Name: Recolección de sangre a través de punción venosa Subclaviana en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Aprende la punción de la vena subclavia en ratones para recolección sanguínea segura y efectiva. Este método minimiza el daño comparado con técnicas tradicionales y permite obtener aproximadamente 200 microlitros de sangre.

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Este trabajo fue apoyado por la subvención de la Fundación Nacional de Ciencias naturales de China no. 81670269, no. 81500355 y no. 81500226.

Este estudio fue aprobado por el Comité de ética de la Universidad Central del sur para la investigación animal del segundo hospital Xiangya (Changsha, China). El manuscrito fue preparado de acuerdo con las pautas de llegada (investigación animal: reporte de experimentos in vivo)12.
1. materiales y animales
<ol><li>Prepare los materiales requeridos: etanol al 75%, cinta adhesiva, agente de depilación, tubo de 2 mL, jeringa de 1,0 mL conectada con aguja (26G), báscula electrónica, heparina y solución salina (ver tabla de materiales).</li>
	<li>Animales: preparar 10 ratones Kunming, 6-8 semanas de edad y un peso de 21,6-28,3 g (ver tabla de materiales). Mantener los ratones de acuerdo con la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio13.</li>
</ol>2. anestesia y posicionamiento de los animales
<ol><li>Pesar el ratón para calcular la dosis requerida de agente anestésico.</li>
	<li>Inyectar pentobarbital sódico (60 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal para inducir anestesia general14 (figura 1). Aplicar una pomada de lubricación ocular estéril al inicio del procedimiento para evitar daños a los ojos expuestos. Nota: se considera que los ratones están suficientemente anestesiados cuando no muestran ninguna respuesta motora a las pruebas del reflejo de abstinencia del pedal, el pellizco de la cola o la pizca de piel abdominal.</li>
	<li>Coloque el ratón en la mesa de operaciones en posición supina y a 2-4 cm de distancia del borde de la mesa para facilitar la punción venosa (figura 2). Fije las extremidades en una posición cómoda como se muestra en la figura 2. No se necesita intubación ni ventilación mecánica en todo el procedimiento.</li>
	<li>Aplicar un agente de depilación alrededor del espacio infraclavicular con un hisopo de algodón.</li>
	<li>Tres minutos después, lave el agente de depilación con un bastoncillo de algodón húmedo para quitar el pelaje y cualquier suciedad visible.</li>
	<li>Esterilizar el espacio infraclavicular con etanol al 75% y luego secar con gasa limpia.</li>
</ol>3. punción venosa subclaviana y recolección de sangre
<ol><li>Identifique la ubicación del hueso de la clavícula y la fosa esternal superior con un dedo.</li>
	<li>Localice el sitio de punción cerca del centro del hueso de la clavícula y caudal hacia él. Coloque el dedo índice izquierdo lateral en el sitio de punción para fijar la piel y el tejido subcutáneo (figura 3).</li>
	<li>Mueva la aguja hacia arriba y craneal hacia la fosa esternal superior. Una vez que la aguja entra en el tejido subcutáneo, mueva el dedo anular de la mano derecha hacia atrás para formar una presión negativa (figura 3). Nota: durante este paso, la posición de la mano derecha del operador debe ser ligeramente inferior a la de la mesa de operaciones para hacer que la aguja se mueva hacia arriba y superior al plano horizontal. Es por eso que el animal se coloca cerca del borde de la mesa.</li>
	<li>Mueva la jeringa hacia adelante 3-4 mm, pero Deténgase si no hay drenaje de sangre en la jeringa. Luego, lentamente, saque la jeringa y mantenga la presión negativa en ella. En la mayoría de las ocasiones, la sangre ingresaría a la jeringa al volver a dibujar.</li>
	<li>Una vez que la sangre entra en la jeringa, fije la jeringa y mantenga la presión negativa hasta que el volumen requerido (200 μL) de sangre se recolecte en la jeringa.</li>
	<li>Después de la recolección de sangre, retire la aguja de punción y presione el sitio de punción con un bastoncillo de algodón ligeramente durante 1-2 minutos para detener el sangrado. Luego, devuelva ratones a la jaula. Nota: ocasionalmente, uno no pudo obtener la sangre en su primer intento. Ajuste la dirección de la aguja lateralmente y repita los pasos 3.3-3.5. Si 3 intentos fallan en obtener la muestra de sangre, cambie al otro lado.</li>
	<li>Transfiera la muestra de sangre a un tubo heparinizado.</li>
</ol>4. recuperación de ratones
<ol><li>Mientras la anestesia pentobarbital esté en vigor, acelere la recuperación proporcionando apoyo térmico hasta que el ratón vuelva a moverse.</li>
</ol>

<ol><li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li>
<li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+in+unstressed%2C+conscious%2C+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein%3A+a+new+simplified+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904(2018).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians%3A+the+influence+of+technique+and+expertise%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li>
<li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li>
<li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Plus%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Research, I. fL. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aResearch%2C+IfLA+%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. , National Academies Press. Washington (DC). (1996).</li>
<li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine+%28Maywood%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
</ol>

Ninguno declarado.

Este informe representa una extensión de investigaciones previas sobre el muestreo de sangre a través de la punción de la vena subclana en ratas11. Como el ratón es el animal de investigación más comúnmente utilizado, sería valioso para ver si esta técnica también se puede aplicar a los ratones. El desafío proviene del diámetro relativamente más pequeño de la vena subclaviana.
En la presente investigación, descubrimos que la punción subclaviana en ratones es una forma factible y confiable de recolectar sangre. En comparación con los métodos convencionales como el corte de la vena de cola o la recolección de sangre orbital, no hay problemas éticos del método actual. Todos los animales sobrevivieron después de este procedimiento sin suplementos líquidos después de alrededor de 200 μL de extracción de sangre, y los animales podrían ser utilizados para otros estudios experimentales. Teóricamente, la extracción total de la muestra no pudo llegar a más del 10% del volumen total circulante de la sangre cada vez y el volumen total de un animal adulto es de 55 a 70 mL/kg de peso corporal5. Para los ratones utilizados en esta investigación (21,6-28.3 g), la extracción de volumen máximo debe ser de alrededor de 200 μL. Por lo tanto, hemos fijado la cantidad de muestreo de sangre alrededor de 200 μL para cada ratón. La incapacidad para medir la presión arterial, la frecuencia cardíaca y otros parámetros de estrés son las principales limitaciones de este informe.
La anestesia general suficiente es otro problema importante para garantizar el éxito de la punción. Los ratones deben permanecer en silencio durante el procedimiento de punción para evitar el riesgo de lesionar el recipiente por la aguja. Descubrimos que el pentobarbital sódico a 60 mg/kg para la anestesia general podría satisfacer la profundidad ideal de la anestesia. Una desventaja de este agente es el tiempo de recuperación relativamente largo (promediando unos 30 minutos). En algunos institutos, la inhalación de isoflurano se utiliza para el tiempo de recuperación corto y debe tenerse en cuenta como una opción de anestesia alternativa15.
La ubicación de la vena subclaviana se muestra en la figura 4. Debido a la pared delgada y a la baja presión en la vena, la pared anterior y posterior de la vena subclática se acoplaría entre sí bajo la presión de una aguja mientras la aguja avanza (figura 5A). Mientras retira el émbolo lentamente hacia atrás, las paredes adjuntas se separarán espontáneamente, y la punta de la aguja podría entrar en la cavidad verdadera del recipiente y la sangre podría drenar en la jeringa bajo presión negativa sostenida (figura 5b). El uso de un sistema de recolección de sangre al vacío16 también podría favorecer la recolección de sangre. Debido al diámetro relativamente pequeño de la vena subclana de los ratones, puede haber fallas incluso para un operador experimentado. Para un principiante, recomendamos la punción venosa subclaviana en ratas según lo reportado11. Después de varios intentos de perforación exitosos en ratas, la tasa de éxito de la punción de la vena subclaviana en ratones podría mejorarse significativamente. Asegúrese de que la ubicación exacta de la punción es sólo caudal a la mitad del hueso de la clavícula. La aguja que se mueve hacia arriba y craneal a la fosa esternal superior son otros puntos clave para garantizar una punción exitosa.
En conclusión, la punción venosa subclana es un método seguro y eficaz para la recolección de sangre en ratones. Además del corte de la vena de la cola y la recolección de sangre del plexo retro-orbital, este método es factible, seguro y adecuado para investigaciones observacionales en varios momentos en ratones.

La recolección de muestras de sangre de ratones es esencial en la mayoría de laboratorios de investigación. Los enfoques convencionales para la recolección de sangre en ratones son el corte de cola cuando se necesita menos de 100 μL de muestra1. Sin embargo, si se requieren más de 100 μl de sangre en un punto de tiempo no terminal, el sangrado retroorbital, submandibular o la recolección de sangre submentonianos son las técnicas más comúnmente consideradas2. En algunas ocasiones, el cateterismo de la vena yugular a través de una incisión quirúrgica se adoptó como un método alternativo3.
Sin embargo, los métodos anteriores son perjudiciales para los ratones. Al mejor de nuestro conocimiento, el método retroorbital no es ampliamente aceptado debido al riesgo potencial de complicaciones4,5. El trauma relacionado con la operación no solo ocurre en la zona visible6,7, sino también en la órbita6. Además, la recolección de sangre submandibular es estresante8 y puede estar asociada con un sangrado excesivo de2,9. Basándonos en nuestra investigación anterior10,11, aquí presentamos una nueva estrategia para la recolección de sangre de la vena subclana en ratones. Se presentan y discuten la seguridad, la viabilidad y el volumen sanguíneo obtenido con esta técnica.

<table><tbody><tr><td>Jeringa de 1,0 mL</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, provincia de Shandong, China)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>75% etanol</td><td>Departamento de Farmacia, El Segundo Hospital Xiangya de la Universidad Central del Sur</td><td>hecho en el Departamento de Farmacia,El Segundo Hospital Xiangya de la Universidad</td><td></td>Central del Sur</tr> cinta <tr><td>adhesiva</td><td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Alemania)</td><td>1534-1</td><td></td></tr><tr><td></td> guantes de <td>lona para anestesia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>báscula electrónica</td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, provincia de Guangdong, China)</td><td>KP-3000</td><td></td></tr><tr><td>agente depilatorio</td><td>Francia Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, provincia de Guangdong, China)</td><td>8281744</td><td></td></tr><tr><td>heparina (concentración utilizada 10 U/mL, 2 mL, 12500 UI)</td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, provincia de Jiangsu, China)</td><td>H32025851</td><td></td></tr><tr><td>ratones</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, provincia de Hunan, China)&nbsp;</td><td>Aguja de especias</td><td></td>Kunming</tr><tr><td>, 26G, 0,45 mm x 16 mm</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, provincia de Shandong, China)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital sódico (solución usada al 1%)</td>Solución fisiológica <td>Merck</td><td>P-010-1ML</td><td></td></tr>, <tr><td>100 mL</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, provincia de Hunan, China)</td><td>H43020454</td><td></td></tr><tr><td>software estadístico</td><td>Máquinas de negocios internacionales</td><td>SPSS Statistics 25</td><td></td></tr><tr><td>tubo, 2 mL</td><td>Hubei Jinxing Technology & Development Co. Ltd (Provincia de Wuhan Hubei, China)</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr></tbody></table>

recolección de sangre a través de punción venosa subclaviana en ratones

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

El ratón es el modelo de mamíferos más importante para el estudio de las enfermedades humanas y la salud humana. Sin embargo, la recolección de muestras de sangre de ratones es desafiante en trabajos de investigación. La recolección de sangre de cola es un método popular cuando se necesita una pequeña cantidad de muestras de sangre. La arteria orbital podría considerarse si se necesita una gran cantidad de sangre, pero este método de recolección de sangre tiene problemas éticos. Anteriormente, demostramos la viabilidad y seguridad de la recolección de muestras de sangre a través de la punción de las venas subclavias en ratas, y aquí investigamos si este método podría ser utilizado en ratones. Informamos que este método es seguro y práctico para la recolección de sangre en ratones. La recolección de sangre a través de la punción venosa subclaviana en ratones puede ser un método conveniente en trabajos de investigación diarios.

Repetimos este procedimiento en 10 ratones Kunming (macho n = 5, hembra n = 5, peso 25,4 ± 2,0 g). Nueve procedimientos tuvieron éxito en el lado derecho. Un caso falló dentro de 3 intentos en el lado derecho y la recolección de sangre tuvo éxito en el lado izquierdo. El curso de tiempo (desde la punción hasta la obtención del volumen sanguíneo requerido) osciló entre 35-126 segundos (promedio 68,4 ± 26,4 s). El volumen de recolección de sangre se estableció en alrededor de 200 μL (promedio de 203 ± 11,6 μL). La recolección de sangre tuvo éxito en 1 a 4 intentos. El muestreo de sangre tuvo éxito en el primer intento en dos ratones y después de 4 intentos en un ratón; el muestreo tomó 2-3 intentos en los otros ratones. Todos los datos se ilustraron en la tabla 1. Todos los animales sobrevivieron y se recuperaron dentro de 30 minutos después del muestreo de sangre. No hubo diferencia significativa entre los sexos para todos los parámetros observados (tabla 1).
<img alt="Procedimiento de inyección de ratón de laboratorio, aguja de jeringa, mango de guante, configuración experimental." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Figura 1 : Anestesia general mediante inyección intraperitoneal <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Configuración del estudio con ratón; Probar procedimientos quirúrgicos en un ratón, fijado para su examen en una superficie azul." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Figura 2 : La posición supina del ratón. Observe que la distancia entre el margen y el ratón es de 2-4 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Configuración de anestesia de ratón, método de inyección, experimento biomédico, preparación prequirúrgica, investigación de laboratorio." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Figura 3 : El sitio de punción y la postura de las manos del operador. Tenga en cuenta que el dedo anular de la mano derecha se desplaza hacia atrás para formar una presión negativa. La mano izquierda se coloca lateral al sitio de punción para fijar la piel y los tejidos subcutáneos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Diagrama de anatomía del ratón que muestra la fosa supraesternal, el hueso de la clavícula, la vía de la vena subclavia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Figura 4 : La ubicación de la vena subclaviana, el hueso de la clavícula y la fosa esternal superior. La vena subclaviana se encuentra bajo el hueso de la clavícula y desemboca en la vena cava superior bajo la fosa esternal superior. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Diagrama de muestreo de sangre arterial que muestra la inserción del catéter para el proceso de extracción de sangre." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> Figura 5 : La relación entre la pared del recipiente y la aguja durante el procedimiento. (A) las paredes de la vena subclaviana se unen entre sí a medida que la aguja avanza, por lo que no se puede extraer sangre. (B) mientras retira la aguja hacia atrás, las paredes se separan entre sí y la sangre podría extraerse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Variable</td>
			<td>Total (n = 10)</td>
			<td>Macho (n = 5)</td>
			<td>Hembra (n = 5)</td>
			<td>Valor P</td>
		</tr>
<tr>
<td>Peso corporal (g)</td>
			<td>25,3 ± 2,2</td>
			<td>25,3 ± 3,0</td>
			<td>25,4 ± 1,3</td>
			<td>0,926</td>
		</tr>
<tr>
<td>Volumen sanguíneo (μL)</td>
			<td>203,0 ± 11,6</td>
			<td>208 ± 13,0</td>
			<td>198 ± 8,4</td>
			<td>0,187</td>
		</tr>
<tr>
<td>Curso de tiempo (s)</td>
			<td>68,4 ± 26,4</td>
			<td>70,6 ± 35,1</td>
			<td>66,2 ± 18,0</td>
			<td>0,809</td>
		</tr>
<tr>
<td>Retiros</td>
			<td>2,3 ± 0,9</td>
			<td>2,4 ± 1,1</td>
			<td>2,2 ± 0,8</td>
			<td>0,760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">No hubo diferencias de sexo significativas para todos los parámetros observados, todo el valor P &gt; 0.05.</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 1: parámetros observados entre sexos

Aquí, presentamos un protocolo para tomar muestras de sangre de la vena subclaviana de los ratones.

Recolección de sangre a través de punción venosa Subclaviana en ratones

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Recolección de sangre a través de la punción de la vena subclavia en ratones. La recolección de muestras de sangre de ratones es esencial en la mayoría de los laboratorios de investigación. Los enfoques convencionales para la recolección de sangre en ratones es el corte de cola, cuando se necesita menos de 100 muestras de microlitro.Sin embargo, si se requieren más de 100 microlitro de sangre en un punto de tiempo no terminal, el sangrado retro-orbital, submandibular o la extracción de sangre submental, son las técnicas más comúnmente consideradas. En algunos lugares se adoptó la incisión de la vena yugular o el cateterismo como métodos alternativos. Sin embargo, los métodos anteriores son hirientes para los ratones.Sobre la base de nuestras investigaciones formales, aquí introducimos una nueva estrategia económica y suave para la recolección de sangre de la vena subclavia en ratones. Se presentan y discuten la seguridad y viabilidad, y el volumen sanguíneo obtenido con esta técnica. Después de la anestesia general, acostar el ratón en posición supina.Limpie el espacio infraclavicular con 75% de etanol. Confirme la clavícula y las fosas supraesternales antes de pinchar. Identifique el sitio de punción en medio de la clavícula.Mueva las agujas superiores y hacia arriba hacia las fosas supraesternales, justo des adelante a la clavícula. Después de mover de tres a cuatro milímetros hacia adelante, mantenga la presión negativa en la jeringa y retire lentamente la aguja. La sangre se drenará en la jeringa durante el curso de la retirada.Después de la recolección de sangre, presione el lugar de la punción suavemente durante uno o dos minutos para detener el sangrado. Prepare los materiales necesarios, incluyendo 75%etanol, cinta adhesiva, agente depiladora, tubos, jeringa de 1,0 mililitros conectada con aguja, báscula electrónica, heparina y solución salina. Después de una anestesia general satisfactoria, coloque el ratón sobre la mesa de operaciones en posición supina, y de dos a cuatro centímetros del borde de la mesa para facilitar la punción venosa.Fije las extremidades en una posición cómoda, como se muestra en la Figura 2. No se necesitó intubación ni ventilación mecánica en todo el procedimiento. Aplicar agente depilante alrededor del espacio infraclavicular con hisopo de algodón.Tres minutos más tarde, lave el agente depilante con un hisopo de algodón húmedo, para eliminar el pelaje y cualquier suciedad visible. Esterilice el espacio infraclavicular con 75% de etanol, y luego seque con gasa limpia. Identificar la ubicación del hueso de la clavícula y las fosas supraesternales con un dedo.Localice el sitio de la punción, cerca del centro del hueso de la clavícula, y atrapado en él. Coloque el dedo índice izquierdo lateralmente en el sitio de la punción para fijar la piel y el tejido subcutáneo. Mueva la aguja hacia arriba en un nivel craneal hacia las fosas supraesternas.Una vez que la aguja entra en el tejido subcutáneo, el dedo anular de la mano derecha debe moverse hacia atrás para formar presión negativa. Avance la jeringa durante tres a cuatro milímetros, pero deténgase si no hay drenaje de sangre en la jeringa. A continuación, retire lentamente la jeringa y mantenga la presión negativa en ella.En la mayoría de las ocasiones, la sangre entrará en la jeringa en el curso de la devolución. Una vez que la sangre entre en la jeringa, fije la jeringa y mantenga la presión negativa, hasta que se recoja el volumen de sangre requerido en la jeringa. Después de la recolección de sangre, retire la aguja de punción y presione el lugar de la punción con un hisopo de algodón ligeramente durante uno o dos minutos para detener el sangrado, luego envíe los ratones de vuelta a las jaulas.Transfiera la muestra de sangre a nuestro tubo de heparina. Repetimos este procedimiento en 10 ratones Quimi. Nueve procedimientos tuvieron éxito en el lado derecho.Un caso falló dentro de tres intentos en el lado derecho, y la recolección de sangre tuvo éxito en el lado izquierdo. El curso de tiempo osciló entre 35 y 126 segundos. El volumen de recolección de sangre se estableció en alrededor de 200 microlitros.La recolección de sangre fue sucedida con uno o cuatro intentos. El muestreo de sangre tuvo éxito en el primer intento en dos ratones, y a cuatro intentos en un ratón, a dos o tres intentos en otros ratones. Todos los datos se ilustraron en el Cuadro 1.Todos los animales sobrevivieron y se recuperaron dentro de los 30 minutos después del muestreo de sangre. No hubo diferencia significativa entre el sexo para todos los parámetros observados. En conclusión, la punción de la vena subclavia es un método seguro y eficaz para la recolección de sangre en ratones.Además del corte de venas de cola y la recolección de sangre del plexo retro-orbital, este método es factible y adecuado para investigaciones observacionales en varios puntos de tiempo en ratones.

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Investigación

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