anterior cortada a lo largo del lado ventral de la extremidad posterior hasta el área del tobillo.Cortar el músculo gracilis y los otros músculos aductores debajo de él de una manera vertical para exponer y ligar los vasos geniculares proximales mediales, vasos pequeños ramificados profundos, y el nervio ciático. En este punto, en una mesa quirúrgica separada, el otro cirujano debe intubar y anestesiar al animal receptor para preparar el sitio quirúrgico receptor a tiempo para la colocación del injerto, y minimizar el tiempo isquémico del injerto. Hacer incisiones circunferenciales de la piel a nivel de la rodilla y el tobillo, desarticular la rodilla y el tobillo, y eliminar el músculo y el tejido extraños.Hacer una incisión vertical de la piel en el lado dorsal de la extremidad posterior para liberar el injerto, compuesto de peroné y tibia, y ahora conectado sólo por el pediculo. Coloque las abrazaderas pequeñas lo más proximally posible en la arteria femoral y la vena y corte el pediculo lo más cerca posible del ligamento inguinal. Utilice una cánula contundente de lavado del calibre 27 para inyectar solución salina heparinizada en la arteria femoral para eliminar el injerto de sangre.Envuelva el injerto aislado en una gasa caliente empapada en solución salina y transportarlo inmediatamente a la mesa con el animal receptor, con el sitio quirúrgico ya preparado para la anastomosis vascular. Intubar a la rata receptora, y anestesiar profundamente con isoflurano vaporizado de 2.5 a 3%, equilibrado con un litro por minuto de oxígeno. Coloque el animal supino en una almohadilla calefactora, y frote y cubra el sitio quirúrgico.Mientras el primer cirujano está trabajando en liberar el injerto del animal donante, utilice la cuchilla de bisturí número 15 para hacer una incisión cutánea de tres centímetros en la concidad de la ingle de la rata receptora anestesiada. Usa tijeras Iris para reflejar lateralmente la almohadilla de grasa inguinal. Después de exponer los vasos femorales comunes de la misma manera que con el animal donante, coloque un gancho de alambre con una banda elástica para retraer los músculos abdominales.Luego ligar y dividir las ramas de Murphy. Usando suturas interrumpidas de nylon 10-0, vasos donantes de anastomose. A los recipientes receptores a través de la técnica venosa de extremo a lado.A continuación, realizar anastomosis arterial a través de la técnica de extremo a extremo. Después de soltar gradualmente las abrazaderas, monitoree los sitios anestésicos para ver si sangran y agregue suturas adicionales si es necesario. Con el fin de asegurar la reperfusión efectiva del injerto, evaluar visualmente la anastomosis vascular.A continuación, inserta el injerto en el bolsillo inguinal, y lo orienta boca abajo, con la articulación del tobillo superior, y la articulación de la rodilla inferior. Use suturas para asegurar el injerto a los músculos adyacentes. Finalmente, cierre la piel a través de suturas 4-0 de colchón horizontal interrumpido absorbibles por la piel, y continúe con el cuidado postoperatorio como se describe en el manuscrito.El modelo de colgajo osteomiocutáneo de la rata VCA heterotópica permite la supervivencia del aloinjerto a largo plazo bajo inmunosupresión. La solapa está bien oculta en la zona de la ingle, y constituye una morbilidad mínima y malestar para el animal. Cuando se detuvo el tratamiento de inmunosupresión, se rechazó el injerto.Las imágenes Doppler del aloinjerto muestran un cambio de la mínima profusión de sangre inmediatamente después de VCA, a la revascularización completa del colgajo el día 64. La biopsia de piel de un aloinjerto singéneco el día 45 muestra una morfología normal de los componentes de la piel, mientras que hay atrofia e infiltración mononuclear en un aloinjerto alogénico en rechazo el día 75 tratado diariamente con una dosis más baja de un inmunosupresor. La biopsia muscular de un aloinjerto singéneo el día 45 muestra morfología normal, mientras que la atrofia muscular y la infiltración mononuclear de células son evidentes en un aloinjerto alogénico en rechazo el día 98, tratado diariamente con una dosis más baja de un inmunosupresor.La biopsia de arteria femoral de un aloinjerto singéneo el día 45 muestra morfología normal de la arteria, en contraste con la arteria femoral de un aloinjerto alogénico en rechazo el día 98, tratado diariamente con una dosis más baja de un inmunosupresor. Este modelo proporciona una herramienta para probar los efectos del rechazo agudo, el rechazo crónico y factores ambientales como infecciones e insultos quirúrgicos en el desarrollo de vasculopatía. Se requieren medicamentos inmunosupresores para la supervivencia a largo plazo del injerto.Estos medicamentos son químicamente peligrosos, y deben ser manejados con precaución y equipo de protección del personal adecuado.

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