Name: Métodos funcionales y fisiológicos de evaluación de la regeneración media nerviosa en la rata (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Aprenda a evaluar la regeneración del nervio mediano en ratas mediante pruebas funcionales no invasivas y mediciones fisiológicas. Este protocolo permite estudiar lesiones nerviosas periféricas y técnicas de reparación.

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Diogo Casal recibió una beca del Programa de Educación Médica Avanzada, que es patrocinado por la Fundación Calouste Gulbenkian, Fundación Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundación para la Ciencia y Tecnologia, Portugal. Los autores están muy agradecidos al Sr. Filipe Franco por el dibujo ilustrativo de la Figura 1. Los autores quieren agradecer la ayuda técnica del Sr. Alberto Severino en el rodaje y edición del vídeo. Por último, los autores desean agradecer a la Sra. Sara Marques su ayuda en todos los aspectos logísticos relacionados con la adquisición y el mantenimiento de animales.

Los autores no tienen nada que revelar.

Este documento presenta un protocolo para crear diferentes tipos de lesiones MN y reparar en la rata. Además, ilustra cómo evaluar la recuperación funcional de este nervio utilizando varias pruebas conductuales no invasivas y mediciones fisiológicas.
En particular, varias de las pruebas funcionales descritas en este artículo, a saber, la prueba de funcionamiento de escalera y la prueba de cuerda, dependen significativamente de la voluntad de la rata para realizar la tarea con la expectativa de obtener la recompensa alimentaria51,52,53. Cabe señalar que ciertas cepas de ratas son más susceptibles de entrenar y realizar de forma reproducible en este tipo de pruebas51,,52,,53. Por ejemplo, las ratas Lewis tienen un bajo rendimiento en estas pruebas tanto en la fase de entrenamiento como posteriormente51,,52,53.
La vivienda de ratas debe permitir una amplia libertad de movimiento de acuerdo con su comportamiento exploratorio natural, además de permitir que los animales experimentales se familiaricen con algunos de los elementos presentes en las pruebas funcionales19. Por lo tanto, se muestran diferentes formas de vivienda que permiten una mayor libertad de movimiento. Las jaulas grandes están personalizadas con elementos de enriquecimiento que luego se utilizan en las pruebas funcionales (por ejemplo, cuerdas y escaleras).
Podría decirse que estos elementos enriquecedores, así como las jaulas con ruedas de running incorporadas y las esferas de entrenamiento individuales proporcionan una forma de fisioterapia postoperatoria similar a la ofrecida a los pacientes humanos operados en el sistema nervioso periférico10.
Significativamente, aunque algunos autores abogan por diseccionar los tejidos subcutáneos y las fascias musculares sin rodeos o mediante el corte limpio con un bisturí número 15, se recomienda el uso de termocauterización al diseccionar estas estructuras para minimizar el riesgo de hematoma postoperatorio.
Cabe señalar que se han ideado numerosas pruebas para probar diferentes aspectos de la reparación del nervio periférico en la rata, a saber, la regeneración axonal, la reinnervación objetivo y la recuperación funcional, algunas de las cuales están fuera del alcance de este estudio29,,54,,55,,56. Por ejemplo, el análisis cinemático29,36,55 y la evaluación histomorfométrica29,36,57 son ampliamente empleados por múltiples autores. Además, varias de estas pruebas implican variaciones para maximizar la eficiencia y/o reproducibilidad54. Por ejemplo, la algisemetría mecánica (es decir, la evaluación de las respuestas a los estímulos mecánicos dolorosos) puede evaluarse cualitativamente utilizando un filamento von Frey determinado, como se describe en el presente documento, o utilizando semicuantitativamente filamentos von Frey sucesivamente más fuertes, o incluso cuantitativamente utilizando dispositivos electrónicos que aplican presiones crecientes hasta que se observe una respuesta de retirada30,54.
Del mismo modo, aunque varios autores utilizan el análisis de la vía para caminar para evaluar la reparación del nervio de las extremidades anteriores en la rata, otros autores argumentan que las lesiones de MN individuales con frecuencia no producen cambios reproducibles en las huellas de patas10,58,59. Además, algunos han declarado que estos cambios pueden no ser proporcionales a la recuperación muscular10,60. Teniendo esto en cuenta, algunos investigadores han abogado por el uso de análisis de vías de marcha en la pata delantera principalmente al evaluar la recuperación después de aplastar lesiones neve en lugar de después de la reconstrucción del nervio segmental10,50,61.
La prueba de agarre se utiliza ampliamente para evaluar la recuperación motora de los músculos controlados por el MN16,,27. Para garantizar la uniformidad y reproducibilidad de los datos obtenidos con esta prueba, se recomienda aplicar la Prueba de Agarre utilizando la metodología bien establecida propuesta por Bertelli et al.16. Sin embargo, el protocolo actual difiere en que no inmoviliza rutinariamente la pata contralateral para evitar tensiones indebidas11,27. También hay que señalar que otros autores, después de inmovilizar la pata no lesionada, evalúan cuantitativamente la prueba de agarre utilizando un dinamómetro o una escala27,56. Sin embargo, esta evaluación cuantitativa puede verse afectada por la fuerza que el investigador aplica a la cola de la rata26. Además, es difícil distinguir entre la fuerza generada por los músculos flexores digitales (únicamente internado por el MN en la rata y el objeto de la Prueba de Agarre9)de la fuerza producida por los flexores de muñeca, que incluyen el flexor carpi ulnaris que recibe su inervación del nervio cubital9,10,27. Con el fin de tratar de eludir estos posibles sesgos, este protocolo utiliza una escala ordinal similar a la escala del Consejo de Investigación Médica comúnmente utilizada para calificar la fuerza muscular en los seres humanos10,,11,62. Alternativamente, otros autores han descrito la evaluación detallada de la comprensión mediante el análisis de vídeo y un sistema de puntuación basado en vídeo11,63.
Una desventaja potencial de usar el MN en comparación con el nervio ciático es que una mayor cantidad de información está disponible con respecto a este último nervio. Esto, a su vez, puede hacer más difícil comparar los datos obtenidos con el MN con los de trabajos experimentales anteriores46,48,64. Además, el tamaño más pequeño del MN en comparación con el nervio ciático hace que la manipulación quirúrgica sea más difícil8,12,27,56,65.
Contrariamente a la metodología descrita en este documento, la evaluación de la electroneuromiografía se puede realizar utilizando electrodos monopolosos transcutáneos colocados en el brazo y en las regiones nar51. A pesar de ser menos invasivo, este método conlleva el riesgo de confusión potencial debido a la posibilidad de coestimulación del nervio cubital en la región del brazo9,,51.
La mayoría de los autores coinciden en que no todas las pruebas utilizadas en la rata proporcionan resultados concordantes, ya que la reparación del nervio periférico depende de una compleja gama de factores, que comprenden la supervivencia de las neuronas, el alargamiento y la poda axonales, la sinaptogénesis, la recuperación exitosa de los órganos sensoriales denervados y las unidades motoras, y la plasticidad cerebral7,,10,50,,66,,67.
Por último, cabe señalar que una advertencia significativa de modelos de roedores es que los nervios periféricos de rata están mucho más cerca de sus órganos finales y tienen áreas transversales mucho más pequeñas que las estructuras humanas homólogas. Sin embargo, esta diferencia de tamaño garantiza datos experimentales más rápidos en roedores, y mejores resultados generales en ratas en comparación con los seres humanos se esperan68. De hecho, varios autores advierten que se debe tener cuidado al tratar de extrapolar los datos experimentales obtenidos en la reparación de los nervios periféricos utilizando roedores a los seres humanos7,69. Los modelos de primates se consideran más comparables70. Sin embargo, su uso está asociado con las molestas restricciones éticas, logísticas y presupuestarias71.
A pesar de que el nervio ciático es el nervio más comúnmente utilizado en la investigación del nervio periférico, la rata MN presenta múltiples ventajas. Por ejemplo, las lesiones MN se asocian con una menor incidencia de contracturas articulares y automutilación de la pata afectada11,12,16,56. Significativamente, la autotomía posterior a la transección del nervio ciático afecta al 11-70% de las ratas. Esto puede hacer que las evaluaciones actuales como el índice ciático imposible14. Esto, a su vez, hace que la estimación del número de animales necesarios para obtener un poder estadístico determinado engorroso15.
Además, como el MN es más corto que el nervio ciático, la recuperación del nervio se observa antes58,,72,73,74,75,76. Además, el MN no está cubierto por masas musculares, por lo que su disección técnicamente más fácil que la del nervio ciático16. Además, el MN tiene un camino paralelo al nervio cubital en el brazo. Por lo tanto, el nervio cubital se puede utilizar fácilmente como injerto nervioso para reparar lesiones de MN. Finalmente, en los seres humanos, la mayoría de las lesiones del nervio periférico se producen en la extremidad superior, lo que apoya aún más el uso de este nervio en la rata77,78.
Podría decirse que los roedores son los animales experimentales más utilizados en el ámbito de la reparación del nervio periférico48,,79. Como se muestra, la rata MN es un modelo conveniente de lesión y reparación del nervio periférico. De hecho, existen múltiples estrategias estandarizadas disponibles para evaluar la recuperación motora y sensorial, permitiendo una comparación más fácil de los resultados36,,46,,60,,80,,81,,82. Muchos de estos métodos no son invasivos, lo que permite la evaluación diaria.
Además, la fisioterapia es parte del estándar de atención de los pacientes que se recuperan de lesiones en los nervios periféricos. Como se demuestra en este artículo, hay múltiples estrategias para proporcionar un entorno de fisioterapia postoperatoria-como a las ratas sometidas a lesiones MN4,5. Por lo tanto, este modelo es particularmente adecuado para replicar el escenario clínico, facilitando la extrapolación de resultados a la especie humana12,,27,48,56,58,83.
Como se muestra en este artículo, hay múltiples estrategias estandarizadas disponibles para evaluar la recuperación motora y sensorial en el modelo MN de la rata. La mayoría de estos son procedimientos no invasivos, lo que permite la evaluación frecuente. Además, como la mayoría de las lesiones del nervio periférico en la especie humana se producen en la extremidad superior, los ajustes de fisioterapia experimental mencionados pueden imitar más acertadamente la recuperación en el contexto clínico. Podría decirse que esto puede facilitar la extrapolación de los resultados a la especie humana, validando aún más el uso de este nervio en la rata.

Las lesiones del nervio periférico ocurren regularmente como resultado de traumatismos, infecciones, vasculitis, autoinmunidad, neoplasia maligna y/o radioterapia1,2. Desafortunadamente, la reparación del nervio periférico continúa presentando resultados clínicamente impredecibles y con frecuencia decepcionantes3,4. Existe un consenso generalizado de que todavía se necesita una considerable investigación básica y traslacional para mejorar la perspectiva de los afectados4,5,6,7.
La rata MN muestra grandes similitudes con la de los humanos8,9 (Figura 1). Originario del plexo braquial en la región axilar, este nervio desciende al aspecto medial del brazo, alcanzando el codo y ramificándose hasta la mayoría de los músculos del compartimiento ventral del antebrazo. El MN llega a la mano, donde inerva los músculos tenar y los dos primeros músculos lumbricales, así como a parte de la piel de la mano de la rata9 (Figura 1).
Utilizando la rata MN, es posible replicar adecuadamente las lesiones del nervio periférico en humanos10,,11,12. Este nervio tiene varias ventajas potenciales de investigación en relación con el nervio ciático utilizado habitualmente. Debido a que el MN se encuentra en la extremidad anterior de las ratas (similar a las extremidades superiores humanas), puede dañarse experimentalmente con un impacto mucho menor en el bienestar de la rata, en comparación con el nervio ciático, que inerva una porción sustancial de la extremidad pélvica13. Además, en humanos la mayoría de las lesiones clínicas se producen en la extremidad superior, que corresponde a la extremidad delantera de la rata10,11,12,14,15,16.
Este artículo muestra cómo producir diferentes tipos de lesiones MN en la rata. Además, se presentan diferentes formas de simular la fisioterapia postoperatoria. Por último, se describen las pruebas para evaluar la recuperación funcional del MN. Existen múltiples estrategias estandarizadas disponibles para evaluar la recuperación motora y sensorial utilizando un modelo MN de lesión y reparación del nervio periférico, lo que permite una fácil comparación de los resultados. El modelo MN es particularmente adecuado para replicar el escenario clínico, facilitando la extrapolación de resultados a la especie humana.

<table><tbody><tr><td>Acetaminofén</td><td>Amazon</td><td></td><td>https://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG</td></tr><tr><td>Pinzas Acland</td><td>Fine Science Tools</td><td>00398 V</td><td>http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf</td></tr><tr><td>Acland Abrazaderas Simples B-1V (Par)</td><td>Fine Science Tools</td><td>396</td><td>http://www.merciansurgical.com</td></tr><tr><td>Guantes Quirúrgicos Biogel</td><td>Medex Supply</td><td>30465</td><td>https://www.medexsupply.com</td></tr><tr><td>Análisis BSL Sistemas</td><td></td><td>BIOPAC</td><td>https://www.biopac.com/</td></tr> <tr><td>Portaagujas Castroviejo</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>http://s-and-t.ne Aplicador de pinza</td><td>Fine Science Tools</td><td>CAF-4</td><td>http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</td></tr><tr><td>Estimulador de voltaje constante</td><td>Sistemas BIOPAC</td><td>STM200</td><td>https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/</td></tr> <tr><td>Cutasept Desinfectante para la piel</td><td>Bode Chemie</td><td></td><td>http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php</td></tr><tr><td>Dafilon 10-0</td><td></td><td>G1118099</td><td>http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816</td></tr><tr><td>Derf Portagujas 12 cm TC</td><td>Fine Science Tools</td><td>703DE12 http://www.merciansurgical.com</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador de calor seco</td><td>Quirumed</td><td>2432</td><td>http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores</td></tr><tr><td>Dinamómetro</td><td>SAUTER</td><td>FH5</td><td>https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/</td></tr> <tr><td>Configuración de electroneuromiografía</td><td>BIOPAC Systems</td><td>MP36</td><td>https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/</td></tr> <tr><td>Ethilon 5-0</td><td></td><td>W1618</td><td>http://www.farlamedical.co.uk/</td></tr> <tr><td>FLIR Software</td><td>Pinzas FLIR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Graeffe Puntas curvadas</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td>http://www.finescience.de</td></tr><tr><td>Papel cuadriculado</td> Lámpara de calor <td>Ambar</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HL-1</td><td>Harvard Aparato</td><td>727562</td><td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613</td></tr><tr><td>solución de heparina sódica (heparina LEO 10000UI / ml)</td><td>Cauterización</td><td></td> universal <td>http://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml</td></tr> alta <tr><td>temperatura</td><td>Herramientas de ciencia fina</td><td>AA03</td><td>http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp</td></tr><tr><td>Sistema de manta homeotérmica con sonda flexible</td><td>Aparato Harvard</td><td>507220F</td><td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613</td></tr><tr><td>Cámara infrarroja</td><td>FLIR</td><td>E6</td><td>http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/</td></tr> <tr><td>Instrapac - 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métodos funcionales y fisiológicos de evaluación de la regeneración media nerviosa en la rata

Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

El objetivo principal de esta investigación es mostrar cómo crear y reparar diferentes tipos de lesiones medias del nervio (MN) en la rata. Además, se presentan diferentes métodos de simulación de fisioterapia postoperatoria. Múltiples estrategias estandarizadas se utilizan para evaluar la recuperación motora y sensorial utilizando un modelo MN de lesión y reparación del nervio periférico, lo que permite una fácil comparación de los resultados. Se incluyen varias opciones para proporcionar un entorno postoperatorio similar a la fisioterapia a las ratas que han sufrido lesiones por MN. Por último, el documento proporciona un método para evaluar la recuperación de la MN mediante varias pruebas no invasivas (es decir, prueba de agarre, prueba de pin prick, prueba de caminar por peldaño de escalera, prueba de escalada de cuerda y análisis de pista de marcha), y mediciones fisiológicas (termografía infrarroja, electroneuromía, evaluación de la fuerza de flexión y determinación del peso muscular flexor carpi radialis). Por lo tanto, este modelo parece particularmente apropiado para replicar un escenario clínico, facilitando la extrapolación de resultados a la especie humana.
Aunque el nervio ciático es el nervio más estudiado en la investigación del nervio periférico, el análisis de la rata MN presenta varias ventajas. Por ejemplo, hay una menor incidencia de contracturas articulares y automutilación de la extremidad afectada en estudios de lesiones MN. Además, el MN no está cubierto por masas musculares, por lo que su disección es más fácil que la del nervio ciático. Además, la recuperación de MN se observa antes, porque el MN es más corto que el nervio ciático. Además, el MN tiene un camino paralelo al nervio cubital en el brazo. Por lo tanto, el nervio cubital se puede utilizar fácilmente como el injerto nervioso para reparar lesiones de MN. Finalmente, el MN en ratas se encuentra en la extremidad anterior, similar a la extremidad superior humana; en los seres humanos, la extremidad superior es el sitio de la mayoría de las lesiones nerviosas periféricas.

Un total de 34 ratas se dividieron aleatoriamente en los siguientes grupos: Sham (n.o 17), Escisión (n x 17) e Injerto nervioso (n x 10) para la operación. Todas las ratas sobrevivieron a la cirugía y al postoperatorio sin incidentes. Una semana después de la cirugía y durante los siguientes 100 días, todos los animales se sometieron a las pruebas funcionales descritas anteriormente una vez a la semana. Los resultados representativos de cada una de estas pruebas se describen a continuación.
Prueba de agarre
El porcentaje de ratas con una respuesta positiva en la prueba de agarre fue más alto para el grupo Sham. Este valor aumentó gradualmente con el tiempo en ratas de los grupos de Crush y Nerve Graft (Figura 3).
Prueba de Pin Prick
Las ratas del grupo Sham tuvieron las mejores puntuaciones en la prueba acumulativa de pin prick en relación con las ratas del grupo Nerve Graft. Ambos tenían mejores puntuaciones que las ratas en el grupo de escisión (Figura 4).
Prueba de funcionamiento de escalera
La velocidad de las ratas en la prueba de funcionamiento de la escalera fue más alta en el grupo Sham que en las ratas sometidas a la lesión MN. Entre estos últimos, el tiempo para ejecutar la escalera tendió a disminuir con el tiempo, paralelización de la recuperación de MN (Figura 5).
Prueba de cuerda
Al igual que en la prueba de carrera de escalera, el tiempo que las ratas tardaron en subir la cuerda fue más corto en el grupo Sham en comparación con los grupos en los que el MN resultó herido. La velocidad de las ratas en esta prueba aumentó cuando se permitió que el MN se recuperara(Figura 6).
Análisis de pista a pie
El análisis de las pistas para caminar tendió a mostrar cambios en la morfología de las huellas de las patas(Figura 7). Estos cambios fueron a menudo más pronunciados en lesiones por aplastamiento que en lesiones nerviosas segmentales50.
Termografía infrarroja
La termografía fue útil al examinar las diferencias de temperatura entre las patas delanteras en los primeros 30 días después de la cirugía. Las diferencias de temperatura eran más notables en ratas con un MN más gravemente herido, como en las del grupo de escisión (Figura 8 y Figura 9).
Electroneuromiografía
La Tabla 1 resume la importancia biológica de las mediciones de electroneuromiografía, proporcionando resultados representativos para los diferentes grupos experimentales. Se observaron varios patrones con electroneuromiografía. Un CMAP normal era típico de una rata del grupo Sham, mientras que un CMAP polifásico se asoció con un grado variable de lesión del MN, como en los grupos Destelento y injerto nervioso (Figura 10). En el grupo de la Escisión, no se observaron CMAP.
Fuerza de flexión de la muñeca
Dado que la flexión de la muñeca depende principalmente de la MN, esta prueba se utilizó para evaluar la recuperación motora en el territorio de este nervio. La fuerza de flexión dela muñeca era más cercana a lo normal cuando la recuperación era máxima(Figura 11).
Peso muscular y morfología
El peso y la morfología del músculo flexor carpis radialis dependían de la recuperación de MN, ya que este músculo está inervado exclusivamente por el MN9,,10. Así, el peso normal y la morfología se observaron en el grupo Sham. Se observó una pérdida de peso y trofismo muscular en los grupos Crush, Nerve Grafty Escision (Figura 12).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig01.jpg"> Figura 1: Representación esquemática de la anatomía del nervio mediano de la rata. (1) Origen y terminación del nervio mediano en el cerebro de la rata (área verde - área motora primaria; área azul - área sensorial primaria). (2) Sección transversal de la médula espinal a nivel de segmento C7; (3) Nervio axilar; (4) Nervio musculocutáneo; (5) Nervio radial; (6) nervio mediano; (7) Nervio ulnque; (8) Rama medial cutáneo del brazo; (9) Rama medial cutánea del antebrazo; (10) Arteria axilar; (11) Arteria braquial; (12) Arteria mediana; (13) Arteria radial superficial; (14) Arteria Ulnar; (15) Rama motora del nervio mediano hasta el músculo pronator teres; (16) Rama motora del nervio mediano hasta el músculo flexor carpis radialis; (17) Rama motora del nervio mediano hasta el músculo flexor digitorum superficialis; (18) Rama motora del nervio mediano hasta el músculo flexor digitorum profundus; (19) Rama sensorial del nervio mediano a la región de la nar; (20) Arteria palmar común del primer espacio interosseo; (21) Arteria digital radial palmar del primer dígito; (22) Rama motora del nervio mediano a los músculos tenar; (23) Arco arterial palmar; (24) nervio digital radial palmar del primer dígito; (25) nervio digital palmar Ulnar del primer dígito; (26) Arteria palmar común del tercer espacio interosseo; (27) Ramas motoras de las divisiones terminales del nervio mediano a los tres primeros músculos lumbricales; (28) los nervios digitales palmar de Ulnar de los dígitos segundo, tercero y cuarto; (29) Arterias digitales palmar ulnar a los dígitos cuarto y quinto; (30) nervios digitales radiales palmar de los dígitos segundo, tercero y cuarto; (31) Arteria digital radial palmar del quinto dígito; (32) Territorio de la piel del nervio mediano en la pata delantera (región de sombra azul). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig02.jpg"> Figura 2: Fotografía de la extremidad delantera derecha de la rata que muestra la anatomía quirúrgica del nervio mediano en el brazo y las regiones axilares. Cr, craneal; Yo, medial <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig02large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig03.jpg"> Figura 3: Porcentaje de ratas con una prueba de agarre positiva en el grupo experimental diferente durante un período de 100 días después de la cirugía. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig04.jpg"> Figura 4: Evaluación de la nocinación utilizando resultados acumulativos de la prueba de pinchazo en la pata delantera operada normalizada a la pata contralateral en los diferentes grupos experimentales. Las barras verticales representan intervalos de confianza del 95%. Las líneas horizontales en la parte superior de la figura indican diferencias estadísticamente significativas entre los grupos experimentales, ***p&lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig05.jpg"> Figura 5: Velocidad media en la prueba de funcionamiento de la escalera en los diferentes grupos experimentales. Las barras verticales representan intervalos de confianza del 95%. Los asteriscos en la parte superior de la figura indican diferencias estadísticamente significativas entre grupos, *p&lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig06.jpg"> Figura 6: Velocidad media de escalada en la prueba de cuerda en los grupos Sham y Escisión. Las barras verticales representan intervalos de confianza del 95%. Los asteriscos en la parte superior de la figura muestran diferencias estadísticamente significativas entre los grupos, *p&lt;0.05; **p&lt;0.01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig07.jpg"> Figura 7: Parámetros de pista a pie en los diferentes grupos experimentales. Los valores en la extremidad operada se expresan como porcentajes de medios normalizados a la extremidad contralateral. (A) Factor de postura; (B) Longitud de impresión; (C) Factor de propagación del dedo; (D) Factor de propagación del dedo intermedio; (E) Longitud de zancada; (F) Base de soporte. Las barras verticales representan intervalos de confianza del 95%. Las líneas horizontales en la parte superior de la figura indican diferencias estadísticamente significativas entre los grupos experimentales. D30, D60, D90 a 30, 60 y 90 días después de la cirugía, *p&lt;0.05; **p&lt;0.01; p&lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig07large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig08.jpg"> Figura 8: Diferencia media de temperatura registrada por termografía infrarroja. Las gráficas de caja representan la diferencia de temperatura entre la región palmar del nervio mediano en el lado operado (lado derecho) y el lado contralateral (izquierda) en los grupos Sham (n a 17) y Escisión (n a 17), *p&lt;0.05; **p&lt;0.01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig08large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig09.jpg"> Figura 9: Patrón típico de termografía infrarroja de un animal del grupo de escisión durante los primeros 45 días después de la cirugía. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig09large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig10.jpg"> Figura 10: Patrones típicos de potenciales de acción muscular compuesta(CMAP) de un animal de los grupos Sham e Nerve Graft 90 días después de la cirugía. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig10large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig11.jpg"> Figura 11: Evaluación de la fuerza de flexión de la muñeca en ambas patas de 60 días postoperatorias en diferentes grupos experimentales. La fuerza de flexión de la muñeca se evaluó utilizando el área bajo la curva (AUC) durante un período de tiempo de 30 s y utilizando estimulación supratetánica. Las líneas verticales denotan intervalos de confianza del 95%. Las líneas horizontales en la parte superior de la figura resaltan las diferencias estadísticamente significativas entre los grupos, **p&lt;0.01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig11large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig12.jpg"> Figura 12: Flexor carpi radialis peso muscular y apariencia macroscópica 100 días después de la cirugía. (A) Cajas que representan el peso muscular normalizado flexor carpi radialis en diferentes grupos experimentales, **p&lt;0.01; p&lt;0.001. (B) Fotografías de los músculos de los lados derecho e izquierdo en los grupos experimentales Sham y Escision. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig12large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Parámetro</td>
			<td>Importancia del parámetro</td>
			<td>Grupo Sham</td>
			<td>Grupo de escisión</td>
			<td>Grupo NG</td>
		</tr>
<tr>
<td>Umbral de estimulación neurológica (%)</td>
			<td>Evaluación de la regeneración nerviosa, ya que se requiere un número mínimo de fibras nerviosas para producir un CMAP o una contracción muscular visible12
</td>
			<td>281,63 a 271,65</td>
			<td>5359,98 a 3466,52</td>
			<td>2108,12 a 2115,13</td>
		</tr>
<tr>
<td>Umbral de estimulación motora (%)</td>
			<td>Evaluación de la regeneración nerviosa, ya que se requiere un número mínimo de fibras nerviosas para producir un CMAP o una contracción muscular visible12
</td>
			<td>462,52 a 118,91</td>
			<td>1694,10 a 503,24</td>
			<td>1249,50 a 503,24</td>
		</tr>
<tr>
<td>Latencia (%)</td>
			<td>Evaluación de la velocidad de conducción nerviosa en las fibras nerviosas más rápidas, es decir, las fibras mielinizadas más grandes44
</td>
			<td>113,55 a 25,04</td>
			<td>N/A</td>
			<td>132,80 a 69,95</td>
		</tr>
<tr>
<td>Velocidad de transducción neuromuscular (%)</td>
			<td>Evaluación de la velocidad de conducción nerviosa en las fibras nerviosas más rápidas, es decir, las fibras mielinizadas más grandes44
</td>
			<td>92,01 a 20,88</td>
			<td>N/A</td>
			<td>91,30 a 26,51</td>
		</tr>
<tr>
<td>Amplitud de CMAPs (%)</td>
			<td>Evaluación del número de unidades motoras reinnervated34
</td>
			<td>110,63 x 45,66</td>
			<td>N/A</td>
			<td>41,60 a 24,84</td>
		</tr>
<tr>
<td>Duración de los CMAP (%)</td>
			<td>Evaluación de la sincronía de la inervación muscular, que depende del grado de reinnervación muscular y mielinización de las fibras motoras de inervación44,45
</td>
			<td>101,12 a 23,92</td>
			<td>N/A</td>
			<td>151,06 a 54,52</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">
NG, injerto nervioso CMAPs, potencial de acción muscular compuesta. N/A, no aplicable Todos los parámetros se expresan como porcentajes de los valores contralaterales promedio. Las variables numéricas se expresan como promedio de desviación estándar.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 1: Evaluación electroneuromiográfica al final del experimento.

Presentado es un protocolo para producir diferentes tipos de lesiones del nervio mediano (MN) y reparación en la rata. Además, el protocolo muestra cómo evaluar la recuperación funcional del nervio utilizando varias pruebas conductuales no invasivas y mediciones fisiológicas.

Métodos funcionales y fisiológicos de evaluación de la regeneración media nerviosa en la rata

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

Usando el nervio mediano de la rata, es posible replicar adecuadamente, lesiones del nervio periférico en los seres humanos. Clínicamente, la mayoría de estas lesiones se producen, en la extremidad superior que presta apoyo al uso de este modelo experimental. En este artículo vamos a mostrar, cómo producir diferentes tipos de lesiones nerviosas medianas en la rata.Además, ilustraremos cómo evaluar la recuperación funcional de este nervio usando varias pruebas. El nervio mediano se origina a partir de los segmentos de la médula espinal C6 a T1. El nervio mediano se resalta en verde. En este video, las cortinas quirúrgicas no se utilizan con fines de demostración.Por favor incluya una cortina mientras realiza la cirugía. La piel en el aspecto medial del brazo derecho y la región pectoral se incisa hasta el plano de fascias profundas. Los vasos sangrantes están cuidadosamente ligados.A continuación, la fascia braquial se corta cuidadosamente, teniendo cuidado de no dañar las estructuras vasculares y nerviosas, en el aspecto medial del brazo. Un par de tijeras se abre sin rodeos debajo, la inserción terminal del músculo pectoral mayor, con el fin de burlarse de este músculo, lejos de la arteria y vena axilar subyacente, así como de las ramas terminales del plexo braquial. La inserción de pectoral músculo mayor, luego se divide con una cautey eléctrica.El músculo pectoral menor se expone y corta. El nervio medial se disecciona sin rodeos de los vasos braquiales y del nervio ulnar hasta la región del codo. Ahora es posible observar, las diferentes ramas terminales del plexo braquial, a saber, la mediana, el Ulnar, el radial, el axilar, y los nervios musculocutáneos.Con el nervio mediano expuesto y aislado se pueden inducir diferentes lesiones mecánicas. Se puede crear un grupo Sham, diseccionando únicamente el nervio mediano. En el grupo de aplastamiento, el nervio mediano se comprime, utilizando fórceps de microcirugía durante 15 segundos.El grupo de escisión es el resultado de la eliminación de un segmento de 10 milímetros de largo del nervio mediano. El muñón proximal del nervio mediano está ligado con el 8-0 sutura de nylon para prevenir el crecimiento axonal. Alternativamente, es posible rotar el segmento extirpado 180 grados y utilizarlo como un injerto nervioso autólogo.En este caso, los tocones proximales y distales de la sección en el nervio de medios se suturan al injerto nervioso utilizando puntos de nylon 10-0. La fisioterapia es parte del estándar de atención de los pacientes que se recuperan de lesiones del nervio periférico. Existen múltiples estrategias para proporcionar fisioterapia postoperatoria a las ratas, que se han sometido a lesiones nerviosas medianas.Es importante elegir ratas jóvenes y permitirles tener contacto con los instrumentos de fisioterapia antes de la cirugía. Esto garantiza una adaptación más fácil y rápida a los ajustes de ejercicio. Además, los instrumentos de fisioterapia deben permitir que las ratas tengan cierto grado de libertad e idealmente permitirles realizar movimientos finos con las sierras delanteras.Hay varias maneras de realizar la fisioterapia. Por ejemplo, se pueden utilizar esferas individuales. Coloque la rata dentro de la esfera y luego colóquela en una habitación con pocos obstáculos.Deja que explore la habitación durante media hora. Haz esto una vez al día. Las ratas también se pueden alojar en jaulas individuales.Con ruedas de running incorporadas. De esta manera, las ratas pueden hacer ejercicio, tanto como quieran y cuando lo deseen. Otra posibilidad es acomodar, las ratas en grupos en jaulas más grandes.Personalice las jaulas utilizando cueros, cuerdas, ruedas de running y otros elementos de enriquecimiento ambiental. Esto les permite una amplia libertad de movimiento, de acuerdo con su comportamiento exploratorio natural y permite a las ratas familiarizarse, con algunos de los elementos presentes, en las pruebas funcionales. Antes de realizar las pruebas funcionales, familiarice a las ratas con las golosinas que eligió para utilizar como refuerzo positivo.Realice las pruebas por la noche, cuando las ratas son naturalmente más activas. Comience con una prueba de agarre. Coloque la rata en la rejilla y levántela por su cola dejando que agarre la rejilla.Cuando la rata es capaz de agarrar la rejilla, con una fuerza similar con ambas sierras delanteras. Significa que el nervio mediano está funcionando y la prueba de agarre se considera positiva. Si no puede agarrar la rejilla con la pata lesionada, la prueba de agarre se considera negativa.Para la prueba pin Prick, coloque la rata en la plataforma y espere unos minutos hasta que desaparezcan las actividades exploratorias y de aseo mayor. Comience cuando la rata esté estacionaria y de pie sobre las vicadas delanteras. Con la ayuda del espejo, inserte el cabello de Von Frey a través de la malla para pinchar el aspecto palmar de la sierra delantera.Repita esto cinco veces en cada apuel, alternativamente, esperando unos segundos después de cada evaluación. Puntuar la respuesta de retirada de la siguiente manera, cero para ninguna respuesta de abstinencia, si la rata retira lentamente la pata del filamento y dos si la rata responde rápidamente al estímulo y elimina la pata o lame la pata. Coloque la rata en la parte inferior de la escalera y toque suavemente la cola de la rata.Encienda el temporizador una vez que la rata comience a caminar y deténgalo una vez que sus hocicos crucen la entrada de las cajas. Registre la hora y repita la prueba tres veces. Coloque la rata en la parte inferior de la cuerda y persuadirla para que la suba tocando suavemente su cola.Considere la prueba válida si el animal no lo hace, dude durante la tarea o deja de escalar. Arranca el temporizador una vez que el animal inicia la escalada y detente en el momento en que el hocico de la rata cruza la entrada de la plataforma. Dale a la rata un refrigerio después de realizar las tareas correctamente y dejarla, unos minutos de descanso antes de repetirlo.Coloque un pedazo de papel gráfico en el suelo de los pasillos. Luego, agarra a la rata por su cola y deja que sostenga el pincel de pintura, impregnado en azul de metileno. Colóquelo en la entrada del pasillo para hacerlo caminar dentro de la caja.Retire el papel gráfico del suelo de los pasillos y repita las pruebas hasta obtener una buena y representativa impresión de ambas sierras delanteras. A partir de las impresiones obtenidas, seleccione una con una buena impresión de las sierras delanteras sucesivas y mida los siguientes parámetros. Longitud de impresión, extensión de dedo, extensión intermedia de los dedos y factor de postura.Finalmente medir la distancia entre el segundo dedo de dos impresiones sucesivas, la longitud de zancada. Para realizar la Evaluación Termográfica, coloque un pedazo de pegamento de doble cara en la esponja. Coloque la rata en él y pegue las sierras delanteras como se muestra.Espere un minuto para disipar el intercambio de calor del manejo de las patas de la rata. Agarre la cámara en un ángulo de 90 grados y aproximadamente 30 centímetros de distancia de las ratas. Hacer dos adquisiciones.Primero, un termograma de cuerpo completo, luego, aproximiendo la cámara a la parte superior del cuerpo de la rata, hacer el segundo. A partir del termograma obtenido, encontramos una región de interés correspondiente a la zona palmar de las sierras delanteras. Mida los valores de temperatura media, mínima y máxima de esa área en ambas patas y calcule las diferencias de temperatura.Para realizar la siguiente evaluación, exponga el nervio mediano en ambos lados como se explicó anteriormente. Comience colocando la rata en su espalda y coloque el electrodo que acaba de mostrar en la piel. Los electrodos de tierra en el muslo de la rata y los electrodos de estimulación y grabación, en la extremidad superior izquierda.Ponga un electrodo de grabación, en el vientre muscular Flexor digitorum sublimis, y los electrodos de estimulación, aproximadamente en el nervio mediano. Comienza la adquisición con una amplitud de estímulo de 10 milivoltios y aumenta gradualmente, en pasos de 10 milivoltios hasta llegar a dos voltios. Durante la adquisición, registre la amplitud de estímulo para la primera flexión de los dedos visibles.Ese es el umbral de estimulación motora. La amplitud mínima de estímulo, necesaria para obtener un potencial de acción muscular compuesta, C.M.A.P.is un umbral de estimulación neurológica. Por último, seleccione un C.M.A.P representativo, en respuesta a un estímulo supramáximo y mida los siguientes parámetros, Latencia, Amplitud y Duración.Para realizar la evaluación de la fuerza de flexión, en primer lugar pasar un bucle de sutura de seda de cinco o seis a través del área palmar de cada anteéptica y dejarlo con cinco centímetros de longitud. Coloque la rata sobre su espalda. Comience con la sierra delantera izquierda, enganche la línea de sutura en el gancho del dinamómetro y alinee la parte delantera con el dinamómetro, sin poner demasiada tensión en el gancho.Sostenga los electrodos estimulantes, aproximadamente en el nervio mediano. Ajuste la amplitud del estímulo a 1,5 voltios y registre la fuerza instantánea durante 30 segundos. A partir de la gráfica obtenida, analice los valores de fuerza máxima, mínima y media y el área debajo de la curva.El Flexor carpi radialis, que es invadido por el nervio mediano, se elimina bilateralmente y se pesa en una escala de precisión. Con respecto a algunos resultados representativos, en la prueba de agarre, el porcentaje de ratas con una respuesta positiva, es más alto en el grupo Sham y aumenta gradualmente con el tiempo, en ratas del grupo de injerto nervioso. Los resultados de la prueba pin Prick son más altos, en el grupo Sham en comparación con los de los grupos Dejerto o Escisión.La velocidad de la rata en la prueba de Carrera de escalera.es más alta en el grupo Sham.que la rata se somete a una lesión de laboratorio medial. Entre el encendedor, el tiempo para correr la escalera, tiende a disminuir con el tiempo paring Recuperación del nervio mediano. Análogamente a lo que se observa en la prueba de Escalera corriendo, el tiempo que las ratas tardan en subir la cuerda, es inferior en el grupo Sham, en comparación con los grupos en los que el nervio mediano está herido.La velocidad de la rata, en esta prueba, aumenta en las ratas, en la que se permite que un nervio mediano se recupere. Como se muestra en estos gráficos de barras, el análisis de ratas que caminan, tiende a mostrar cambios en la morfología de las huellas de las patas. Estos cambios son a menudo más pronunciados, en lesiones de aplastamiento que en lesiones de nervios segmentarios.Este gráfico muestra que la termografía parece ser. una herramienta útil para buscar diferencias de temperatura, entre las sierras delanteras en los primeros 30 días después de la cirugía. Esas diferencias de temperatura son más notables, en ratas con el nervio mediano más gravemente lesionado, como en los del grupo de escisión. La fuerza de flexión de la rata está directamente correlacionada, con el grado de recuperación del nervio.Estar más cerca de la normalidad cuando la recuperación es máxima, como se puede ver en estos gráficos de barras que comparan la fuerza, tanto en las patas en la Escisión como en los grupos de Injerto Nervioso. En cuanto a la electroneuromiografía, se pueden observar varios patrones. Un potencial normal de C.M.A.P., es típico de una rata del grupo Sham.Mientras que el C.M.A.P.is polifásico se asocia, con un grado variable de lesión del nervio mediano, como sucede en el aplastamiento y en los grupos de injerto nervioso. En el grupo de la escisión, no hay C.M.A.P.La onda y la morfología de la flexor carpi radialis dependen de la recuperación del nervio mediano. Estas dos imágenes muestran estos músculos.en los grupos Sham y Escisión.Como se muestra en este artículo, el nervio de la mediana de la rata es un modelo conveniente de lesión y reparación del nervio periférico. Múltiples estrategias estandarizadas están disponibles para evaluar la recuperación motora y sensorial. Muchos de ellos no son invasivos, lo que permite una evaluación diaria.Por último, los entornos experimentales de fisioterapia, pueden simular la recuperación en el contexto clínico, facilitando la estipulación de resultados para la especie humana.

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Investigación

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