Name: Modelo murino de estenosis venosa central usando fístula aortocaval con una estenosis de salida (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 17 s
Description: Aprende a crear un modelo murino de estenosis venosa central mediante fístula aortocaval con estenosis de salida. Esta técnica reproduce el curso clínico de la fístula arteriovenosa humana para investigar fallos de maduración.

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Este trabajo fue apoyado por el US National Institute of Health (NIH) Grant R01-HL128406; el Premio de Revisión del Mérito del Programa de Investigación y Desarrollo del Laboratorio de Investigación y Desarrollo de Los Estados Unidos de los Estados Unidos I01-BX002336; así como con los recursos y el uso de instalaciones en el VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.

Todos los experimentos se realizaron con la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Yale (IACUC).
1. Anestesia y procedimientos preoperatorios
<ol><li>Esterilice todos los instrumentos y materiales quirúrgicos mediante autoclave. Encienda el dispositivo de soporte térmico para estar seguro de que está caliente (40-42 oC).</li>
	<li>Coloque un ratón C57BL/6 de 9-11 semanas en una cámara de inducción de acrílico y anestetizarlo con isoflurano vaporizado al 2,5% y oxígeno de 0,8 L/min. La inducción de la anestesia toma alrededor de 3 min.</li>
	<li>Retire el ratón de la cámara. Confirme un plano profundo de anestesia con un pellizco de dedo del dedo del dedo del dedo del dedo del día, un pellizco para la oreja y un pellizco de cola. Coloque el ratón en posición supina en el área quirúrgica y entregue un 2,5% de isoflurano con mascarilla de silicona. Proporcionar buprenorfina a 0,1 mg/kg analgésico y aplicar pomada oftálmica a los ojos.</li>
	<li>Retire el pelaje del lado ventral del cuello hasta la parte inferior del abdomen usando Nair, un removedor de pelo.</li>
	<li>Limpie y desinfecte el sitio quirúrgico utilizando un exfoliante de dos pasos con 10% de povidona-yodo y 70% de isopropanol. Aplique una cortina quirúrgica.</li>
</ol>2. Procedimientos operativos
<ol><li>
Exposición de los sitios de abrazaderas y punción
	<ol>
<li>Preparar instrumentos estériles y usar guantes estériles para mantener la esterilidad durante toda la cirugía.</li>
		<li>Haz una incisión abdominal de línea media profunda en la piel con un bisturí desde el nivel del borde inferior del hígado hasta justo por encima del pubis. Cortar a través de la musculatura con tijeras para abrir la cavidad abdominal.</li>
		<li>Inserte un retractor en el abdomen y tire de los intestinos hacia el lado derecho. Manténgalos húmedos envolviéndolos en una gasa empapada de salina. Retreive la vejiga y las vesículas seminales (en ratones machos) y sáquelas al lado caudal. Diseccionar el mesenteria entre el recto y el retroperitoneo con un soporte de microaguja para obtener una vista completa de la aorta y la CIV.</li>
		<li>Dissección de la aorta infrarrenal y la CIV en bloque de los tejidos retroperitoneales laterales y dorsales circundantes con un soporte de microaguja para coirlos.</li>
		<li>Diseccionar los tejidos circundantes para exponer el sitio de la punción aórtica a aproximadamente tres cuartas partes de la distancia desde la vena renal izquierda hasta la bifurcación aortica.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Disección de CIV
	<ol>
<li>Diseccionar entre la CIV infrarrenal y la aorta inmediatamente distal a la vena renal izquierda. Extienda la disección de forma distal a la mitad entre la vena renal izquierda y la bifurcación aórtica, de modo que la CIV infrarrenal, tanto aguas arriba como aguas abajo de la estenosis, se pueda observar postoperatoriamente. NOTA: La disección contundente entre la CIV y la aorta se debe realizar de forma inmediata distal a la vena renal izquierda, donde el tejido conectivo entre la CIV y la aorta está relativamente suelto.</li>
		<li>Haga una ventana para separar el CIV de la aorta en ese nivel y diseccionar el ICV del tejido circundante. Coloque un 8-0 sutura monofilamento de poliamida en primer lugar debajo de la IVC y la aorta (Figura1A),luego coloque la sutura debajo solamente de la IVC (Figura 1B) tirando del extremo de la sutura a través de la ventana. NOTA: Dado que el CIV es frágil, disecting a lo largo de la aortica es útil para hacer una ventana para evitar que el CIV, así como pequeñas iVC o ramas aórticas se dañen. Si se produce sangrado, es probable que sea incontrolable. Si el CIV tiene ramas laterales distintas, coloque un 8-0 sutura discada a las ramas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Creación de AVF
	<ol>
<li>Doble una aguja de 25 G en un ángulo de 45-60o en un punto de 4 mm desde la punta de la aguja.</li>
		<li>Sujete la aorta infrarrenal y la CIV aplicando un clip microquirúrgico.</li>
		<li>Gire la aorta medialmente y caudalmente agarrando el tejido conectivo que rodea la bifurcación para exponer el sitio de punción de la aorta estirado ligeramente al lado ventral.</li>
		<li>Sosteniendo la aorta en una posición adecuada, perforar a través de la aorta en el IVC utilizando la aguja preparada de 25 G (Figura1C).</li>
		<li>Suelte la aorta y cubra el lugar de la punción con el tejido circundante tirando hacia arriba desde el lado izquierdo de la aorta. Saque la aguja y presione suavemente el sitio de la punción con un hisopo con punta de algodón para la hemostasis.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Creación de la estenosis del CIV
	<ol>
<li>Coloque una punta de un catéter de 22 G IV (ver la Tabla de Materiales)sobre el IVC longitudinalmente. Ligar el catéter IV y iVC junto con un 8-0 sutura (Figura1D)y, a continuación, retire el catéter IV.</li>
		<li>Confirme la hemostasis primaria (Figura1E) y luego desenganche la aorta y la CIV. Cubra el lugar de la punción 1 min más para asegurar la hemostasis. NOTA: No apriete demasiado tiempo para evitar la trombosis IVC distal a la estenosis.</li>
		<li>Devolver los órganos a sus posiciones originales y cerrar el abdomen con 6-0 suturas.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Procedimientos postoperatorios
<ol><li>Después del cierre de la herida abdominal, interrumpa la inhalación de isoflurano. Coloque el ratón en una jaula individual sin ropa de cama y coloque la jaula en un dispositivo de soporte térmico para evitar la hipotermia. NOTA: El ratón se observa hasta que logran y mantienen la recumbencia esternal. Aplicar atención postoperatoria incluyendo analgesia y cuidado de heridas de acuerdo con las recomendaciones de la IACUC local. Para la analgesia utilizamos buprenorfina a 0,1 mg/kg por vía intrasmuscular cada 12 h durante 48 horas siguiendo los procedimientos quirúrgicos y posteriormente según sea necesario.</li>
	<li>Confirme la patencia de AVF postoperatoria mediante el ultrasonido Doppler (consulte la Tabla de materiales). Además, mida otras características de recipiente y flujo según sea necesario.</li>
</ol>

<ol><li>Dember, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+clopidogrel+on+early+failure+of+arteriovenous+fistulas+for+hemodialysis%3A+a+randomized+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Effect of clopidogrel on early failure of arteriovenous fistulas for hemodialysis: a randomized controlled trial.</a> JAMA. 299 (18), 2164-2171 (2008).</li>
<li>Dixon, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+don%27t+fistulas+mature%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Why don't fistulas mature?</a> Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).</li>
<li>Wilmink, T., Hollingworth, L., Powers, S., Allen, C., Dasgupta, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+History+of+Common+Autologous+Arteriovenous+Fistulae%3A+Consequences+for+Planning+of+Dialysis%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Vascular+and+Endovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Natural History of Common Autologous Arteriovenous Fistulae: Consequences for Planning of Dialysis.</a> European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 51 (1), 134-140 (2016).</li>
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<li>Rocco, M. V., Bleyer, A. J., Burkart, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilization+of+inpatient+and+outpatient+resources+for+the+management+of+hemodialysis+access+complications%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Utilization of inpatient and outpatient resources for the management of hemodialysis access complications.</a> American Journal of Kidney Diseases. 28 (2), 250-256 (1996).</li>
<li>Roy-Chaudhury, P., Sukhatme, V. P., Cheung, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodialysis+vascular+access+dysfunction%3A+a+cellular+and+molecular+viewpoint%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Hemodialysis vascular access dysfunction: a cellular and molecular viewpoint.</a> Journal of the American Society of Nephrology. 17 (4), 1112-1127 (2006).</li>
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<li>Kian, K., Asif, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cephalic+arch+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Dial%22%5BJournal%5D)">Cephalic arch stenosis.</a> Semin Dial. 21 (1), 78-82 (2008).</li>
<li>Agarwal, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+vein+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Central vein stenosis.</a> American Journal of Kidney Diseases. 61 (6), 1001-1015 (2013).</li>
<li>Glanz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axillary+and+subclavian+vein+stenosis%3A+percutaneous+angioplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Axillary and subclavian vein stenosis: percutaneous angioplasty.</a> Radiology. 168 (2), 371-373 (1988).</li>
<li>Yamamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+aortocaval+fistula+recapitulates+human+arteriovenous+fistula+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), H1718-H1725 (2013).</li>
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<li>Kuwahara, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD44+Promotes+Inflammation+and+Extracellular+Matrix+Production+During+Arteriovenous+Fistula+Maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">CD44 Promotes Inflammation and Extracellular Matrix Production During Arteriovenous Fistula Maturation.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 1147-1156 (2017).</li>
<li>Protack, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eph-B4+regulates+adaptive+venous+remodeling+to+improve+arteriovenous+fistula+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Eph-B4 regulates adaptive venous remodeling to improve arteriovenous fistula patency.</a> Scientific Reports. 7 (1), 15386(2017).</li>
<li>Payne, H., Brill, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stenosis+of+the+Inferior+Vena+Cava%3A+A+Murine+Model+of+Deep+Vein+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis.</a> J Vis Exp. (130), (2017).</li>
<li>Nam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+carotid+ligation+is+a+model+of+acutely+induced+disturbed+flow%2C+leading+to+rapid+endothelial+dysfunction+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1535-H1543 (2009).</li>
<li>Ene-Iordache, B., Remuzzi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disturbed+flow+in+radial-cephalic+arteriovenous+fistulae+for+haemodialysis%3A+low+and+oscillating+shear+stress+locates+the+sites+of+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology%2C+Dialysis%2C+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Disturbed flow in radial-cephalic arteriovenous fistulae for haemodialysis: low and oscillating shear stress locates the sites of stenosis.</a> Nephrology, Dialysis, Transplantation. 27 (1), 358-368 (2012).</li>
<li>Yamamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disturbed+shear+stress+reduces+Klf2+expression+in+arterial-venous+fistulae+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+reports%22%5BJournal%5D)">Disturbed shear stress reduces Klf2 expression in arterial-venous fistulae in vivo.</a> Physiological reports. 3, (2015).</li>
<li>Remuzzi, A., Ene-Iordache, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+paradigms+for+dialysis+vascular+access%3A+upstream+hemodynamics+and+vascular+remodeling+in+dialysis+access+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Novel paradigms for dialysis vascular access: upstream hemodynamics and vascular remodeling in dialysis access stenosis.</a> Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 8 (12), 2186-2193 (2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El modelo aFIA murino se ha utilizado para estudiar los mecanismos básicos y los eventos moleculares que conducen a la maduración de la AVF13,14. En este estudio, modificamos un modelo aVF murino establecido para crear un modelo de fístula aortocaval murino novedoso con una estenosis IVC en el tracto de salida de la fístula. Nuestro modelo de ligadura es similar a varios modelos murinos descritos anteriormente que utilizan ligadura vascular. Se creó un modelo mur...

Las fístulas arteriovenosas (AVF) son los accesos más comunes para la hemodiálisis, con una latencia superior y una infección reducida en comparación con otros accesos como injertos o catéteres venosos centrales. Sin embargo, hasta el 60% de AVF no puede madurar1,2,3; una revisión sistemática reciente informó que las tasas de paciencia primaria en 1 año fueron sólo 60%4. La estenosis a lo largo de la salida venosa causa predominantemente el fracaso de la maduración de la AVF5,6. Hay ciertos lugares característicos propensos a la estenosis proximal a la fístula: el segmento de oscilación yuxtaanastomotica para la fístula radiocéfala, la región del arco cefálico para la fístula braquiocéfala y la vena central de la fístula con catéteres subclavistas ipsilaterales colocados o venas yugulares internas7,8.
La estenosis venosa central es a menudo asintomática en pacientes sin AVF, pero puede causar edema ipsilateral en las extremidades porhipertensión venosa, así como fracaso de la maduración de la fístula cuando se le reta por el flujo de fístula 9. La fisiopatología de la estenosis venosa central probablemente está relacionada con la inflamación y la cascada de coagulación activada después de la colocación del dispositivo. Además, el movimiento constante de la punta del catéter, así como el aumento del flujo de la fístula pueden alterar la tensión de cizallamiento, lo que resulta en la deposición plaquetaria y el engrosamiento de la pared venosa10. Para entender los mecanismos básicos subyacentes a la falla de AVF causada por la estenosis venosa central, se requiere un modelo animal que imita la estenosis venosa central con un AVF.
Hemos establecido un modelo de fístula aortocaval murino que es fácil de realizar y dominar y recapitula el curso clínico de AVF humana. 11 Aplicamos los conceptos y la técnica de varios modelos murinos previamente establecidos para crear un modelo de AVF murino novedoso con estenosis venosa. Introducimos un modelo de fístula de aortocaval murino con una estenosis IVC en la fístula de salida que se puede utilizar para el estudio de la estenosis venosa central.

<table><tbody><tr><td>Cabezal de escaneo de 20-60 Mhz</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>RMV-704</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Micro Sutura Estéril, 6mm (140 &micro;), 3/8 Círculo, Aguja Puntual TAP</td><td>AROSuture</td><td>T06A08N14-13</td><td>Suturas de monofilamento de poliamida</td></tr> Cámara <tr><td>de Inducción, 2 Litros 3.75"W x 9.00"D x 3.75"H</td><td>VetEquip</td><td>941444</td><td></td></tr><tr><td>Isoflo, Isoflurano líquido</td><td>Zoetis</td><td>26675-46-7</td><td></td></tr><tr><td>Ratones, C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratorio</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>Cama para mascotas Almohadilla térmica de microondas</td><td>Snuggle Safe</td><td>6250</td><td></td></tr><tr><td>Aguja PrecisionGlide 25G</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Catéter intravenoso Surflo 22G</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2225CA</td><td>0,85 mm de diámetro exterior</td></tr><tr><td>Pinza vascular</td><td>Roboz Instrumento quirúrgico</td><td>RS-5424</td><td></td></tr><tr><td>Vevo770 Sistema</td> <td>de imágenes de alta resoluciónVisualSonics Inc.</td><td>770</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo murino de estenosis venosa central usando fístula aortocaval con una estenosis de salida

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

La estenosis venosa central es una entidad importante que contribuye a la insuficiencia de la fístula arteriovenosa (AVF). Un modelo de AVF murino fue modificado para crear una ligadura parcial de la vena cava inferior (IVC) en la salida de la fístula, imitando la estenosis venosa central. Se introducen aspectos técnicos de este modelo. La aorta y la CIV se exponen, después de una incisión abdominal. La aorta infrarrenal y la CIV se diseccionan para la sujeción proximal, y la aorta distal está expuesta para la punción. El CIV en el punto medio entre la vena renal izquierda y la bifurcación aórtica se disecciona cuidadosamente para colocar un 8-0 sutura debajo de la CIV. Después de sujetar la aorta y la CIV, se crea un AVF punzándose la aorta infrarrenal a través de ambas paredes en el CIV con una aguja de 25 G, seguido de ligar un catéter intra-venoso (IV) de 22 G y un IVC juntos. Luego se retira el catéter, creando una estenosis venosa reproducible sin oclusión. La aorta y la CIV no se sujetan después de confirmar la hemostasis primaria. Este novedoso modelo de estenosis venosis central es fácil de realizar, reproducible y facilitará los estudios sobre el fallo de la AVF.

Los ratones machos se sometieron a la operación mencionada anteriormente para crear un AVF y una estenosis de CIV. Los ratones de control sólo se sometieron a laparotomía y disección de los tejidos que rodean el CIV, por ejemplo, un procedimiento falso, o sólo la creación de una estenosis de CIV sin la creación simultánea de un AVF.
El IVC se observó con ultrasonido Doppler el día 7 después del procedimiento quirúrgico (Figura<s...

Una fístula aortófica fue creada perforando la aorta renal murina a través de ambas paredes en la vena cava inferior y fue seguida por la creación de una estenosis en su salida a través de la ligadura parcial de la vena cava inferior. Este modelo reproducible se puede utilizar para estudiar la estenosis venosa central.

Modelo murino de estenosis venosa central usando fístula aortocaval con una estenosis de salida

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

La estenosis venosa central puede causar tanto fístula aortocavala, o AVF, insuficiencia primaria de maduración, así como falla posterior en una fístula de trabajo. Esta técnica utiliza una versión modificada de un modelo AVF murino establecido que recapitula el curso clínico de la AVF humana y se domina fácilmente a través de varios pasos críticos. Antes de comenzar el procedimiento, confirme una falta de respuesta al pellizco del dedo del pie en un ratón C57-Black/6 de nueve a 11 semanas de edad y coloque el ratón en la posición supina en el área quirúrgica.Aplicar ung ón en los ojos del animal, y eliminar el pelaje del lado ventral del cuello a la parte inferior del abdomen. Luego limpie y desinfecte el sitio quirúrgico con tres exfoliantes secuenciales 10%povidona-yodo y 70%isopropanol, y coloque una cortina quirúrgica sobre el animal. Para la exposición a la abrazadera y el lugar de punción, coloque el ratón bajo un microscopio de disección y, utilizando una técnica estéril y un bisturí, haga una incisión abdominal profunda en la piel desde el borde inferior del hígado hasta justo por encima del pubis.Corte a través de la musculatura con tijeras para abrir la cavidad abdominal, e inserte un retractor en el abdomen. Mueva los intestinos hacia el lado derecho y envuélvalos en una gasa empapada en solución salina. Mueva la vejiga y las vesículas seminales al lado caudal del animal, y utilice un soporte de micronúleo para diseccionar el mesenterio entre el recto y el retroperitoneo para asegurar una vista completa de la aorta y la vena cava inferior, o IVC.A continuación, utilice el soporte de microneedleta para diseccionar la aorta infrarroja y la IVC en bloque desde los tejidos retroperitoneales circundantes laterales y dorsales para juntar los tejidos, y diseccionar los tejidos circundantes para exponer el sitio de punción aórtica aproximadamente tres cuartas partes de la distancia desde la vena renal izquierda hasta la bifurcación aórtica. Para el aislamiento de la CIV, disecciona entre el CIV infrarrojo y la aorta inmediatamente distal a la vena renal izquierda y extender la disección distalmente a la mitad entre la vena renal izquierda y la bifurcación aórtica para la observación infrarroja postoperatoria de CIC. Haga una ventana para separar el CIV de la aorta, y disecciona el CIV del tejido circundante.A continuación, coloque cuidadosamente un 8-0 sutura de monofilamento de poliamida debajo de la CIV y la aorta antes de tirar del extremo de la sutura a través de la ventana para colocar la sutura debajo de la CIV solamente. Para crear el AVF, primero doble una aguja de calibre 25 a un ángulo de 45 a 60 grados a cuatro milímetros de la punta de la aguja y sujete la aorta infrarroja y el IVC con un clip microquirúrgico. Agarrar el tejido conectivo que rodea la bifurcación, girar la aorta mediamente y caudalmente para exponer el sitio de punción de la aorta estirada ligeramente hacia el lado ventral, y utilizar la aguja del calibre 25 para perforar a través de la aorta en el CIV.Cuando el tejido haya sido perforado, suelte la aorta y tire hacia arriba del lado izquierdo de la aorta para cubrir el sitio de la punción con el tejido circundante. A continuación, retire la aguja y presione suavemente el lugar de la punción con un hisopo con punta de algodón para la hemostasia. Para la creación de estenosis IVC, coloque la punta de un catéter intravenoso de 22 calibres longitudinalmente en el CIV y ligar el catéter al CIV con un 8-0 Sutura.Cuando se haya colocado la sutura, retire el catéter y confirme la hemostasia primaria antes de desabrochar la aorta y el CIV. Cubra el lugar de la punción por un minuto más para asegurar la hemostasia, y devuelva los órganos a su cavidad abdominal antes de cerrar el abdomen con 6-0 suturas. A continuación, coloque el ratón en una jaula individual sin ropa de cama en un dispositivo de soporte térmico con monitoreo hasta la recuperación completa, y use ultrasonido Doppler para confirmar la patencia de la fístula.El día siete después del procedimiento quirúrgico, las áreas de fístula y estenosis de la CIV se detectan fácilmente en la vista longitudinal. En ratones con una estenosis sin AVF, el segmento de estenosis exhibe una forma de onda venosa con un ensancimiento más espectral que los ratones operados por simulaciones, pero sin mucha pulsación. En ratones que tienen un AVF, así como una estenosis, el segmento de estenosis muestra una forma de onda pulsatil además de la ampliación espectral, y la velocidad máxima promedio por tiempo del flujo en la estenosis en ratones que tienen un AVF con estenosis es significativamente mayor que en ratones con estenosis sola.El diámetro medio de la CIV en la estenosis en ratones con estenosis sola es similar al observado en ratones con fiaV y estenosis. Además, utilizando el segmento aguas arriba o aguas abajo como referencia, el porcentaje de estenosis es significativamente mayor en ratones que tienen una AVF además de una estenosis. Cuando se liga el catéter IV y el CIV juntos, es importante atarlos firmemente para crear una estenosis reproducible.La aplicación de este procedimiento al modelo de implantación de injerto venos murino podría responder a cómo superar la oclusión de la estenosis del injerto venoso.

murine-model-central-venous-stenosis-using-aortocaval-fistula-with-an

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El objetivo es producir una fístula arteriovenosa que es simple y reproducible. Este método no utiliza suturas o adhesivos pegamento. Por lo tanto las muestras se pueden utilizar con la menor cantidad de materiales extraños para el análisis.

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Un Modelo Murino novela de fístula arteriovenosa Fallo: El procedimiento quirúrgico en Detalle

Aquí describimos la estenosis en la vena cava inferior como un modelo murino de trombosis venosa profunda. Este modelo recoge la restricción del flujo de la sangre, uno de los principales detonantes de la trombosis venosa en los seres humanos.

Estenosis de la Vena Cava Inferior: un modelo murino de trombosis venosa profunda

Aquí, presentamos un protocolo de trasplante aórtico heterotópico en ratones utilizando la técnica del manguito no sutura en un modelo de murina cervical. Este modelo se puede utilizar para estudiar la patología subyacente de la vasculopatía por aloinjerto crónico (CAV) y puede ayudar a evaluar nuevos agentes terapéuticos para prevenir su formación.

Modelo de trasplante de aórtica cervical murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada

El presente protocolo tiene como objetivo crear experimentalmente hiperplasia intimal venosa sometiendo las venas a la presión arterial para desarrollar estrategias para atenuar la hiperplasia intimal venosa después de la cirugía de revascularización mediante injertos de venas.

Un modelo de interposición venosa de conejo imitando la cirugía de revascularización usando injertos de vena para evaluar la hiperplasia intimal bajo presión arterial arterial

Este protocolo detalla los pasos quirúrgicos de la creación de fístula arteriovenosa ilíaca común murina. Desarrollamos este modelo para estudiar la fisiopatología de las extremidades relacionada con el acceso a la hemodiálisis.

Un modelo murino de disfunción de la mano relacionada con el acceso a la hemodiálisis

Este protocolo presenta el establecimiento y la confirmación de un modelo de sobrecarga de volumen (VO) del ventrículo derecho postnatal en ratones con fístula arteriovenosa abdominal (FAV), que puede aplicarse para investigar cómo la VO contribuye al desarrollo cardíaco postnatal.

Establecimiento y confirmación de un modelo de ratón de sobrecarga de volumen del ventrículo derecho postnatal

Aquí presentamos un modelo murino para la anastomosis de la arteria femoral, ofreciendo a los investigadores un valioso modelo animal para estudiar y simular la estenosis anastomótica vascular. Este desarrollo es crucial para avanzar en nuestra comprensión de la fisiopatología subyacente a esta afección y facilitar una investigación más precisa y eficaz de las enfermedades vasculares.

Desarrollo de un modelo murino para la estenosis anastomótica de la arteria femoral

Aprende a crear un modelo murino de estenosis venosa central mediante fístula aortocaval con estenosis de salida. Esta técnica reproduce el curso clínico de la fístula arteriovenosa humana para investigar fallos de maduración.

Modelo murino de estenosis venosa central usando fístula aortocaval con una estenosis de salida

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